É necessária uma assinatura do JoVE para visualizar este conteúdo. Faça login ou inicie seu teste gratuito.

Artigo de método

In-Nucleus Hi-C em Células Drosophila

4.4K visualizações

⸱

DOI:

10.3791/62106

⸱

15 de setembro de 2021

 ,  ,  , 
1Departamento de Genética Molecular, Instituto de Fisiología Celular, Universidad Nacional Autónoma de México

Neste artigo

Resumo

O genoma é organizado no espaço nuclear em diferentes estruturas que podem ser reveladas através de tecnologias de captura de conformação cromossomos. O método Hi-C no núcleo fornece uma coleção de interações de cromatina em linhas celulares Drosophila, que gera mapas de contato que podem ser explorados em resolução de megabases em nível de fragmento de restrição.

Resumo

O genoma é organizado em domínios topologicamente associando (TADs) delimitados por fronteiras que isolam interações entre domínios. Em Drosophila, os mecanismos subjacentes à formação e aos limites do TAD ainda estão sob investigação. A aplicação do método Hi-C em núcleo descrito aqui ajudou a dissecar a função de sítios de ligação de proteína arquitetônica (AP) nas fronteiras do TAD isolando o gene Notch. A modificação genética dos limites de domínio que causam a perda de APs resulta em fusão TAD, defeitos transcricionais e alterações topológicas de longo alcance. Esses resultados forneceram evidências demonstrando a contribuição de elementos genéticos para a formação de limites de domínio e controle da expressão genética em Drosophila. Aqui, o método Hi-C no núcleo foi descrito em detalhes, o que fornece importantes pontos de verificação para avaliar a qualidade do experimento juntamente com o protocolo. Também são mostrados os números necessários de leituras de sequenciamento e pares Hi-C válidos para analisar interações genômicas em diferentes escalas genômicas. A edição genética mediada pelo CRISPR/Cas9 de elementos regulatórios e o perfil de alta resolução das interações genômicas usando este protocolo Hi-C no núcleo pode ser uma combinação poderosa para a investigação da função estrutural dos elementos genéticos.

Introdução

Nos eucariotes, o genoma é dividido em cromossomos que ocupam territórios específicos no espaço nuclear durante a interfase1. A cromatina formando os cromossomos pode ser dividida em dois estados principais: um de cromatina acessível que é transcritivamente permissivo, e o outro de cromatina compacta que é transcritivamente repressiva. Esses estados de cromatina segregam e raramente se misturam no espaço nuclear, formando dois compartimentos distintos no núcleo2. Na escala sub-megabase, os limites separam domínios de interações de cromatina de alta frequência, chamados TADs, que marcam a organização cromossômica3,4,5. Nos mamíferos, os limites do TAD são ocupados por cohesin e fator de ligação CCCTC (CTCF)6,7,8. O complexo de cohesina extruda a cromatina e para em locais de ligação CTCF que são dispostos em uma orientação convergente na sequência genômica para formar laços de cromatina estável9,10,13,14. A interrupção genética do local de ligação de DNA ctcf nos limites ou redução da densidade de proteínas de CTCF e cohesina resulta em interações anormais entre elementos regulatórios, perda da formação de TAD e desregulação da expressão genética9,10,11,13,14.

Em Drosophila, os limites entre os TADs são ocupados por vários APs, incluindo fator associado a elementos de fronteira 32 kDa (BEAF-32), Motif 1 proteína de ligação (M1BP), proteína centrosômica 190 (CP190), supressor de asa peluda (SuHW) e CTCF, e são enriquecidos em modificações de histona ativa e Polymerase II16,17,18. Tem sido sugerido que em Drosophila, os TADs aparecem como consequência da transcrição13,17,19, e o papel exato dos APs independentes na formação de limites e propriedades de isolamento ainda está sob investigação. Assim, se os domínios em Drosophila são uma consequência única da agregação de regiões de estados transcricionais semelhantes ou se as APs, incluindo a CTCF, contribuem para a formação de limites permanece totalmente caracterizada. A exploração de contatos genômicos em alta resolução tem sido possível através do desenvolvimento de tecnologias de captura de conformação de cromossomos, juntamente com o sequenciamento de próxima geração. O protocolo Hi-C foi descrito pela primeira vez com a etapa de ligadura realizada "em solução"2 na tentativa de evitar produtos de ligadura espúria entre fragmentos de cromatina. No entanto, vários estudos apontaram para a constatação de que o sinal útil nos dados veio de produtos de ligadura formados em núcleos parcialmente lysed que não estavam na solução20,21.

