Summary
Aquí se describe un nuevo método para generar receptores de células T específicas de antígeno (TCR) por el emparejamiento de la TCRα o TCR de un TCR existente, que posee la especificidad de antígeno de interés, con hemichain complementaria del repertorio de receptores de células T periféricas. Los TCR de novo generados conservan especificidad de antígeno con afinidad variable.
Abstract
receptores de células T (TCR) se usan clínicamente para dirigir la especificidad de las células T para apuntar tumores como una modalidad prometedora de la inmunoterapia. Por lo tanto, la clonación de los TCR específicos para diferentes antígenos asociados a tumores ha sido el objetivo de muchos estudios. Para provocar una respuesta efectiva de células T, el TCR debe reconocer el antígeno diana con una afinidad óptima. Sin embargo, la clonación de tales TCR ha sido un reto y muchos disponibles TCR poseen afinidad sub-óptimo para el antígeno afín. En este protocolo, se describe un método de clonación de novo de alta afinidad TCR específicas de antígeno utilizando los TCR existentes mediante la explotación de la centralidad hemichain. Se sabe que para algunos TCR, cada TCRα o hemichain TCR no contribuyen por igual al reconocimiento de antígeno, y la hemichain dominante se refiere como la hemichain céntrica. Hemos demostrado que por el emparejamiento de la hemichain centrada con contra-cadenas diferentes de la cadena de conteo original, somos capaces de mantener el antígeno specificity, mientras que la modulación de su fuerza de interacción para el antígeno afín. Por lo tanto, el potencial terapéutico de un TCR dado se puede mejorar optimizando el emparejamiento entre los hemichains céntricas y de contador.
Introduction
receptores de células T (TCR) son receptores inmunes adaptativas heterodiméricas expresadas por los linfocitos T, compuestas de una cadena TCRα y TCR. Se generan mediante reordenación somática de V (D) J segmentos de genes, que produce un repertorio muy diverso capaz de reconocer configuraciones virtualmente ilimitado de complejos HLA / péptido. Clínicamente, las células T ingeniería genética para expresar clonotypic específica TCR para los antígenos asociados a tumores han demostrado eficacia en una variedad de cánceres 1. Sin embargo, muchos TCR clonados para este propósito carecen de suficiente afinidad por el antígeno de interés, que limitan su aplicación terapéutica.
A continuación, se describe un método para superar esta limitación de los TCR existentes mediante la explotación de la cadena de centralidad. Se ha informado de que uno hemichain TCR podría desempeñar un papel más dominante en el reconocimiento del antígeno diana 2, denominado aquí la centralidad. análisis estructurales de cristal han demostrado que uno centrado enhemichain de un TCR podría ser responsable de la mayoría de la huella en el MHC / péptido complejo 3,4. El uso de este concepto, hemos demostrado previamente que el SIG35α TCRα puede vincular con un repertorio diverso de las cadenas de TCR y mantener la reactividad contra el péptido MART1 27-35 presentado por HLA-A2 5. Se obtuvieron resultados similares con el TCR TAK1, donde la céntrica hemichain TCR emparejado con diversas cadenas TCRα y mantiene reactividad para el péptido WT1 235-243 presentado por HLA-A24 6. Tanto MART1 y WT1 son antígenos asociados a tumores. Cadena centralidad se aplicó también para estudiar el reconocimiento del antígeno del TCR restringidos por CD1d asesinas naturales invariantes (iNKT), por el emparejamiento de la cadena Vα24-Jα18 (Vα24i) TCRα invariante del TCR iNKT humanos con diferentes cadenas TCR Vβ11 7.
