Artigo de método

Preparação fatia, cultura de tecidos organotípicas e Gravação luciferase de Atividade Gene Relógio no núcleo supraquiasmático

36.4K vistas

⸱

DOI:

10.3791/2439

⸱

15 de fevereiro de 2011

 ,  ,  , 
1Swedish Medical Nanoscience Center, Department of Neuroscience, Karolinska Institutet

* These authors contributed equally

Neste artigo

Resumo

O processo de preparação de fatias contendo o adulto do rato hipotálamo núcleo supraquiasmático (SCN), e uma maneira rápida para a cultura do tecido SCN em condições organotípicas cultura, são relatados. Além disso, a medição da oscilação expressão da proteína do gene do relógio usando a tecnologia dinâmico repórter luciferase é descrito.

Resumo

A central de relógio (~ 24 h) circadiano coordenação ritmos diários na fisiologia e comportamento reside no núcleo supraquiasmático (SCN), localizado no hipotálamo anterior. O relógio está diretamente sincronizada com a luz através da retina e nervo óptico. Oscilações circadiano são geradas pela interação loops de feedback negativo de um número dos chamados "genes do relógio" e seus produtos protéicos, incluindo o período (por) genes. O clock do núcleo também é dependente despolarização da membrana, cálcio e cAMP 1. O SCN apresenta oscilações diárias na expressão dos genes, atividade metabólica e atividade elétrica espontânea. Notavelmente, esta atividade cíclica endógena persiste em fatias de tecido adulto do SCN 2-4. Desta forma, o relógio biológico pode facilmente ser estudados in vitro, permitindo investigação molecular, eletrofisiológica e metabólicas da função marca-passo.

O SCN é uma pequena estrutura bem definida bilateral localizada logo acima do quiasma óptico 5. No rato que ele contém ~ 8,000 neurônios em cada núcleo e tem dimensões de cerca de 947 mM (eixo de comprimento, rostrocaudal) x 424 M (largura) x 390 M (altura) 6. Para dissecar o SCN é necessário cortar uma fatia do cérebro ao nível específico do cérebro onde o SCN podem ser identificadas. Aqui, descrevemos o processo de dissecação e corte do SCN, que é semelhante para o rato e cérebro de ratos. Além disso, mostramos como a cultura de tecidos dissecados organotypically em uma membrana 7, uma técnica desenvolvida para a cultura de tecidos SCN por Yamazaki et al. 8. Finalmente, demonstrar como tecidos transgênicos podem ser usados ​​para medir a expressão de genes relógio / proteínas usando a tecnologia dinâmico repórter luciferase, um método que originalmente era usado para as medições circadiano por Geusz et al. 9. Nós aqui usam tecidos SCN da transgênicos knock-in período2:: ratos luciferase produzido por Yoo et al 10.. Os ratos contêm uma proteína de fusão do período (PER) 2 ea luciferase enzima vaga-lumes. Quando PER2 se traduz na presença do substrato para a luciferase, ou seja, a luciferina, a expressão PER2 podem ser monitorados como bioluminescência quando luciferase catalisa a oxidação da luciferina. O número de fótons emitidos positivamente correlacionada com a quantidade de proteína produzida PER2, e os ritmos bioluminescência corresponder ao ritmo de proteínas PER2 in vivo 10. Desta forma, a variação cíclica na expressão PER2 pode ser continuamente monitorado em tempo real durante muitos dias. O protocolo que seguimos para cultura de tecidos e gravação em tempo real bioluminescência tem sido exaustivamente descrita por Yamazaki e Takahashi 11.

Protocolo

1. Preparação solução

  1. Meio de cultura com ar-buffering capacidade
    1. Encher uma garrafa de 1 litro com cerca de 800 mL estéreis H 2 O (MilliQ autoclavada H 2 O).
    2. Agitando, adicione e misture as seguintes substâncias: 1 recipiente de glicose baixa, sem soro DMEM 2902 pó sem bicarbonato de sódio e fenol vermelho (vermelho de fenol interfere com o sinal de bioluminescência), 20 mL B27 suplemento 50x, 4,7 mL de uma NaHCO 3 7,5% solução (ou 0,35 g NaHCO 3), 10 mL HEPES 1M, 2,5 mL PenStrep 10.000 U / mL e 3,5 g de D-glucose. Deixe o médio mexa até que os ingredientes são completamente dissolvido.
      O meio de final (1 litro) conterá:
      1x DMEM, 1x B27 suplemento, 4,2 mM NaHCO 3, 10 mM HEPES, 25 U / mL de penicilina, 25 U / mL de estreptomicina e 19 mM D-glicose.
    3. Ajustar o pH para 7,2, utilizando NaOH para diminuir ou HCl para aumentar o pH, e trazer o volume até 1 litro com estéril H 2 O.
    4. Ajuste osmolalidade com H 2 O (osmolalidade diminuição) ou glicose D-(osmolalidade aumento). A osmolalidade deve estar entre 285-315 mOsm / Kg, mas o intervalo ideal é 300-310 mOsm / Kg. Não diluir o meio mais de 5%.
    5. Filtro de meio de cultura usando conjuntos de vácuo Corning filtração estéril (por exemplo, 2 x 500 mL com dimensão de poro 0,22 mm) em um capuz estéril. Manter o meio em 4 ° C e proteger da luz usando uma folha de alumínio. Recomendamos que o meio é usado dentro de 3 meses.
  2. Balanceada de Hank sal solução tampão (HBSS) com suplementos (por fatias de corte)
    1. Encha uma garrafa de vidro 1 litro com ~ 600 mL estéril (autoclavada MilliQ) H 2 O e adicione as seguintes substâncias: 100 ml de caldo de HBSS 10x, 10 mL penicilina estreptomicina-10000 U / mL, 5 mL de um 7,5% NaHCO 3 e solução 10 mL HEPES 1M.
      A solução de corte final conterá:
      1x HBSS, 10 mM HEPES, 4,5 mM NaHCO 3, 100 U / mL de penicilina e estreptomicina 100 U / mL.
    2. Verificar o pH e, se necessário, ajustar o pH para 7,2 e trazer o volume até 1 litro com estéril H 2 O.
    3. Verificação da pressão osmótica, que deve estar entre 285-315 mOsm / Kg.
    4. Resfriar o HBSS a 4 ° C. O buffer de HBSS precisa ser muito fria (4 ° C) durante o corte / corte procedimento, a fim de derrubar o metabolismo e preservar a viabilidade do tecido.