O protocolo foi então modificado para realizar a ligadura dentro do núcleo como parte do experimento Hi-C de célula única22. O protocolo Hi-C no núcleo foi posteriormente incorporado à população celular Hi-C para produzir uma cobertura mais consistente ao longo de toda a gama de distâncias genômicas e produzir dados com menos ruído técnico23,24. O protocolo, descrito em detalhes aqui, baseia-se no protocolo Hi-C da população no núcleo23,24 e foi usado para investigar as consequências da remoção genética de motivos de vinculação de DNA para CTCF e M1BP de um limite de domínio no lócus genético notch em Drosophila25. Os resultados mostram que alterar os motivos de vinculação de DNA para APs na fronteira tem consequências drásticas para a formação do domínio de Notch, defeitos topológicos maiores nas regiões ao redor do lócus notch e desregulamentação da expressão genética. Isso indica que elementos genéticos nos limites do domínio são importantes para a manutenção da topologia do genoma e expressão genética em Drosophila25.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Protocolo

1. Fixação

  1. Comece com 10 milhões de células da linha 2 plus (S2R+) da Schneider para preparar 17,5 mL de suspensão celular no meio Schneider contendo 10% de soro bovino fetal (FBS) à temperatura ambiente (RT).
  2. Adicione formaldeído sem metanol para obter uma concentração final de 2%. Misture e incubar por 10 minutos no RT, tomando o cuidado de misturar a cada minuto.
    NOTA: Formaldeído é um produto químico perigoso. Siga as normas de saúde e segurança apropriadas e trabalhe no capô da fumaça.
  3. Sacie a reação adicionando glicina para alcançar uma concentração final de 0,125 M e misture. Incubar por 5 min na RT, seguido por 15 min no gelo.
  4. Centrífuga por 400 × g no RT por 5 min e depois por 10 min a 4 °C; descartar o supernante. Resuspenda a pelota cuidadosamente em 25 mL de salina fria 1x tamponada com fosfato.
  5. Centrifugar a 400 × g por 10 min a 4 °C, depois descarte o supernaspe.
    NOTA: Se continuar com o protocolo, vá para a etapa 2.1 para a lise; caso contrário, congele a pelota em líquido N2 e armazene a pelota a -80 °C.

2. Lysis

  1. Resuspenncie as células em 1 mL de tampão de lise gelada (10 mM Tris-HCl, pH 8; 0,2% de surfactante não iônico (ver a Tabela de Materiais); 10 mM NaCl; 1x inibidores de protease), e ajuste o volume para 10 mL com tampão de lise gelada. Ajuste o volume para obter uma concentração de 1 × 106 células/mL. Incubar no gelo por 30 minutos, misturando a cada 2 minutos invertendo os tubos.
  2. Centrifugar os núcleos a 300 × g por 5 min a 4 °C e, em seguida, descartar cuidadosamente o sobrenante. Lave a pelota 1x com 1 mL de tampão de lise fria e transfira-a para um tubo de microcentrifutura. Lave a pelota 1x com 1 mL de tampão de restrição de 1,25x frio e resuspenda cada pelota de célula em 360 μL de tampão de restrição de 1,25x.
  3. Adicione 11 μL de sulfato de dodecyl de sódio de 10% de sódio (SDS) por tubo (concentração final de 0,3), misture cuidadosamente por pipetação e incubar a 37 °C por 45 min, tremendo a 700-950 rpm. Pipet para cima e para baixo para interromper aglomerados algumas vezes durante a incubação.
  4. Sacie o SDS adicionando 75 μL de surfactante não iônico (solução de 10%, ver a Tabela de Materiais) por tubo (concentração final de 1,6%) e incubar a 37 °C por 45 min, tremendo a 950 rpm. Encolé-lo algumas vezes para interromper aglomerados durante a incubação.
    NOTA: Se os aglomerados forem grandes e difíceis de interromper, diminua a velocidade rotativa para 400 rpm durante os tratamentos SDS e surfactantes. Se os aglomerados são difíceis de desagregar por pipetação, divida a amostra em duas; ajustar os volumes de buffer de restrição, SDS e surfactante; e proceder com a permeabilização. Em seguida, gire os núcleos em velocidade mínima (200 × g),descarte cuidadosamente o supernante, acumule as amostras em tampão de restrição de 1X e proceda com a digestão. Tome uma alíquota de 10 μL como a amostra não digerida (UD).