En todos los casos, hemos sido capaces de generar un repertorio de novo de los TCR por transducing la céntrica hemichain TCR de las células T de sangre periférica, donde el hemichain introducido junto con el TCRα endógena o TCR contra-cadenas. En esencia, el hemichain centrado sirve como un cebo que se puede utilizar para identificar los contra-cadenas adecuados, que cuando se combina en conjunto forman los TCR que mantienen la especificidad de antígeno de interés, sin embargo, que varían en afinidad. A partir de estos nuevos repertorios, hemos sido capaces de aislar los TCR clonotypic con una mejor interacción fuerza contra el antígeno diana en comparación con los TCR preexistentes. Por lo tanto, creemos que este método se acelerará la tubería de la identificación de los TCR óptimas para la aplicación clínica.
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Protocol
1. Preparación retroviral construcción que codifica TCR Hemichain de interés
- Linealizar pMX vector para permitir la inserción de un gen TCR en los pasos posteriores. Digerir el DNA plásmido con enzimas de restricción EcoRI y NotI a 37 ° C durante 3 horas (Tabla 1) 8.
- Llevar a cabo la electroforesis del plásmido digerido en gel de agarosa al 1,2%. Impuestos Especiales de la banda de aproximadamente 4.500 pares de bases (pb), y eluyen en 30 l de agua estéril usando kits de extracción de gel disponibles comercialmente 9.
- Diseño 5 'y 3' cebadores para el gen de TCR de interés que también codifican 15-20 bps solapan el sitio digestión con EcoRI y NotI de vector pMX, respectivamente 8.
- Amplificar gen TCR con los cebadores. Llevar a cabo la electroforesis del producto de PCR y la banda de elución de aproximadamente 1.000 bps como se describe en el paso 1.2.
- Clonar gen TCR en el vector digerido mediante la combinación de cada fragmento lineal con el plásmido disponible en el mercadoconjunto maestra reactivo mezcla y la incubación a 50 ° C durante 1 hr.
Nota: Consulte con el protocolo del fabricante para los volúmenes relativos de cada componente. Este método de montaje se basa en la técnica descrita originalmente por Gibson et al. 10. - (Opcional) gen TCR de etiquetas para marcar las células transducidas con la forma truncada del receptor del factor de crecimiento nervioso humano (ΔNGFR, aminoácidos 1-277) 11 separadas por sitio de escisión de furina, enlazador serina-glicina y 2A secuencias 12,13. Diseño de cebadores de codificación de secuencias solapadas los extremos del fragmento y el plásmido montar como se describe en los pasos 1.3-1.5.
NOTA: Estas secuencias se pueden encontrar en las referencias 11-13. - Transformar E. químicamente competente coli con el plásmido ensamblado siguiendo el protocolo del fabricante 14. bacterias semilla transformada en placas de agar (20 mg / ml de caldo de lysogeny (LB), 15 mg / ml de agar, y 1 mg / ml de ampicilina) y se incuba a 37 ° C durante 18 hr. Cultura una sola colonia bacteria en 50 ml de medio LB (20 mg / ml de LB y 1 mg / ml de ampicilina) durante 16 horas en una incubadora de agitación a 37 ° C y 200 revoluciones por min.
- Purificar plásmidos usando kits disponibles en el mercado Midiprep siguiendo el protocolo del fabricante. Diluir plásmido de concentración de alrededor de 1 mg / l.
NOTA: El protocolo de purificación de plásmido se basa en el método de extracción alcalina 15.
2. Generación de línea celular estable Embalaje
NOTA: Tanto las células 293GPG y PG13 son adherentes. células de cultivo en de Eagle modificado por Dulbecco (DMEM) suplementado con 10% de suero de ternera fetal (FCS) y 50 mg / ml de gentamicina. 293GPG células de cultivo con 1 mg / ml de tetraciclina antes de la transfección. Se incuban las células a 37 ° C con 5% de CO 2 entre todos los pasos.
- Transfectar células de empaquetamiento 16 293GPG cultivadas en un matraz T75 con el vector hemichain-codificación obtenida en el paso 1.9, USIng reactivo de transfección disponibles comercialmente siguiendo el protocolo del fabricante 1 7. Nota: las transfectar 293GPG en el 50-60% de confluencia.