2. Antes de preparações Fatias de corte e Cultivo

  1. Os tecidos são cultivadas em uma câmara quente e seco, sem CO 2. Para evitar ressecamento as culturas precisam ser seladas com óculos tampa instalada para os pratos de massa. Para este fim, preencher 5 mL seringas com base de silicone graxa de vácuo. Cobrir as pontas de seringa com pequenos pedaços de papel alumínio e autoclave-los. Além disso, autoclave filtro de papel (usado durante a corte procedimento).
  2. Direito antes de cortar procedimento, aplique graxa de vácuo autoclavado na superfície do anel superior de 35 milímetros pratos petri. Prepare uma placa de Petri separadas para cada cultura fatia.
  3. Antes de iniciar o corte procedimento de todos os instrumentos não estéreis, lâminas de barbear, lâminas vibratome, óculos de tampa e outro material usado para o procedimento de corte e cultura devem ser esterilizados. Spray de todos os equipamentos não esterilizados com álcool 70%. Expor os instrumentos e as placas de Petri untada com UV em uma capa estéril para pelo menos 30 minutos de exposição UV antes cultivo.
  4. Ao mesmo tempo, encher um tubo de Falcon com ar-buffering meio de cultura (contagem de 1,2 mL para cada cultura, para preparar 8 culturas, por exemplo, média de 10 mL) e adicione luciferina recém-descongelado (0,1 M solução estoque; Promega, Madison, WI) (10 luciferina mL a 10 mL médio; concentração final 0,1 mM).
  5. A luciferina é sensível à luz e soluções tanto de ações e do meio-luciferina contendo precisam ser protegidos da luz. Coloque o tubo de Falcon com luciferina médio em uma câmara de aquecimento escuro 36-37 ° C. Se necessário, a luciferina também pode ser adicionado diretamente na placas de cultura no momento da corte. Se luciferina não é adicionado, não haverá reação luz entre luciferase e luciferina e, portanto, nenhum sinal do tecido.
  6. Após a exposição UV, anexar uma lâmina estéril para o vibratome.

3. SCN Slicing Procedimento

O procedimento a seguir descreve corte de adultos, geralmente 2-4 meses de idade, C57/BL6 camundongos. Atenção: o procedimento de corte, bem como a exposição à luz do animal durante a noite, pode diferencialmente redefinir a fase do SCN. Para evitar isso, o corte eo cultivo deve ser realizado durante as horas de luz, de preferência entre ZT 12/06, quando não há mudanças substanciais fase devido ao procedimento ocorrer 12. Se SCN tem que ser amostrados em trevas, 3.1 e 3.2 devem ser realizados no sinal vermelho ou com óculos de noite para evitar mudanças de luz induzida por fase.