3. Digestão enzimática

  1. Digerir a cromatina adicionando 200 unidades (U) de Mbo I por tubo, e incubar a 37 °C por um período que varia de 4h a durante a noite durante a rotação (950 rpm).
  2. No dia seguinte, adicione mais 50 U de Mbo I por tubo e incubar a 37 °C por 2h enquanto gira (950 rpm).
  3. Inativar a enzima incubando os tubos a 60 °C por 20 min. Coloque os tubos no gelo.
    NOTA: Tome uma alíquota de 10 μL como a amostra digerida (D).

4. Biotinylation de extremidades de DNA

  1. Para preencher as saliências do fragmento de restrição e rotular as extremidades do DNA com biotina, adicione 1,5 μL cada um de 10 mM dCTP, dGTP, dTTP, 20 μL de 0,4 mM biotina dATP, 17,5 μL de tampão Tris low-EDTA (TLE) tampão [10 mM Tris-HCl, 0,1 mM EDTA, pH 8.0], e 10 μL de 5 U/μL de Klenow (DNA polymerase I grande fragmento) para todos os tubos. Misture cuidadosamente e incubar por 75 min a 37 °C. Agite a 700 rpm a cada 10 s por 30 s. Coloque todos os tubos no gelo enquanto prepara a mistura de ligadura.

5. Ligadura

  1. Transfira cada mistura de cromatina digerida para um tubo separado de 1 mL com mistura de ligadura (100 μL de tampão de ligadura de 10x, 10 μL de 10 mg/mL de colmeia bovina, 15 U de ligadura de DNA T4 e 425 μL de água dupla destilada [ddH2O]). Misture bem por pipetação suave e incubar durante a noite a 16 °C.

6. Reversão de crosslink e purificação de DNA

  1. Degrade as proteínas adicionando 50 μL de 10 mg/mL Proteinase K por tubo, e incubar a 37 °C por 2 h. Crosslinks reversos aumentando a temperatura para 65 °C e incubar durante a noite.
  2. Degrade o RNA adicionando 20 μL de 10 mg/mL RNase A, e incubar a 37 °C por 1 h.
  3. Realizar extração de fenol:clorofórmio seguido de precipitação de etanol.
    1. Adicione 1 volume de fenol-clorofórmio e misture completamente por inversão para obter uma fase branca homogênea.
      NOTA: O fenol é um produto químico perigoso. Siga as normas de saúde e segurança adequadas. Trabalhe no capô da fumaça.
    2. Centrífuga a 15.000 × g por 15 min. Transfira a fase aquosa para um tubo de microcentrífuga de 2 mL fresco. Realize uma extração traseira da camada inferior com 100 μL de tampão TLE e transfira a fase aquosa para o mesmo tubo de 2 mL.
    3. DNA precipitado adicionando 2 volumes de 100% de álcool etílico (EtOH), 0,1 volumes de acetato de sódio de 3 M e 2 μL de 20 mg/mL de glicogênio. Incubar a -20 °C por um período que varia de 2h a noite.
    4. Gire a 15.000 × g por 30 min a 4 °C, e lave as pelotas 2x com gelo frio de 70% EtOH. Seque as pelotas em RT e resuspenque em 100 μL de tampão TLE. Quantifique o DNA usando um corante fluorogênico que se liga seletivamente ao DNA e um fluorômetro de acordo com as instruções do fabricante(Tabela de Materiais).
      NOTA: O protocolo pode ser pausado aqui. Armazenar produtos de ligadura a 4 °C a curto prazo ou a -20 °C a longo prazo. Use uma alíquota (100 ng) do material como a amostra ligada (L) para controle de qualidade.