- Aspirar el medio de 293GPG células y añadir 10 ml de DMEM medio 1 día después de la transfección.
- Cosecha produce transitoriamente virus de las células transfectadas 293GPG 2 días después del paso 2.2 mediante la transferencia de medio de cultivo a la jeringa y que pasa a través de 0,45 micras filtro.
NOTA: Virus puede ser utilizado inmediatamente o almacenado a -80 ° C para uso futuro. - Cultivo de 1 x 10 5 PG13 células en T25 matraz. Recuento de células utilizando un hemocitómetro. Después de un día, el medio de cultivo de aspirado y añadir 1,5 ml de virus derivados de 293GPG de la etapa 2.3 y 1.5 ml de medio DMEM, junto con 8 g / ml de polibreno.
- Cambiar el medio como se ha descrito en el paso 2.4 una vez por día durante 4 días, para establecer retrovirus que producen línea celular de empaquetamiento PG13 estable que codifican el hemichain TCR de interés.
- Aspirar medio y reemplazarcon medio DMEM fresco para líneas de células PG13 24 horas después de la última infección para el posterior cultivo.
NOTA: congelar o sub-cultivo de células de separar con una solución de tripsina-EDTA 0,05%. - Para producir virus a partir de líneas celulares transducidas PG13, la cultura 2 x 10 6 células en T75 matraz con 10 ml de medio DMEM, y el virus de la cosecha como se describe en el paso 2.3 tres días después de la siembra de las células.
NOTA: Virus, es preferible utilizar de inmediato, pero se puede almacenar a -80 ° C durante un máximo de dos meses.
3. La activación y Transducción de células T humanas
NOTA: Las muestras humanas se obtienen y utilizan de acuerdo con los protocolos aprobados Comité de Ética Institucional. las células humanas de cultivo primario en Roswell Park Memorial Institute (RPMI) complementado con suero humano al 10% en lugar de FCS y 50 mg / ml de gentamicina. Se incuban las células a 37 ° C con 5% de CO 2 entre todos los pasos.
- Aislar las células mononucleares de sangre periférica humana (PBMC) por densidadla separación por gradiente siguiendo el protocolo del fabricante 18.
- Activar las células T para inducir la proliferación necesaria para la infección retroviral. Cultura 2 x 10 7 PBMC fresco o descongelado por pocillo en placa de 6 pocillos, en 5 ml de medio RPMI con 100 UI / ml de interleucina-2 recombinante humana (rhIL-2) y 50 ng / ml de anticuerpo monoclonal anti-CD3 (OKT3 clon).
- Tres días después de la estimulación, recogen las células T con la pipeta y se centrifuga a 350 g durante 4 min. Desechar el sobrenadante y las semillas de 0,5-1 x 10 6 células T por pocillo en placa de 24 pocillos se resuspendieron en 1 ml de virus PG13 de la etapa 2.7, y 1 ml de medio RPMI suplementado con 200 UI / ml de rhIL-2. placa Centrifugar a 1000 xg y 32 ° C durante 1 hr.
- Después de 24 horas, recoger las células T con la pipeta y se centrifuga a 350 g durante 4 min. Desechar células sobrenadante y resuspender en 1 ml de virus PG13 de la etapa 2.7, y 1 ml de medio RPMI suplementado con 200 UI / ml de rhIL-2. Repita este paso para un total de 6 Infectiones.
NOTA: El número de infecciones se debe optimizar dependiendo de título de virus producido por un embalaje línea celular. Si es necesario, las células T pasaje mediante la eliminación de 20 a 30% de las células cada día para evitar el crecimiento excesivo. - 24 horas después de la última infección, recoger las células T con la pipeta y se centrifuga a 350 g durante 4 min. Desechar las células sobrenadante y resuspender en medio RPMI con 100 UI / ml de rhIL-2 para el posterior cultivo.