  1. Anestesiar o mouse de preferência por isofluorano (Baxter) em um glass câmara. Quando o animal perdeu sua dor reflexos (verifique apertando com as unhas nas patas), mas ainda não parou de respirar (para manter o suprimento de oxigênio máximo de tempo possível), rapidamente decapitar a cabeça com um par de tesouras ou similares.
    Por favor note: em alguns países CO 2 exposição (hipercapnia) ainda é permitido como método anestésico, embora tenha sido relatado para promover a ansiedade animal. Além disso, o deslocamento cervical pode ser necessária antes de decapitação. Por favor, siga as legislações locais, quando a eutanásia de animais.
  2. Remove os olhos da cabeça com uma tesoura, a fim de evitar o cansaço e excitação adicional do nervo óptico, que pode danificar o SCN.
  3. Se ainda ligado, retire a vertebrados última cervical com uma tesoura, retire a pele (Fig. 1a) e fazer dois cortes com um belo par de tesouras (por exemplo, uma tesoura de íris), um corte em cada lado do crânio ao longo dos lados, tornando assim uma "tampa" removível.
  4. Abrir o crânio com uma ferramenta de micro rongeur (multa tesouras de dissecação também pode ser usado em um mouse) e remover todos os ossos até o bulbo olfatório pode ser visto. Trabalho nunca para cima, pressionando o cérebro com a ferramenta, a fim de evitar danos do SCN ventral (Fig 1b).
  5. Corte cuidadosamente o nervo óptico entre os bulbos olfativos e os hemisférios usando micro fina dissecação tesoura primavera. Certifique-se que o nervo é completamente cortada desde alongamento do nervo óptico pode levar a danos no SCN e fatias de ruptura.
  6. Gire a cabeça para baixo e deixe que o cérebro intacto cair (se ainda ligado ao cérebro, outros nervos cranianos pode precisar de ser cortado caudal ao nervo óptico) em um recipiente (por exemplo, uma placa de Petri de vidro ≈ 10 cm) preenchido com 50-100 mL HBSS frio permitindo um rápido resfriamento do cérebro. Idealmente, os dois nervos ópticos devem permanecer intacta (Fig 1c). Manter o cérebro em HBSS 30-60 segundos para se certificar de que o cérebro é resfriado.
  7. Use uma colher ou similar e colocar o cérebro refrigerados, superfície dorsal para cima, sobre uma superfície de corte estéril (por exemplo, um vidro de tampa placa de Petri de cabeça para baixo). A fim de preparar um corte coronal, faça um corte perpendicular com lâminas de barbear ou bisturis esterilizados entre os hemisférios cerebrais eo cerebelo, removendo assim o cerebelo.
  8. Aplicar supercola na plataforma seca pertencente ao vibroslicer / vibratome.
  9. Pegue o cérebro (hemisférios cerebrais, sem cerebelo e sem bulbos olfativos), inserindo um acentuado, fórceps curvos na parte rostral e cuidadosamente secar o HBSS em um papel filtro estéril, ainda segurando o cérebro com a pinça. (Ao invés de inserir uma pinça, um pequeno pedaço de papel de filtro estéril pode ser usado para prender e transferir o cérebro).
  10. Corrigir os hemisférios para a plataforma colado com a ponta para cima rostral e superfície ventral mais próximo à lâmina de corte. Anexar a plataforma no suporte pertencentes à vibratome (por exemplo, de Campden Instruments, UK) e imediatamente preenchê-lo com HBSS frio. Se o corte perpendicular é feita corretamente, os hemisférios devem estar em linha reta até proporcionando assim um bom ângulo necessário para fazer um corte coronal contendo o SCN bilateral.
  11. A fim de alcançar a área SCN-alvo, começar a cortar seções mais espessas (500-800 mm) dos hemisférios em alta velocidade ou máximo do vibratome. Movendo a lâmina pode ser bastante rápido no início antes de atingir o hipotálamo, mas deve ser mais lento quando o quiasma óptico torna-se visível (alta freqüência da lâmina de vibração e movimento lento na horizontal diminui o dano celular durante o corte, aumentando assim a viabilidade fatia). Reduzir as seções de 100 mm, quando o quiasma óptico torna-se maior (mais largo) e comissura anterior torna-se menor. A fim de adquirir uma seção mid-SCN, trabalho sozinho "down" (sentido caudal) até os núcleos SCN dois começam a aparecer. A lupa pode ser necessário para a visualização dos núcleos. Atenção: o SCN no cérebro do rato fica mais caudal do quiasma óptico em comparação com o cérebro do rato.
  12. Quando o nível desejado de SCN foi alcançado (o SCN vai neste momento aparecem como mais definida, redonda ou estruturas em forma de amêndoa; 1d Fig; aproximadamente bregma-0.46--0,70 mm para a região centro do SCN em camundongos 13, bregma - 0,92 mm para -1,40-rat 14), cortar a seção SCN (Fig. 1e). Espessura adequada da fatia é para o mouse 250 ± 50 mm; para rato 350 ± 50 mm.
  13. Usando uma escova macia, levante e transferência da fatia SCN para uma tampa de uma placa de petri de tamanho médio, cheios de HBSS frio, colocado sob um microscópio de dissecação ou estereoscópio. Verifique se sob a ampliação do SCN bilateral é claramente visível. Se o meio-região do SCN será escolhido (que pode não ser necessariamente o único nível fatia "ideal", mas que nós consideramos é a maneira mais fácil de padronizar o procedimento de corte e reduzir a variação), ele deve ser visto claramente pelo menos em um lado doseção fatia. Se o corte era muito rostral, fazer uma outra seção e verifique se o SCN sob a ampliação.

4. Cultura SCN organotípicas

  1. Na tampa placa de petri preenchida com HBSS, dissecar o SCN bilateral como um tecido quadrado (~ 1,5 milímetros de cada lado) com um par de bisturis esterilizados sob um microscópio de dissecação. Um pequeno pedaço do quiasma permanecerá ligado ao explante, mas não há outros núcleos deverão ser incluídos. Corte o mais próximo possível, sem remoção de tecido SCN.
  2. Se apropriado para o experimento planejado, o SCN bilateral pode então ser cortada ao meio para obter duas SCN unilateral. Um SCN unilateral pode então ser usado como controle (Fig 2a).
  3. Preencha 1200 mL da luciferina médio em uma placa de Petri ≈ 35 mm e coloque uma membrana cultura (Milli-CM 0,4 mM, Millipore, Bedford, MA) no topo da superfície do líquido (2b). O volume de meio de cultura é fundamental, pois a membrana cultura deve sentar-se firmemente na base da placa de cultura, e não flutuar ou rocha no meio de 11. Certifique-se que não há bolhas de ar sob a membrana. Evitar a exposição desnecessária de luz quando se trabalha com luciferina.
  4. Os explantes são pequenas e difíceis de pegar. Portanto, use uma pipeta 1000 mL + ponta para sugar o explante SCN na ponta e pressione-o para fora da membrana. No caso de o explante é demasiado grande para caber facilmente em uma ponta da pipeta 1000 mL (por exemplo, SCN rato, e rato SCN bilateral) a ponta pode ser cortado com uma ferramenta estéril para criar uma maior abertura. Descartar HBSS excessiva sobre a membrana com a pipeta. Para a gravação de luciferase, coloque apenas um SCN / prato (Fig. 2b), como os tubos de gravação detectar todos os fótons emitidos a partir do prato e não distinguir entre sinais de diferentes tecidos.
  5. Selar o prato com uma tampa de vidro (≈ 40 mm, Menzel-Glaser, Alemanha) e graxa de vácuo (Dow Corning Corp, EUA) 11. Verifique se a vedação é apertado (Fig 2c). Se não, o selo com mais gordura.
  6. Transferir as placas para uma câmara de 36-37 ° C à prova de luz e começar a PMT-gravações imediatamente.