7. Avalie a qualidade do modelo Hi-C

  1. Controles qualitativos de digestão e ligadura
    1. Purifique o DNA das alíquotas UD e D invertendo os crosslinks, e realize a extração de fenol:clorofórmio e precipitação de etanol conforme descrito acima.
    2. Carregar 100 ng de amostras de UD, D e L em um gel de 1,5% de agarose. Procure por uma mancha centrada em torno de 500 bp na amostra D versus uma faixa de alto peso molecular para a amostra de L (ver resultados representativos).
  2. Controle quantitativo de eficiência de digestão
    NOTA: Para avaliar a eficiência de digestão com mais precisão, use as amostras de UD e D como modelos para realizar reações quantitativas da cadeia de polimerase (qPCR) usando primers projetados da seguinte forma.
    1. Projete um par de primer que amplifica um fragmento de DNA contendo o local de restrição de DNA para a enzima usada para digestão (Mbo I no protocolo atual), chamado R na fórmula na etapa 7.2.3.
    2. Projete um par de primer que amplifica um fragmento de DNA de controle que não contenha o local de restrição para a enzima usada para digestão (Mbo I para o protocolo atual), chamado C na fórmula na etapa 7.2.3.
    3. Use os valores do limiar de ciclo (valores ct) da amplificação para calcular a eficiência da restrição de acordo com a fórmula mostrada abaixo:
      % Restrição = 100 - 100/2{(CtR - CtC)D - (CtR - CtC)UD}
      Quando a CtR refere-se ao valor ct do fragmento R, e CtC refere-se ao valor ct do fragmento C para amostra D e UD amostra.
      NOTA: A porcentagem de restrição reflete a eficiência da enzima de restrição que corta o fragmento de DNA restrito (R) em comparação com um fragmento de DNA de controle (C) que não contém o local de DNA de restrição. Recomenda-se uma eficiência de restrição de ≥ 80%.
  3. Detecção de interações conhecidas
    1. Execute o PCR para amplificar um controle de ligadura interna para examinar interações de curto e/ou médio ou longo alcance (ver resultados representativos).
    2. Alternativamente, projete primers para amplificar um produto de ligadura no qual os primers estão em orientação para frente ou reverso em fragmentos de restrição adjacentes.
  4. Controle de preenchimento e rotulagem de biotina
    1. Verifique a eficiência de marcação e ligadura hi-C por amplificação e digestão de uma interação conhecida ou um produto de ligadura entre fragmentos de restrição adjacentes no genoma, conforme descrito acima.
      NOTA: O preenchimento bem-sucedido e a ligadura do site Mbo I (GATC) geram um novo local para a enzima de restrição Cla I (ATCGAT) na junção de ligadura e regenera o site Mbo I.
    2. Digerir o produto PCR com Mbo I, Cla I ou ambos. Depois de executar as amostras em um gel de 1,5-2%, estimar o número relativo de junções de ligaduras 3C e Hi-C quantificando a intensidade das bandas de corte e sem cortes26.
      NOTA: É desejada uma eficiência de > 70% (veja resultados representativos).

8. Sonicação

  1. Sonicar as amostras para obter fragmentos de DNA de 200-500 bp. Para o instrumento utilizado neste protocolo (ver a Tabela de Materiais),dilua a amostra (de 5 a 10 μg) em 130 μL de ddH2O por tubo, e defina o instrumento para sonicar até 400 bp: nível de preenchimento: 10; fator de dever: 10%; pico de tráfego incidente (w): 140; ciclos por explosão: 200; tempo (s): 80.

9. Remoção/reparo final da biotina

NOTA: As etapas abaixo são ajustadas para 5 μg de DNA Hi-C.

  1. Para realizar a remoção da biotina, transfira a amostra (130 μL) para um tubo de microcentrifuge fresco. Adicione 16 μL de tampão de ligadura de 10x, 2 μL de 10 mM dATP, 5 μL de T4 DNA Polymerase (15U) e 7 μL de ddH2O (160 μL de volume total). Incubar a 20 °C por 30 min.
  2. Adicione 5 μL de 10 mM dNTPs, 4 μL de tampão de ligadura de 10x, 5 μL de T4 polynucleotide quinase (10 U/μL), 1 μL de Klenow e 25 μL de ddH2O (200 μL de volume total). Incubar a 20 °C por 30 min.

10. Seleção de tamanho

  1. Para selecionar fragmentos principalmente na faixa de tamanho de 250-550 bp, realize a seleção de tamanho de imobilização reversível de fase sólida sequencial (SPRI) primeiro com 0,6x, seguido por 0,90x de acordo com as instruções do fabricante, e elute o DNA usando 100 μL de TLE.