- 2-3 días después de la etapa 3.5, las células T con mancha multímero HLA a 4 ° C durante 30 min, a continuación, CD3 anti-humana y anticuerpos monoclonales de co-receptores (mAbs) a 4 ° C durante 15 min. Analizar mediante citometría de flujo. Utilice multímero irrelevantes y / o las células no transducidas como controles negativos (Figura 1 - 3) 19.
- Si el hemichain centrada introducido es una cadena TCRα, analizar el uso de Vβ de las células de novo multímero positivos mediante el panel de anticuerpos Vβ-específica disponible en el mercado por citometría de flujo 20.
4. Clonación De Novo TCR Counter-hemichains
- Ordenar la población de novo multímero positivo en el paso 3.6 por clasificación de células asistida por flujo.
- Aislar el ARN de las células T ordenados utilizando el ácido guanidinio tiocianato-fenol-cloroformo método de extracción de 21,2 2.
NOTA: RNA se puede almacenar a -80 ° C, pero se debe utilizar para generar ADNc tan pronto como sea posible. - Sintetizar biblioteca de ADNc a partir de ARN extraído por medio de kits de la transcriptasa reversa-PCR disponibles en el mercado siguiendo el protocolo del fabricante 23,24.
- Si la clonación TCR contra-cadenas, diseñar gen Vβ y TCR cebadores específicos de la región constante, tal como se determina en el paso 3.7, y el clon de longitud completa TCR genes tal como se describe en los pasos 1.3-1.9. Ver el paso 4.5 si el contador de cadena es TCRα, de lo contrario continúe con el paso 5.1.
- Comercialmente anticuerpos Vα-específicos disponibles son limitados, por lo tanto el uso de genes no pueden Vαser determinada por citometría de flujo. Clon TCRα contra-cadenas a través de 5'-rápida amplificación de cDNA extremos (RACE) 25, utilizando comercialmente disponibles kits de 5 'RACE 6.
- Sintetizar 5 'RACE cDNA compatibles partir de ARN extraído en el paso 4.2 siguiendo el protocolo del fabricante.
- Realizar 1ª ronda de PCR como se describe en la Tabla 2.
- Llevar a cabo electroforesis del producto de PCR y se eluye banda de aproximadamente 1100 bps, tal como se describe en el paso 1.2.
- Realizar 2ª ronda de PCR como se describe en la Tabla 3, utilizando 1ª ronda producto de PCR como molde.
NOTA: Las secuencias de cebador se muestran en la Tabla 3 bajo han sido diseñados para la clonación en EcoRI y NotI digerido vector pMX. - Llevar a cabo electroforesis del producto de PCR y se eluye banda de aproximadamente 1000 bps, tal como se describe en el paso 1.2.
- genes clon TCRα en EcoRI y NotI del vector digerido y purificado PMXplásmidos fy como se describe en los pasos 1.5-1.9.
Los clones de TCR 5. La reconstitución nuevo antígeno-específicos
NOTA: Culture Jurkat 76 células y líneas celulares posteriores en medio RPMI suplementado con 10% de FCS y 50 mg / ml de gentamicina. Se incuban las células a 37 ° C con 5% de CO 2 entre todos los pasos.
- Transducir células Jurkat 76 26 (o equivalente TCR - / - línea de células T humanas) con centrado en hemichain TCR usando virus 293GPG producido en el paso 2.3. Para Jurkat 76, semilla de 5 x 10 4 células por pocillo en placa de 24 pocillos con 1 ml de virus y 1 ml de medio RPMI. placa Centrifugar a 1000 xg y 32 ° C durante 1 hr.
- 24 horas después de la infección, recoger hemichain transducidas Jurkat 76 células por pipeteo y se centrifuga a 350 g durante 4 min. Desechar el sobrenadante y resuspender en medio RPMI fresco para el posterior cultivo.