5. Medição da atividade de luciferase pela bioluminescência de gravação

Sinais luciferase induzida bioluminescência do tecido SCN pequenos são detectados e amplificados com photonmultiplier tubo de assembléias (PMT) detector montado dentro de uma câmara de luz apertado. Os PMTs são normalmente posicionados ~ 1-2 cm acima da placas de cultura 8. PMT configurações de gravação podem ser feitos ou estão disponíveis comercialmente 11.

  1. Coloque o prato em um PMT (o calor produzido a partir da PMT irá remover a condensação no vidro da tampa) e feche a câmara. Certifique-se que a câmara é de 100% à prova de luz como a contagem de PMTs escuro usado para tecidos SCN é muito baixo (menos de 20 fótons / min). Os PMTs detectar até mesmo a fuga mais fraca luz.
  2. Iniciar a aquisição de dados, que é realizado com o software (por exemplo LumiCycle; Actimetrics Inc., Wilmette, IL, EUA). Contagens de fótons são integrados em intervalos de 10-10 min para chegar em alta resolução da expressão de genes / proteínas.
  3. Depois de terminada a gravação, a expressão obtidos circadiano do gene / proteína pode ser analisada com o software adequado (Origin, OriginLab, Northampton, MA, EUA; ClockLab, Actimetrics; LumiCycle, Actimetrics Inc; Chrono, Till Roenneberg, da Universidade de Munique, Munique, Alemanha) para determinar fase, período (tempo para um ciclo) e da amplitude do ritmo. A expressão máxima do gene ou proteína é principalmente usado como ponto de referência e é definido como a maior quantidade de fótons durante um ciclo. Os dados podem ser suavizados, antes do período de análise de fase e amplitude, especialmente se a relação sinal / ruído é baixa. A linha de base às vezes muda e precisa ser subtraído antes as análises são realizadas.

6. Resultados representativos:

Nós aqui apresentar o PER2 oscilatório:: LUC expressão como ler para a viabilidade ea condição do tecido cultivado. Em condições óptimas, e se o tecido está vivo, o PER2:: Expressão LUC oscila com um ritmo circadiano, como mostrado na figura 3. PER2 no SCN é maximamente expressa normalmente em torno de Zeitgeber Tempo 12-13 (ZT onde 12 representa luzes apagadas em um 12:12 hr luz: ciclo escuro). A maior em tamanho do tecido vivo é, quanto maior a contagem de fótons se torna. No entanto, o tamanho ea espessura do tecido organotypically cultura deve ser mantido pequeno, a fim de manter o tecido viável, preferivelmente não maior que 15 mm 2 11 e não mais grosso do que 500 mm 7. O SCN, se dissecados como descrito aqui, tipicamente mostra contagens de fótons entre 10.000-40.000/min se o tecido é amostrado a partir de um PER2 homozigótica:: animal LUC. A amplitude da oscilação nas culturas SCN organotípicas é normalmente muito alta durante o primeiro ciclo, em comparação com os ciclos seguintes. Não está inteiramente claro por que o primeiro ciclo tem amplit muito altaude. Uma possível explicação é que uma parcela substancial de células no tecido podem morrer logo após o corte inicial e cultura, portanto, não utilizando luciferina após o primeiro ciclo. O procedimento de corte também pode causar excitação excessiva, o que poderia amplificar o sinal luciferase durante o primeiro ciclo.

A Figura 3 mostra os traços de luminescência de fatias SCN e contém um trace (vermelho) obtido a partir de uma fatia que não foi inicialmente saudáveis. Tecidos mortos ou insalubre têm baixa baselines contagem de fótons. (Além disso, tecidos mortos frequentemente dissociar no prato e não pode ser removido da membrana em uma peça.)

A técnica descrita neste relatório pode ser usado beneficamente em experimentos farmacológicos. A Figura 4 mostra um traço de uma cultura que nós tratamos entre os dias 1 e 2 com um bloqueador dos canais de HCN (ZD7288, 10 mM). Como pode ser visto na figura e, como publicado anteriormente 15, o bloqueador reduziu significativamente a amplitude da oscilação circadiana dos PER2, no entanto, após a lavagem com meio de cultura normal, a oscilação voltou, mostrando que o bloqueador de afetou o relógio molecular, mas a tecido era viável e saudável.

Figura 1
Figura 1. Corte procedimento
A) A cabeça de um rato sacrificados decapitado com os olhos ea pele removida. B) O crânio é removida com uma ferramenta rongeur micro. Ao usar a ferramenta, é preciso trabalhar para cima e nunca pressione o cérebro com a ferramenta. C) O cérebro mostrado de cabeça para baixo (até face ventral), sem bulbos olfatórios. O quiasma óptico branca com as duas intactas nervos ópticos pode ser visto. O núcleo supraquiasmático (SCN, as fronteiras marcadas com cor vermelha) está localizado próximo ao quiasma óptico. D) E Um cérebro coronalmente corte ligado à plataforma no vibroslicer, ao nível do SCN.) Seção cérebro Coronal (250 mm de espessura) contendo o quiasma óptico (OC), terceiro ventrículo (3V) e os núcleos bilateral supraquiasmático (SCN).