11. Retração de biotina/ligadura/adaptador/adaptação

NOTA: Realize as lavagens reutilizando as contas magnéticas por vórtice, gire as amostras por 3 minutos em uma roda giratória e, em seguida, gire brevemente a amostra e coloque-a no suporte magnético. Deixe as contas grudarem no ímã, descarte o supernasce e proceda com a seguinte etapa de lavagem. Execute as lavagens a 55 °C em um bloco termo com rotação em vez da roda giratória.

  1. Coma o volume final para 300 μL por amostra com TLE para puxar para baixo. Prepare os buffers de lavagem de contas: 1x Tampão de Interpolação (TB) (TB: 5 mM Tris-HCl pH 8.0, 0,5 mM EDTA, 1 M NaCl, 0,05% Tween), 0,5x TB, 1x Tampão No-Tween (NTB) (5 mM Tris-HCl pH 8.0, 0,5 mM EDTA, 1 M NaCl), 2x NTB.
  2. Use 150 μL de contas magnéticas ligadas a streptavidina (ver a Tabela de Materiais) por biblioteca. Lave as contas 2x com 400 μL de 1x TB. Em seguida, resuspend contas em 300 μL 2x NTB.
  3. Misture as contas com o material Hi-C de 300 μL e incubar na RT por 30 minutos em uma roda giratória para permitir a ligação de biotina às contas streptavidin.
  4. Lave as contas com 400 μL de 0,5x TB e incubar a 55 °C por 3 min, girando a 750 rpm. Lave as contas em 200 μL de 1x de buffer de restrição.
  5. Resuspenque as contas em 100 μL de mistura de rejeito dATP (5 μL de 10 mM dATP, 10 μL de tampão de restrição de 10x, 5 μL de Klenow exo-, e 80 μL de ddH2O). Incubar a 37 °C por 30 min.
  6. Retire o supernascimento, lave as contas 2x com 400 μL de 0,5x TB incubando a 55 °C por 3 min e girando a 750 rpm.
  7. Lave as contas com 400 μL de 1x NTB e, em seguida, com 100 μL de tampão de ligadura 1x.
  8. Resuspenque as contas em 50 μL de tampão de ligadura 1x e transfira a suspensão para um novo tubo. Adicione 4 μL de adaptadores pe pré-enalados (15 μM de estoque) e 2 μL de ligase T4 (400 U/μL, ou seja, 800 U/tube); incubar na RT por 2 h.
    NOTA: Pré-anneal os adaptadores adicionando volumes iguais de ambos os adaptadores PE 1.0 e PE 2.0 (estoque de 30 μM) e incubação por 10 minutos na RT (ver a Tabela de Materiais).
  9. Recapture as contas removendo o supernascimento e lavando as contas 2x com 400 μL de TB. Lave as contas com 200 μL de 1x NTB, depois com 100 μL de tampão de restrição de 1x e resuspenja as contas em 40 μL de tampão de restrição de 1x.

12. Amplificação do PCR

  1. Configure PCRs de volume de 25 μL com ciclos de 5, 6, 7 e 8. Para cada PCR, use:
    Receita de Reação
    Contas hi-C2,5 μL
    10 μM PE PCR primer 1 (Tabela de Materiais)0,75 μL
    10 μM PE PCR primer 2 (Tabela de Materiais)0,75 μL
    10 mM dNTP0,6 μL
    Tampão de reação 5x5 μL
    Polimerase de DNA0,3 μL
    ddH2O14,65 μL
    Total25 μL
    CiclosTemperaturaHora
    198 °C30 s
    n ciclos98 °C10 s
    65 °C30 s
    72 °C30 s
    172 °C7 min.