- Purificar las células transducidas si el hemichain es molecularmente etiquetada 2-3 días después del paso 5.2, mediante tincióning con fluoróforo conjugado anti-NGFR mAb seguido de flujo asistida o célula-magnético asistida clasificación (opcional) 27.
- Siguiendo los pasos de 2.1 a 2.3, producir virus 293GPG que codifica un contador de cadena TCR clonado a partir de los pasos 4.4 o 4.5.
- Para reconstituir totalmente el TCR, la transducción de la línea de células T que expresan establemente la céntrica hemichain TCR generada en los pasos 5.1-5.3 utilizando virus desde el paso 5.4. Realizar la transducción tal como se describe en los pasos 5.1-5.2.
- Purificar CD3 + transfectantes utilizando anti-CD3 separación celular magnética asistida siguiendo el protocolo del fabricante, 2-3 días después del paso 5.5 27.
- Para validar la especificidad de antígeno, manchar los transfectantes que expresan TCR clonotípico compuestos de la hemichain TCR centrada emparejado con varios contra-cadenas, con mAbs co-receptores de anti-CD3 y / o, y multímero HLA, 3-5 días después de la purificación CD3. Analizar las células por citometría de flujo (Figura 4-5) 19.
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Representative Results
Sin el conocimiento previo de los cuales es hemichain cadena centrada, la cadena TCRα y TCR debe ser clonado y transduce a las células T de sangre periférica, que fue hecho en el caso de HLA-A24 / WT1 reactiva TAK1 TCR (Figura 1) por separado. Transducción de TAK1β dio una frecuencia notablemente más alto de las células T específicas de antígeno. Por el contrario, transducción de una hemichain no centrado no cedería células T positivas multímero de novo, como se ve con la cadena TAK1α (Figura 1). Durante el análisis, la puerta en las células NGFR + si el gen TCR fue etiquetado para analizar específicamente las células transducidas (Figura 1 - 2). Por otro lado, la única hemichain centrado puede ser transducida si se sabe que es dominante, por ejemplo, el SIG35α y cadenas invariantes Vα24 TCRα (Figura 2 y 3). células T específicas para el respectivo cogncomió antígeno aumentado en frecuencia tras la transducción de un hemichain TCRα céntrica. (Figura 2-3). En conjunto, estos datos demuestran que la introducción de un centrado TCRα o TCR hemichain a las células T de sangre periférica puede generar los TCR de novo con la especificidad de antígeno de interés.
población específica de antígeno se puede ordenar por células asistida por el flujo de la clasificación y hemichains TCR puede ser clonado como se describe en la sección 4. Protocolo clonotypic TCR contra-cadenas se pueden reconstituir de forma individual en una línea de células T que expresan de forma estable el hemichain céntrica. Jurkat 76 transfectantes, que expresan recién clonados TCR únicos de células T TAK1β o SIG35α centrada hemichain transducidas, poseían variando avidez por el antígeno afín respectivo, como se determina por HLA / péptido multímero tinción 5,6. En concreto, hemos sido capaces de aislar de novo TCRα contra-t cadenassombrero cuando se combina con TAK1β se tiñeron con ya sea menor o mayor intensidad por el complejo antígeno WT1 que el emparejamiento de los padres TAK1αβ (Figura 4). Del mismo modo, SIG35α emparejado con contra-cadenas únicas reconocidas HLA-A2 / MART1 con moderada a alta avidez (Figura 5). SIG35α fue clonado independiente de un heterodímero TCRαβ 5, por lo tanto, una pareja parental para este hemichain no estaba disponible para la comparación. Es importante destacar que estos datos indican que es posible modular la afinidad por el antígeno diana por el emparejamiento de la hemichain centrada con varios contra-cadenas.