Figura 2
Figura 2. Cultura de tecidos organotípicas.
A) Os dois núcleos SCN unilateral (inserir) dissecada da fatia mostrado. B) prato Cultura (35 mm placa de Petri), com membrana de cultura, médio e explante, mas sem graxa de vácuo e tampa de vidro. O meio (1,2 mL) pode ser visto como líquido entre o prato ea membrana. Um núcleo SCN unilateral é colocado na membrana cultura. O branco parte do tecido de pequeno porte é um pedaço do quiasma óptico (inserir). C) A placa de cultura com sua membrana e seu tecido SCN, vedados com graxa de vácuo e uma tampa de vidro redondo.

Figura 3
Figura 3. Gravações de bioluminescência de culturas de tecidos saudáveis ​​e não-saudáveis ​​SCN.
Exemplos de gravações bioluminescência de período2:: expressão no núcleo supraquiasmático (SCN) fatias obtidas de camundongos mantidos em uma 12h: (LUC PER2:): luciferase ciclo escuro: a luz 12h. O PER2:: proteína LUC oscila com uma variação (~ 24 h) circadiano em que a expressão máxima da proteína ocorre em Zeitgeber tempo 12-13. Assim, a fase do ritmo gene depende do cronograma luz negra em que o animal foi mantido antes sacrificado. Tipicamente, a bioluminescência dos tecidos dissecados SCN unilateral, como descrito no protocolo mostra contagens de fótons entre ~ 10.000-40.000/minute. A figura mostra os traços de uma cultura saudável SCN (preto), uma cultura SCN não-saudáveis ​​(vermelho) e uma cultura SCN que secou (azul) após a abertura da placa de cultura selada no dia 4 e não re-selar o prato de forma adequada ( indicado pela seta).

Figura 4
Figura 4. Gravação de bioluminescência durante e após exposição à droga.
PER2:: LUC expressão em uma cultura de antes, durante e após a ação de um bloqueador dos canais de HCN (ZD7288, 10 mM). A primeira seta indica o momento em que o bloqueador foi adicionado. A segunda seta indica washout, que foi feita através da substituição do medicamento contendo meio com meio controle condicionado. Observe a amplitude reduzida após dois dias de exposição à droga, a falta de oscilação nos dias 4 e a rápida recuperação do ritmo de proteína após a lavagem.

Discussão

Vantagens e desvantagens com a tecnologia repórter luciferase

Em contraste com métodos ex vivo, como RT-PCR, hibridização in situ e Western blot que exigem amostras de tecido em muitos momentos diferentes (dando um tempo de resolução baixa, normalmente de 2-4 horas dependendo da freqüência de amostragem) a fim de estudar diurna variações na expressão dos genes e proteínas, a tecnologia permite que o repórter luciferase de alta resolução (1-10 min) estudos de oscilações circadiano por muitos dias na mesma preparação. Estudos, assim, o número de animais utilizados é minimizado e detalhada dos efeitos sobre a fase e período do ritmo são viáveis, o que normalmente não é possível usar técnicas de amostragem convencional, com tempo de resolução baixa. No entanto, embora as medidas de amplitude relativa do ritmo são possíveis, deve ser enfatizado que a tecnologia repórter não é quantitativa e não pode, portanto, ser utilizada para medir quantidades de genes transcritos ou traduzidos proteínas.

As gravações do tecido pode ser iniciado e analisadas imediatamente após o cultivo, uma grande vantagem para estudar diretamente os efeitos do estresse molecular da vivo, em turnos vivo induzida pela luz fase etc A cultura SCN organotípicas permite a manipulação de longo prazo (semanas) farmacológica do cérebro adulto tecido que contém uma rede madura intacta sináptica ea tecnologia repórter luciferase permite gravações estáveis ​​durante muitas semanas. Assim, o tecido não precisa ser pós-neonatal ou cedo, a fim de obter culturas saudáveis, e em contraste com a aguda crônica fatia tratamentos farmacológicos pode ser realizada. Em contraste com o repórter-plasmídeo transfections em culturas de células, o que não fazer levar a incorporação de DNA no genoma, os transgênicos luciferase-modelos animais (bem como lenti-vírus transfections) são favoráveis ​​se alterações epigenéticas estão a ser estudado. Deve, neste contexto, ser mencionado que a imagem de luminescência é hoje possível com câmeras de alta sensibilidade CCD 11, permitindo gravações mesmo em neurônios SCN única (~ 6-10 mm) e outros tipos de células, utilizado por grandes laboratórios estudando ritmos circadianos. Finalmente, vários investigadores circadianos usam geralmente monitoramento de expressão molecular utilizando outros repórteres, como a Proteína Fluorescente Verde, a fim de estudar gene clock / oscilações de proteína 16-19.

