Endotelina-1 Induzida Médio modelo de oclusão da artéria cerebral para AVC isquêmico com Laser Orientação Fluxometria Doppler em ratos

Saeed Ansari; Hassan Azari; Kenneth J. Caldwell; Robert W. Regenhardt; Vishnumurthy S. Hedna; Micheal F. Waters; Brian L. Hoh; Adam P. Mecca

doi:10.3791/50014

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Endotelina-1 Induzida Médio modelo de oclusão da artéria cerebral para AVC isquêmico com Laser Orientação Fluxometria Doppler em ratos

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DOI:

10.3791/50014

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16 de fevereiro de 2013

Saeed Ansari¹ , Hassan Azari² , Kenneth J. Caldwell¹ , Robert W. Regenhardt³ , Vishnumurthy S. Hedna⁴ , Micheal F. Waters⁴ , Brian L. Hoh¹ , Adam P. Mecca³

¹Department of Neurosurgery, University of Florida , ²Department of Anatomical Sciences, Shiraz University of Medical Sciences, Shiraz, Iran , ³Department of Physiology and Functional Genomics, University of Florida , ⁴Department of Neurology, University of Florida

Neste artigo

Resumo

Vários modelos animais de isquemia cerebral foi desenvolvido para simular a condição humana de acidente vascular cerebral. Este protocolo descreve a endotelina-1 (ET-1) induzida por oclusão da artéria cerebral média do modelo (MCAO) para acidente vascular cerebral isquêmico em ratos. Além disso, considerações importantes, vantagens e inconvenientes deste modelo são discutidos.

Resumo

AVC é a causa número um de deficiência e terceira principal causa de morte no mundo, com um custo estimado de US $ 70 bilhões em Estados Unidos, em 2009 ^{1, 2.} Vários modelos de isquemia cerebral têm sido desenvolvidos para mimetizar a condição humana de acidente vascular cerebral. Tem sido sugerido que até 80% de todo o resultado de danos isquémicos pancadas na artéria cerebral média (MCA) de área de ^3. No início dos anos 1990, a endotelina-1 (ET-1) ⁴ foi utilizado para induzir isquemia, aplicando-a directamente adjacente à superfície da MCA após craniotomia. Mais tarde, este modelo foi modificado ⁵ utilizando uma injecção estereotáxica de ET-1 ao lado da MCA para produzir isquemia cerebral focal. As principais vantagens deste modelo incluem a capacidade de realizar o procedimento de forma rápida, a capacidade para controlar a constrição da artéria através da alteração da dose de ET-1 emitido, não há necessidade de manipular os vasos extracranianos que fornecem sangue ao cérebro, bem como reperfusi gradualem taxas que mais de perto imita a reperfusão em humanos ^5-7. Por outro lado, o modelo ET-1 tem desvantagens que incluem a necessidade de uma craniotomia, bem como maior variabilidade no volume de curso ^8. Esta variabilidade pode ser reduzida com a utilização de dopplerfluxometria a laser (LDF) para verificar se a isquemia cerebral durante a infusão de ET-1. Fatores que afetam a variabilidade AVC incluem precisão de infusão e lote do ET-1 utilizado ^6. Outra consideração importante é que, apesar de reperfusão é uma ocorrência comum em acidente vascular cerebral humano, a duração da oclusão por ET-1 induzida por MCAO pode não imitam de perto a do acidente vascular cerebral humano onde muitos pacientes têm reperfusão parcial ao longo de um período de horas a dias após a oclusão ^{9, 10.} Este protocolo irá descrever em detalhes a ET-1 induzida modelo OACM para AVC isquêmico em ratos. Será também chamar a atenção para as considerações especiais e inconvenientes potenciais durante todo o procedimento.

Protocolo

Este protocolo foi aprovado pelo Animal Care Institucional e Comitê de Uso (IACUC) da Universidade da Flórida e está em conformidade com o "Guia para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório" (oitava edição, a National Academy of Sciences, 2011).