Figura 1:. TAK1β como un ejemplo de restringidos por HLA hemichains TCR centrada hemichain TCRα o TCR de la HLA-A24 / WT1 reactiva TAK1 TCR fue etiquetado con nervio truncado factor de crecimiento recePtor (ΔNGFR), y transducidas de forma individual a las células T de sangre periférica. Los transfectantes se tiñeron con PC5 conjugado anti-CD8 (133x diluida) y conjugado con FITC anti-NGFR (20x diluida) anticuerpos monoclonales (mAbs), y se indican multímero HLA-A24 (5 mg / ml), después de dos veces de antígeno-específica estímulo. Total de 6 donantes fueron probados. Todos los datos fueron cerrada en las células NGFR +. Figura con el permiso de la referencia 6 impresa volver a. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2:. SIG35α como un ejemplo de restringidos por HLA hemichain centrada TCRα cadena SIG35α TCRα etiquetadas con ΔNGFR, o la etiqueta de solo, se transducen a las células T de sangre periférica. Los transfectantes se tiñeron con PC5-conjugated anti-CD8 (133x diluida) y conjugado con FITC anti-NGFR (20x diluida) mAbs, e indicaron HLA-A2 multímero (8 mg / ml). Total de 4 donantes fueron probados. Todos los datos fueron cerrada en las células NGFR +. Figura re-impreso con el permiso de referencia 5 (Derechos de autor 2015. La Asociación Americana de inmunólogos, Inc.). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3:. Receptor de las células asesinas naturales invariantes T (iNKT) Vα24 (Vα24i) como un ejemplo de CD1d-restringido TCRα hemichain centrada cadena TCRα Vα24i fue transducida a células T de sangre periférica. Los transfectantes se tiñeron con FITC conjugado con anti-CD3 (20x diluida) mAb e indicaron multímero CD1d (5 mg / ml). Descargada mo CD1dlecules fueron producidos a partir de células HEK293 y endógenos presentes desconocidos auto-lípidos. iNKT TCR se define mediante el reconocimiento de CD1d que presenta α-GalCer o su análogo PBS-57. Total de 4 donantes fueron probados. Figura con el permiso de la referencia 7 impresa volver a. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4: Representante TCRα contra-cadenas clonadas a partir de TAK1β transdujeron células T TCRα clones T262, A262, A186, A133, y T4 fueron clonados a partir de HLA-A24 / WT1 células T periféricas TAK1β transducidas multímero positivos, y reconstituirse de forma individual en Jurkat 76 células. expresar CD8, junto con la cadena de TAK1β. Los transfectantes se tiñeron con PC5 conjugado con mAb anti-CD8 (133x diluida) e indicaron HLA-A24multímero (5 mg / ml). Los datos son representativos de dos experimentos independientes. Las barras de error indican gama. Figura con el permiso de la referencia 6 impresa volver a. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 5: Representante TCR contra-cadenas clonadas a partir de SIG35α transdujeron células T TCR clones 413, 523, 788, 1086, 794, y 830 fueron clonados a partir de HLA-A2 / MART1 células T periféricas SIG35α positivo multímero transducidas, y de forma individual reconstituyó en Jurkat. 76 células que expresan CD8, junto con la cadena de SIG35α. DMF5 era un TCR de alta afinidad previamente clonado reconocimiento de HLA-A2 / MART1. Los transfectantes se tiñeron con PC5 conjugado anti-CD8 mAb (133x diluido) y se indican HLA-A2 multímero (2 g / ml). Los datos son representativos de dos experimentos independientes. Las barras de error indican gama. Figura re-impreso con el permiso de referencia 5 (Derechos de autor 2015. La Asociación Americana de inmunólogos, Inc.). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Tabla 1:.. PMX instalación para la digestión del vector Reactivos y volúmenes respectivos se muestran Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta tabla.
Tabla 2: Disposición para la 1ª ronda 5 'RACE PCR. Reactivos y volúmenes respectivos, la configuración de la PCR, y secuencia del cebador se muestran. Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta tabla.
Tabla 3: Disposición para la 2ª ronda 5 'RACE PCR Reactivos y volúmenes respectivos, la configuración de la PCR, y se muestran las secuencias de los cebadores.. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta tabla.