Aspectos de espessura de corte

A espessura recomendada aqui da fatia SCN (200-300 mm) pode ser reduzido ou aumentado, se desejar. No entanto, embora o tecido aplaina para fora da membrana depois de alguns dias em cultura, não é recomendável exceder 500 mM espessura da fatia cortada inicialmente, a fim de preservar a viabilidade do tecido 7. A fatia mais fina do que 100 mm é de razões mecânicas e prática difícil de lidar. Porque o tecido SCN é heterogênea a espessura da fatia pode afetar a fase do sinal de saída luciferase, uma vez que diferentes regiões dentro do SCN (por exemplo, o "core" versus o "shell", e as regiões dorsal contra ventral) oscilam com diferentes fases 20 e diferencialmente re-sincronizar após a fase de mudanças 21. A espessura da fatia também afeta a linha de base de contagem de fótons, já que mais tecido emite um número maior de fótons. A amplitude das oscilações moleculares podem desta forma ser indiretamente afetada pelo tamanho do explante. Por estas razões, e controle de culturas tratadas deve ser sempre do mesmo tamanho, espessura e contendo a mesma região do SCN, a fim de oscilar na mesma fase e com a mesma amplitude. Os dois núcleos unilateral, por outro lado, oscilam em fase uns com os outros e com amplitudes semelhantes, desde que o corte é vibratome horizontal e não em ângulo (que por sua vez é dependente de que a separação entre corte cerebelo e os dois hemisférios é perpendicular para a superfície da mesa). Um investigador que realiza cultura SCN pode experimentar que as culturas SCN não oscilam em fase uns com os outros. Praticando e padronização da técnica de fatiamento, ou seja, as fatias são sempre cortadas no nível do rostro-caudal mesma do SCN, vai melhorar o resultado.

Etapas críticas

  1. Suprimento de oxigênio é fundamental.
    Porque o cérebro requer uma grande quantidade de oxigênio 22, o procedimento de corte precisa ser rápido (Quanto mais próximo 3,1-3,10 é ~ 5-6 minutos o que é melhor para manter os tecidos saudáveis).
  2. O SCN é sensível às mudanças de temperatura e troca de meio.
    O SCN é sensível à temperatura e mudanças de temperatura grandes podem mudar a fase de pacemaker e causar artefatos experimentais 23. Se médio ou soluções sejam trocados ou adicionados durante um experimento em andamento, por exemplo, quando a aplicação de uma droga depois de alguns dias em cultura, o meio ou solution precisa ser pré-aquecido a 36-37 ° C (a mesma temperatura na câmara) antes da adição. Em experimentos farmacológicos que envolvem meio de intercâmbios, é importante sempre trabalhar com pré-condicionados meio de cultura celular. Adição / wash-out com frescos, médio incondicionado pode, potencialmente, de mudança de fase do ritmo SCN molecular 24, assim como outras culturas de células de tipo 25.
  3. Composição do meio.
    É importante para a cultura do tecido no pH correto e osmolalidade. O meio de ar-buffering contém uma grande quantidade de HEPES, que tem uma ótima capacidade tampão na faixa de pH 6,8-8,2 e também é adequado para o armazenamento temporário de mudanças de pH que podem ocorrer como resultado da respiração celular. HEPES, por outro lado, é mais sensível às mudanças de temperatura em comparação com bicarbonato de sódio, que está incluído em pequenas quantidades no meio de cultura. Bicarbonato de sódio tem uma maior capacidade de buffer no baixo pH (5,1-7,1) Gama 26, portanto, apropriado em uma atmosfera de CO 2. No entanto, aumento da quantidade de bicarbonato de sódio no meio ar-buffering (DMEM 2902) aumenta significativamente a osmolalidade e não podem ser adicionados sem, simultaneamente, diluindo o meio, que por sua vez resulta na composição incorreta de aminoácidos, vitaminas e íons.
    Conselhos para preparar o meio de:
    1. Ser preciso e cuidadoso ao misturar o meio.
    2. Use soluções estoque fresco ou recém-descongelado.
    3. Em caso de osmolalidade muito alto não vale a pena diluindo. Mais do que 5-6% de diluição média muito provavelmente não funcionar. Use D-glicose para aumentar a osmolalidade se for muito baixa.
  4. Fase de mudanças devido ao tempo de preparação
    O tempo de preparação fatia é crítica. Efeito zero ou mínimo na fase é obtido se o procedimento de corte é realizada entre ZT dezembro 06-12. Todos dissecações fatia deve ser realizada na mesma fase do ciclo diurno ou circadiano, a fim de minimizar o erro devido à fase de variação entre as preparações.

Possíveis modificações

  1. Para eletrofisiologia SCN aguda, o corte tem que ser realizada com uma campainha (Fluid Cerebro Artificial Spinal; ACSF) buffer, saturada com oxigênio (95% O 2, 5% de CO 2) antes do início do corte. Além disso, o oxigênio precisa ser adicionados continuamente ao buffer durante todo o procedimento de corte, como a atividade elétrica e sináptica está diretamente dependentes do fornecimento de oxigênio 22.
  2. Fatias horizontais e sagital também pode ser preparado com êxito e culta do SCN. Os autores têm experiência com gravações luciferase em fatias horizontais, que de acordo com nossa experiência dar oscilações circadiano com menor amplitude, em comparação com o corte coronal.
  3. O SCN é de aproximadamente 1 mm de comprimento rostro-caudal e da técnica de corte descrito aqui é voltado para a aquisição de uma seção SCN na região central. No entanto, mais de uma seção SCN pode ser obtido a partir do rato e cérebro de ratos, permitindo a investigação da expressão do gene / proteína circadiano em níveis mais rostral contra caudal do núcleo SCN.
  4. Culturas fatia de animais mais jovens, os filhotes ou mesmo pós-natal de embriões, também pode ser preparado. Por favor, note que o cérebro eo crânio em filhotes muito jovens são muito macios e sensíveis. Além disso, o nervo óptico é fino e não completamente desenvolvidos. Tome cuidado ao dissecar o cérebro dos filhotes para que a região SCN não está danificado. Por exemplo, ferramentas de micro rongeur não pode ser usado para abrir o crânio de filhotes de rato, porque eles são grandes demais. Tesouras finas são o suficiente para cortar os tecidos moles em filhotes jovens.
  5. A tampa de vidro técnica de cultura baseada descrito aqui também pode ser usado para luminescência imagem utilizando uma câmera CCD / EM-CCD, também em neurônios SCN único.
  6. Outras regiões do sistema nervoso central, e os tecidos de órgãos periféricos de transgênicos PER2:: LUC animais pode ser facilmente obtida, culta e analisados ​​em termos de oscilações molecular, como o PER2:: LUC expressão continua a oscilar durante muitos dias também em uma série de outros tecidos e tipos de células 10. A maioria destes tecidos periféricos, por exemplo, o fígado, não precisam de uma membrana para a sobrevivência mas são cultivadas diretamente banhado em 11 médias. Por favor note que, devido à mudança de fase de corte, cultura e troca de mídia não pode seguir os mesmos princípios para SCN.