Materiais

Animais: Oito semanas de idade, macho, Sprague Dawley (Farms Charles River, Wilmington, MA, EUA) pesando 250-300 g no momento da cirurgia.
Anestesia
1. Sistema de anestesia por inalação (VetEquip Inc., Pleasanton, CA, EUA)
2. Anestésico isoflurano (Baxter Farmacêutica, em Deerfield, Illinois, EUA)
Estereotáxico sistema (David Kopf Instruments, Tujunga, CA, EUA)
1. Sistema estereotáxico de pequenos animais
2. Não-ruptura de ouvido barras para ratos
3. Gás titular cabeça anestesia para ratos
Regulação da temperatura
1. BAT-12 termômetro microssonda (Precision Mundial Instruments, Inc., Sarasota, Flórida, EUA)
2. T / BOMBA, TP600 manta térmica (Gaymar Industries, Inc., Orchard Park, NY, EUA)
Instrumentos cirúrgicos
1. Cabo de bisturi e lâmina n º 11, íris fórceps, fórceps Graefe, afastadores braçadeira bulldog, chave de fenda, 10 seringas ul com agulha de calibre 26 chanfrado (Instrumentos de Precisão World, Inc., Sarasota, Flórida, EUA)
2. Micromotor e broca titular estereotáxica, Quintessential Estereotáxica Injector (Stoelting, Wood Dale, IL, EUA)
3. 1,0 milímetros broca de perfuração redonda, 1,0 mm cone invertido de perfuração da broca (Roboz Surgical Instrument Co., Inc., Gaithersburg, MD, EUA)
Material cirúrgico
1. Parafusos de montagem 0-80 X 3/32 com 2,4 comprimento do eixo mm, 21 de calibre da cânula guia [4 milímetros longa abaixo do pedestal] e manequim cânula (Plásticos, uma Roanoke, VA, EUA)
2. Jet acrílico dentadura e líquido (Lang Dental Manufacturing Co., Inc., Wheeling, IL, EUA)
3. 3,0 nylon sutura (Oasis, Mettawa, IL, EUA)
4. Cotonetes, pomada Puralube (Fisher Scientific, Pittsburg, PA, EUA)
5. Elétrica de cortar cabelo (Oster, Providence, RI, EUA)
Produtos químicos
1. A endotelina-1 (American Peptide, Sunnyvale, CA, EUA)
2. Clorexidina 2% (Agrilabs, St. Joseph, MO, EUA)
3. Buprenorfina HCl (Hospira Inc., Lake Forest, Illinois, EUA)
Equipamento de visualização
1. Microscópio cirúrgico (Seiler Instrumento e Manufatura; St. Louis, MO, EUA)
2. Iluminador de fibra óptica (TechniQuip Corp, Livermore, CA, EUA)
Laser Doppler fluxometria sistema (ADInstruments, Inc., Colorado Springs, CO, EUA)
1. StSonda Lápis andard
2. Suporte da sonda
3. Fluxômetro sangue
4. Powerlab 4/30 com 7 LabChart
Medição do volume de enfarte
1. De cérebro de rato matriz (Zivic-Miller Lab., Inc., Allison Park, PA, EUA)
2. 2,3,5-cloreto de trifeniltetrazólio (Sigma-Aldrich Co., St. Louis, MO, EUA), diluída a 0,05% em PBS
3. Scanner de mesa (Epson Perfection V30, Epson America, Inc., Long Beach, CA, EUA)
4. Image J software (ImageJ 1.42q software, EUA National Institutes of Health, Bethesda, MA, EUA)

1. Pré-cirúrgicos Passos

Antes da cirurgia, os ratos são alojados sob um ciclo de luz / escuridão 12:12, com livre acesso à água e à ração de roedores.
A anestesia é induzida com 4% de isoflurano em 100% de mistura de gás _O2, em uma câmara de indução até que o rato já não retiradas para aperto da pata traseira.
Atécnica séptico deve ser mantida durante este processo, incluindo a utilização de luvas estéreis, instrumentos cirúrgicos estéreis, e uma cortina cirúrgica estéril ^11.
A coroa da cabeça é raspada com cortar cabelo elétrica.
O rato é colocado na posição de decúbito ventral com uma almofada absorvente que encontra-se sobre uma superfície de funcionamento com temperatura controlada (manta térmica).
A cabeça é colocada no aparelho estereotáxico de partida com a colocação da máscara de gás anestésico.
Em seguida, as barras de orelha são inseridos e apertados.
Durante o procedimento de anestesia é mantida com isoflurano a 2% em 100% de mistura de gás de O _2.
Unguento oftálmico lubrificante é aplicado a ambos os olhos, e as pálpebras estão fechadas para evitar a dessecação do olho durante o procedimento cirúrgico.
Uma sonda de temperatura rectal é inserido para manter uma temperatura constante de animais núcleo de 37 ± 0,5 ° C.
Com a cabeça firmemente mantido no estereotáxicodispositivo, a área cirúrgica é lavada com alternância de clorexidina a 2% e solução salina, três vezes.