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Discussion
El primer requisito para la aplicación exitosa de este método está logrando suficiente eficacia de transducción de las células T primarias con el hemichain de interés. En nuestra experiencia, la combinación del uso de PG13 como línea celular de empaquetamiento y pMX como resultados de vectores retrovirales en la expresión estable y eficaz del gen introducido en las células T primarias humanas. células de empaquetamiento PG13 pueden ser de una sola célula clonada para seleccionar las células de empaquetado de alto título para mejorar la eficiencia de transducción. Además, también se requiere la proliferación de las células T para alta eficacia de transducción por retrovirus. En el protocolo descrito, la estimulación con anti-CD3 soluble mAb OKT3, junto con una alta concentración de rhIL-2, proporciona las señales de activación necesarias para inducir la división celular. Los monocitos son necesarios para la capacidad estimuladora de OKT3 soluble, probablemente a través de la unión con los receptores de Fc. Por lo tanto, mayor PBMC, y no se purificaron células T, se requiere para este protocolo de estimulación en particular. Tcélulas deben ser cultivadas en RPMI suplementado con suero humano de los resultados experimentales óptimas. Todas las demás células descritas aquí pueden ser cultivadas en presencia de suero de ternera fetal.
En segundo lugar, de novo TCR específicos de antígeno generadas células que expresan deben ser detectables. Para ciertos hemichains TCR, como TAK1β, las células que expresan de novo TCR sólo son detectables después de la estimulación con células presentadoras de antígeno de antígeno (APC) pulsada. Por lo tanto, si los TCR específicos de antígeno no se detectan de inmediato después de la transducción de hemichain centrado, podrían ser detectable después de la expansión por las APC. Tenga en cuenta que la transducción de un hemichain no centrado no produciría células T específicas de antígeno de novo incluso después de la expansión específica de antígeno con APCs, como se ve con la hemichain TAK1α (Figura 1). En nuestros estudios, multímeros HLA se utilizan para la detección, sin embargo, esto podría no estar disponible para algunos TCR, especialmente HLA de clase II restringido el TCRs. Una alternativa sería para detectar las respuestas funcionales de células T. células T Hemichain transducidas pueden ser estimuladas con APCs pulsadas con el antígeno de interés. APCs pulsadas de vehículos y las células T no transducidas se pueden usar como controles. células T respondedoras pueden ser detectados por la regulación positiva de los marcadores de activación de superficie tales como CD107a, CD154, CD137 o.
Por último, es importante para validar que los contra-cadenas clonadas, de hecho, reconocen el antígeno de interés cuando se combina con la hemichain céntrica. Esto es particularmente importante cuando el hemichain centrado es TCR y contra-cadenas son TCRα, ya que la exclusión alélica de genes TCRα es permeable y se estima que una porción significativa de las células T periféricas αβ expresar más de una cadena TCRα 28. La reactividad puede ser confirmado con la tinción de multímero o medir la respuesta funcional después de la estimulación con APC que presentan el antígeno afín.
una limitatien de esta técnica es que no todos los TCR se componer una hemichain centrada, ya que ambos TCRα y TCR contribuyen comparativamente al antígeno reconocimiento en algunos casos 3. Por lo tanto, las células T periféricas transducidas con tales hemichains no céntricas no pueden producir de novo de antígenos específicos de TCR.