Significado

Em camundongos transgênicos e cepas de ratos (mPER2:: LUC; mPer1-luc 8, 10, 27) atividade da enzima luciferase reflete proteína ou ritmos expressão dos genes e pode ser avaliada através da gravação de bioluminescência. A bioluminescência luciferase gerado dá um sinal fraco, mas a luminescência de fundo está perto de zero, tornando este método vantajosa. Além disso, porque a molécula luciferase é instável e rapidamente degradada não há phototoxicidade, que podem aparecer durante a longo prazo iluminação excitatórios 28. Juntas, essas propriedades permitem experimentos de longa duração tornando a tecnologia repórter luciferase altamente vantajoso em pesquisa circadiano.

Divulgações

Não há conflitos de interesse declarados.

Agradecimentos

Este trabalho foi financiado pelo sueco Medical Research Council (K2009-75SX-21028-01-3, K2008-61X-20700-01-3); FONCICYT 000000000091984, os fundamentos dos Jeansson, Königska Söderström sjukhemmet, Lundqvist Marta e och Sigurd Elsa Goljes Minne e Sociedade Sueca de Medicina SLS-95151. Professor D. Gene Block, UCLA, é reconhecido agradecimento pelos comentários valiosos sobre o manuscrito. Agradecemos ao Dr. Michael Andäng e Dr Helena Johard para o bloqueador dos canais de HCN, e Prof Abdel El-Manira para a prestação de vídeo-microscópio.

Considerações éticas:

Todos os experimentos em animais foram realizados de acordo com as diretrizes e regulamentos estabelecidos pelo Karolinska Institutet e "de Estocolmo Norra Djurförsöksetiska Nämnd". Todos os experimentos com animais são realizadas com a intenção de minimizar qualquer possível estresse ou desconforto ao animal.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Suplemento B27 50xInvitrogen17504-044
CobrevidrosMenzel-Glaser40#1≈ 40 mm
Membranas de culturaEMD MilliporePICMORG500,4 μm
DMEM baixa glicose sem vermelho de fenolSigma-AldrichD2902Pó para 1 L
Papel filtroWhatman, GE Healthcare1003 055≈ 55 mm
Conjunto de filtraçãoCorning431097Tamanho de poro 0,22 μm Poliéter sulfona
PincetaAllgaier Instrumente0203-7-PSDumont #7
HEPESInvitrogen15630-056100 ml
HBSS 10xInvitrogen14065-049500 ml
NaOCH3 7,5%Invitrogen25080-06050 ml
LuciferinaPromega Corp.E1602Luciferina de besouro, sal de potássio
Ferramenta micro rongeurAllgaier Instrumente332-097-140
PenStrep 10.000 U/mlInvitrogen15140-122100 ml
Placas de PetriCorning430165≈ 35 mm
PMTHamamatsu Corp.H9319-11MOD
Cânulas descartáveisParagonP503Tamanho 11
Filtro a vácuoFisher Scientific09-761-5
Graxa para vácuoDow Corning50 g
VibrátomoCampden Instruments