2. Passos cirúrgicos

Utilizando um bisturi, de uma incisão na linha média é feita sobre a pele que recobre o calvarium dos aspectos mais caudais dos olhos (násio) para entre as orelhas (linha nucal superior).
A pele é então retraída lateralmente com 3 pinças bulldog.
O tecido conectivo é removida do crânio com cotonetes de algodão seco, de modo que as estruturas múltiplas pode ser vista claramente. Estes incluem bregma, a sutura coronária, e a crista do crânio lateral direito. Cotonetes de algodão são usadas para remover o sangue do campo cirúrgico.
Usando o microscópio cirúrgico, bregma está localizado, e os manipuladores estereotáxicas são ajustados até que a broca broca 1,0 milímetros rodada é zerada em bregma.
A broca de perfuração é, então, movido para 1,6 mm anterior e 5,2 mm lateral à bregma.
Um buraco broca que penetra no crânio é perfurado para cannula colocação (Figura 1). Excesso de detritos e sangue são continuamente eliminados com cotonetes.

Neste ponto, uma cânula de guia pode ser inserida (passo 7) ou uma injecção de ET-1 directo através do orifício de broca pode ser realizada (avançar directamente para o passo 16).

Em seguida, os furos de broca de 3 parafusos de fixação são perfurados através de espessura parcial do crânio utilizando um cone invertido 1,0 milímetros de perfuração da broca (Figura 1). Um buraco é perfurado em cada osso frontal de cerca de 1-2 mm anterior ao da sutura coronária com 1-2 mm lateral à sutura sagital. Um buraco é perfurado no osso parietal de cerca de 2-3 mm posterior à sutura coronal e 2-3 mm lateral da sutura sagital ipsilateral ao orifício guia da broca cânula. Três 0-80 x 3/32 parafusos são colocados nestes buracos broca e fornecerá suporte para o cimento que na cânula. Os parafusos devem apenas ser avançado 2 ou 3 voltas de modo a não danificar a dura-máter.
A cânula guia é colocada no suporte da cânula estereotáxico e bregma está localizado.
Os manipuladores estereotáxicas são ajustados até que a cânula guia foi zerada em bregma. A cânula é movida para o furo de broca localizado 1,6 milímetros anterior e 5,2 mm lateral à bregma.
Finalmente, a cânula guia foi baixada para dentro do furo de broca com a posição de ponta final de 4,5 mm ventral a bregma.
Laser Doppler colocação da sonda de fluxo (opcional)
1. A fim de controlar o fluxo de sangue cerebral utilizando LDF, um suporte da sonda pode ser colocada em posição antes da fixação da cânula guia com cimento dental.
2. A base de suporte da sonda é aparado rente ao pedestal com exceção de guia em forma de cunha pequena.
3. O suporte da sonda é então colocada posterior à cânula guia e apenas medial ao rebordo lateral do crânio com a guia orientado medialmente (Figura 1).
4. O titular da sonda e guide cânula estão afixadas em conjunto com cimento dental.
Cimento dentário é então utilizado para fixar a cânula no lugar. O cimento está em contacto com os três parafusos e rodeia toda a base da cânula.
O cimento deve ser completamente seca antes da remoção do suporte da cânula. Isto demora cerca de 5 min.

Depois destes passos, a incisão cirúrgica pode ser fechada e que o boneco cânula pode ser aparafusado na cânula guia. Alternativamente, a ET-1 induzida por MCAO pode ser realizada no rato, após um período de recuperação a partir da cirurgia de implante da cânula. Por este método, o passo 19 deve ser realizada em seguida e os passos 14-18 pode ser realizada em um momento posterior. Para realizar o implante da cânula guia e ET-1 a injecção durante a mesma cirurgia, passo 14 deve ser realizada em seguida.

A seringa de infusão é carregado com ET-1 (diluído a 80 uM em PBS) e, em seguida, montado no injector estereotáxica.
Omanipuladores estereotáxicas são ajustados até que a ponta da agulha é colocado em zero na borda da cânula guia.
A ponta da agulha é abaixada através da cânula guia para uma posição de 17,2 milímetros ventral para o aro da cânula guia. Se uma cânula guia não é utilizada, a ponta da agulha é colocado a zero no bregma e abaixada através do orifício de broca de um milímetro posição ventral 8,7 a bregma.
3 ul de 80 mM ET1 é infundida a uma taxa de 1 ml por min.
A seringa é deixada no lugar durante 3 minutos após a conclusão da perfusão e então lentamente removido.
A incisão é fechada com sutura de nylon 3,0 e o manequim cânula é aparafusado na cânula.
Uma dose de analgésico apropriado (isto é, a buprenorfina a 0,05-0,1 mg / kg) deve ser utilizado após a cirurgia, para minimizar a dor e desconforto durante o período de recuperação.
O rato é removido do conjunto cirúrgico e colocadas numa área de recuperação quente, seco para evitar a hipotermia, com acesso livre, fácil de alimentos moles e água.