Sin embargo, este método representa un avance conceptual sobre el enfoque convencional de los TCR de clonación, donde tanto TCRα y TCR genes debe ser clonado y el par correcto debe garantizarse 29,30. En nuestra técnica, el emparejamiento entre hemichains ya no es una preocupación principal y sólo una de las cadenas de TCR debe ser clonado, dado que la otra es fija. Además de HLA de clase I o TCR CD1d-restringido, el método descrito también se puede aplicar al aislamiento de los TCR de HLA de clase II restringidos para la terapia génica TCR.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.05% Trypsin-EDTA | Wisent Bioproducts | 325-043-CL | |
| 293GPG cells | Generated by Ory et al. (ref 8) | ||
| Agar | Wisent Bioproducts | 800-010-CG | |
| Agarose | Wisent Bioproducts | 800-015-CG | |
| Ampicillin sodium salt | Wisent Bioproducts | 400-110-IG | |
| Chloroform | BioShop | CCL402 | |
| Deoxynucleotide (dNTP) Solution Mix | New England Biolabs | N0447L | |
| DMEM, high glucose, pyruvate | Life Technologies | 11995065 | |
| EcoRI | New England Biolabs | R0101S | |
| EZ-10 Spin Column DNA Gel Extraction Kit | BS353 | ||
| Fetal Bovine Serum | Life Technologies | 12483020 | |
| Ficoll-Paque Plus | GE Healthcare | 17-1440-02 | |
| Filter | Corning | 431220 | 0.45 mm pore SFCA membrane |
| FITC-conjugated anti-human CD271 (NGFR) mAb | Biolegend | 345104 | clone ME20.4 |
| FITC-conjugated anti-human CD3 mAb | Biolegend | 300440 | clone UCHT1 |
| Gentamicin | Life Technologies | 15750078 | |
| Gibson Assembly Master Mix | New England Biolabs | E2611L | used for multi-piece DNA assembly |
| HLA-A2 pentamer | Proimmune | depends on antigenic peptide | HLA-A2/MART1 multimer used here was purchased from Proimmune |
| HLA/CD1d monomers | NIH Tetramer Core Facility | multimerize monomers according to protocol provided by NIH tetramer core facility | |
| Human AB serum | Valley Biomedical | HP1022 | |
| human CD3 microbeads | Miltenyi Biotec | 130-050-101 | |
| IOTest Beta Mark TCR V beta Repertoire Kit | Beckman Coulter | IM3497 | |
| Jurkat 76 cells | Generated by Heemskerk et al. (ref 10) | ||
| LB Broth | Wisent Bioproducts | 800-060-LG | |
| LS MACS column | Miltenyi Biotec | 130-042-401 | |
| NEB 5-alpha Competent E. coli | New England Biolabs | C2987I | |
| NEBuffer 3.1 | New England Biolabs | B7203S | used for EcoRI and NotI digestion |
| NotI | New England Biolabs | R0189S | |
| NucleoBond Xtra Midi | Macherey-Nagel | 740410 | used for plasmid purification |
| PC5-conjugated anti-human CD8 mAb | Beckman Coulter | B21205 | clone B9.11 |
| PG13 cells | ATCC | CRL-10686 | |
| Phusion HF Buffer Pack | New England Biolabs | B0518S | |
| Phusion High-Fidelity DNA Polymerase | New England Biolabs | M0530L | |
| pMX retroviral vector | Cell Biolabs | RTV-010 | |
| polybrene | Sigma-Aldrich | H-9268 | |
| Proleukin (recombinant human interleukin-2) | Novartis | by Rx only | equivalent product can be purchased from Sigma-Aldrich |
| Purified anti-human CD3 antibody | Biolegend | 317301 | clone OKT3, used for T cell stimulation |
| RPMI 1640 | Life Technologies | 11875119 | |
| SA-PE | Life Technologies | S866 | used for multimerizing monomers from NIH tetramer core facility |
| SMARTer RACE 5'/3' Kit | Clontech | 634858 | |
| Sterile water | Wisent Bioproducts | 809-115-LL | |
| SuperScript III First-Strand Synthesis System | Invitrogen | 18080051 | for cDNA synthesis |
| Syringe | BD | 301604 | 10 ml, slip tip |
| Tetracycline hydrochloride | Sigma-Aldrich | T7660 | |
| TransIT-293 | Mirus Bio | MIR 2700 | used to transfect 293GPG cells |
| TRIzol Reagent | Life Technologies | 15596026 |
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