Referências

  1. Welsh, D. K., Takahashi, J. S., Kay, S. A. Suprachiasmatic nucleus: cell autonomy and network properties. Annu Rev Physiol. 72, 551-577 (2010).
  2. Green, D. J., Gillette, R. Circadian rhythm of firing rate recorded from single cells in the rat suprachiasmatic brain slice. Brain Res. 245, 198-200 (1982).
  3. Shibata, S., Oomura, Y., Kita, H., Hattori, K. Circadian rhythmic changes of neuronal activity in the suprachiasmatic nucleus of the rat hypothalamic slice. Brain Res. 247, 154-158 (1982).
  4. Groos, G., Hendriks, J. Circadian rhythms in electrical discharge of rat suprachiasmatic neurones recorded in vitro. Neurosci Lett. 34, 283-288 (1982).
  5. Klein, D., Moore, R., Reppert, S. The suprachiasmatic nucleus and the circadian timing system. Suprachiasmatic nucleus--The mind's clock. , Oxford University Press. New York. 13-15 (1991).
  6. Pol, A. N. V. anden The hypothalamic suprachiasmatic nucleus of rat: intrinsic anatomy. J Comp Neurol. 191, 661-702 (1980).
  7. Stoppini, L., Buchs, P. A., Muller, D. A simple method for organotypic cultures of nervous tissue. J Neurosci Methods. 37, 173-182 (1991).
  8. Yamazaki, S., Numano, R., Abe, M., Hida, A., Takahashi, R., Ueda, M., Block, G. D., Sakaki, Y., Menaker, M., Tei, H. Resetting central and peripheral circadian oscillators in transgenic rats. Science. 288, 682-685 (2000).
  9. Geusz, M. E., Fletcher, C., Block, G. D., Straume, M., Copeland, N. G., Jenkins, N. A., Kay, S. A., RN, D. ay Long-term monitoring of circadian rhythms in c-fos gene expression from suprachiasmatic nucleus cultures. Curr Biol. 7, 758-766 (1997).
  10. Ko, C. H., Buhr, E. D., Siepka, S. M., Hong, H. K., Oh, W. J., Yoo, O. J., Menaker, M., Takahashi, J. S. PERIOD2::LUCIFERASE real-time reporting of circadian dynamics reveals persistent circadian oscillations in mouse peripheral tissues. Proc Natl Acad Sci U S A. 101, 5339-5346 (2004).
  11. Yamazaki, S., Takahashi, J. S. Real-time luminescence reporting of circadian gene expression in mammals. Methods Enzymol. 393, 288-301 (2005).
  12. Yoshikawa, T., Yamazaki, S., Menaker, M. Effects of preparation time on phase of cultured tissues reveal complexity of circadian organization. J Biol Rhythms. 20, 500-512 (2005).
  13. Franklin, K. B. J., Paxinos, G. The mouse brain in stereotaxic coordinates. , Academic Press. (1997).
  14. Paxinos, G., Watson, C. The rat brain in stereotaxic coordinates. , 4 Edition, Academic Press. San Diego. (1998).
  15. O'Neill, J. S., Maywood, E. S., Chesham, J. E., Takahashi, J. S., Hastings, M. H. cAMP-dependent signaling as a core component of the mammalian circadian pacemaker. Science. 320, 949-953 (2008).
  16. Hughes, A. T., Guilding, C., Lennox, L., Samuels, R. E., McMahon, D. G., Piggins, H. D. Live imaging of altered period1 expression in the suprachiasmatic nuclei of Vipr2-/- mice. J Neurochem. 106, 1646-1657 (2008).
  17. Zhang, D. Q., Zhou, T., Ruan, G. X., McMahon, D. G. Circadian rhythm of Period1 clock gene expression in NOS amacrine cells of the mouse retina. Brain Res. 1050, 101-109 (2005).
  18. Quintero, J. E., Kuhlman, S. J., McMahon, D. G. The biological clock nucleus: a multiphasic oscillator network regulated by light. J Neurosci. 23, 8070-8076 (2003).
  19. LeSauter, J., Yan, L., Vishnubhotla, B., Quintero, J. E., Kuhlman, S. J., McMahon, D. G., Silver, R. A short half-life GFP mouse model for analysis of suprachiasmatic nucleus organization. Brain Res. 964, 279-287 (2003).
  20. Nakamura, W., Yamazaki, S., Takasu, N. N., Mishima, K., Block, G. D. Differential response of Period 1 expression within the suprachiasmatic nucleus. J Neurosci. 25, 5481-5487 (2005).
  21. Davidson, A. J., Yamazaki, S., Arble, D. M., Menaker, M., Block, G. D. Resetting of central and peripheral circadian oscillators in aged rats. Neurobiol Aging. 29, 471-477 (2008).
  22. Croning, M. D., Haddad, G. G. Comparison of brain slice chamber designs for investigations of oxygen deprivation in vitro. J Neurosci Methods. 81, 103-111 (1998).
  23. Burgoon, P. W., Boulant, J. A. Temperature-sensitive properties of rat suprachiasmatic nucleus neurons. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 281, 706-715 (2001).
  24. Nishide, S. Y., Honma, S., Honma, K. The circadian pacemaker in the cultured suprachiasmatic nucleus from pup mice is highly sensitive to external perturbation. Eur J Neurosci. 27, 2686-2690 (2008).
  25. Yoshikawa, T., Sellix, M., Pezuk, P., Menaker, M. Timing of the ovarian circadian clock is regulated by gonadotropins. Endocrinology. 150, 4338-4347 (2009).
  26. Kohn, R. A., Dunlap, T. F. Calculation of the buffering capacity of bicarbonate in the rumen and in vitro. J Anim Sci. 76, 1702-1709 (1998).
  27. Wilsbacher, L. D., Yamazaki, S., Herzog, E. D., Song, E. J., Radcliffe, L. A., Abe, M., Block, G., Spitznagel, E., Menaker, M., Takahashi, J. S. Photic and circadian expression of luciferase in mPeriod1-luc transgenic mice in vivo. Proc Natl Acad Sci U S A. 99, 489-494 (2002).
  28. Sellix, M. T., Currie, J., Menaker, M., Wijnen, H. Fluorescence/luminescence circadian imaging of complex tissues at single-cell resolution. J Biol Rhythms. 25, 228-232 (2010).

Reimpressões e permissões

Etiquetas

Cultivo de Tecido Organot picoPrepara o de Fatias CerebraisCamundongos PER2 LUCIFERASEMedi o de Bioluminesc nciaAn lise do Ritmo CircadianoDetec o por Tubo FotomultiplicadorCultivo de Membrana Tecidual
Preparação fatia, cultura de tecidos organotípicas e Gravação luciferase de Atividade Gene Relógio no núcleo supraquiasmático
Entre em contato
Recomendar à biblioteca

Privacidade

Termos de uso

Políticas

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Todos os direitos reservados.