13. Amplificação final do PCR

  1. Realize a amplificação final do PCR usando as mesmas condições descritas acima e o número de ciclos selecionados. Divida a amostra usando 5 μL de contas Hi-C como modelo em reações de 50 μL.
  2. Colete todas as reações do PCR e transfira-as para um tubo fresco. Use o ímã para remover as contas de streptavidina e recuperar os produtos supernascentes (PCR). Transfira as contas para um tubo fresco, lave as contas conforme indicado na etapa 11.2.9 e armazene em 1x tampão de restrição a 4 °C como backup.
  3. Purifique os produtos PCR utilizando 0,85x o volume das contas SPRI de acordo com as instruções do fabricante. Elute com 30 μL de tampão TLE.
  4. Quantifique a biblioteca Hi-C usando um instrumento fluorométrico, e confirme a qualidade da biblioteca por eletroforese capilar baseada em chip.
  5. Como ponto de verificação de última qualidade, use 1 μL da biblioteca Hi-C como modelo para executar uma reação pcr usando 10 ciclos usando as mesmas condições descritas na etapa 12.1. Divida o produto PCR em dois tubos de microcentrifuuge: digerir um com Cla I e deixar o outro indigesto como controle. Executar os produtos em um gel de 1,5-2% de agarose (ver resultados representativos).
  6. Prossiga para 50 bp ou 75 bp de sequência de extremidade emparelhada em uma plataforma de sequenciamento adequada.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Resultados

Descritos abaixo estão os resultados de um protocolo Hi-C bem sucedido (veja um resumo do fluxo de trabalho do protocolo Hi-C na Figura 1A). Existem vários pontos de controle de qualidade durante o experimento Hi-C no núcleo. As alíquotas amostrais foram coletadas antes (UD) e depois (D) da etapa de restrição da cromatina, bem como após a ligadura (L). Os crosslinks foram invertidos, e o DNA foi purificado e executado em um gel de agarose. Uma mancha de 200-1000 bp foi observada quando a res...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Discussão

O método Hi-C em núcleo apresentado aqui permitiu a exploração detalhada da topologia do genoma de Drosophila em alta resolução, proporcionando uma visão das interações genômicas em diferentes escalas genômicas, desde loops de cromatina entre elementos regulatórios, como promotores e melhoradores até TADs e identificação de compartimentos grandes25. A mesma tecnologia também foi aplicada eficientemente aos tecidos mamíferos com algumas modificações33. Por exemplo, ao proces...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Divulgações

Os autores não declaram interesses concorrentes.

Agradecimentos

Este trabalho foi apoiado pelo número de bolsas do PROGRAMA DE INOVAÇÃO E Amparo à Pesquisa (PAPIIT) da UNAM Technology Innovation and Research(PAPIIT) em 207319 e pelo número de bolsas do Conselho Nacional de Ciência e Tecnologia (CONACyT-FORDECyT) 303068. A.E.-L. é um aluno de mestrado apoiado pelo número de CVU do Conselho Nacional de Ciência e Tecnologia (CONACyT) 968128.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Solução de paraformaldeído a 16% (vol/vol)Ágar ScientificR1026
Biotina-14-dATPInvitrogenCA1524-016
Enzima ClaINEBR0197S
COVARIS UltrasonicatorCovarisLE220-M220
Corte SmartNEBB72002S
Meio Eagle Modificado de Dulbecco (DMEM) 1xLife Technologies41965-039
Dynabeads MyOne Streptabidin C1Invitrogen65002
Soro fetal bovino (FBS) filtrado estérilSigmaF9665
Klenow Dna PolI grande fragmentoNEBM0210L
Klenow exo(-)NEBM0210S
Tampão de ligaduraNEBB020S
Enzima MboINEBR0147M
NP40-IgepalSIGMACA-420Surfactante não iônico para adição no tampão de lise
Adaptador PE 1.0Illumina5'-P-GATCGGAAGAGCGGTTCAGCAG
GAATGCCGAG-3'PE
adaptador 2.0Illumina5'-ACACTCTTTCCCTACACGACGCT
CTTCCGATCT-3'PE
PCR primer 1.0Illumina5'-AATGATACGGCGACCACCGAGAT
CTACACTCTTTCCCTACACGACG
CTCTTCCGATCT-3'PE
PCR primer 2.0Illumina5'-CAAGCAGAAGACGGCATACGAG
ATCGGTCTCGGCATTCCTGCTGA
ACCGCTCTTCCGATCT-3'Fenol
: Clorofórmio: Álcool Isoamílico 25:24:1SIGMAP2069
Primer 1 (interação conhecida, Figura 2A)Sigma5'-TCGCGGTAATTTTGCGTTTGA-3'Primer
2 (interações conhecidas, Figura 2A)Sigma5'-CCTCCCTGCCAAAACGTTTT-3'Comprimido
de coquetel inibidor de proteaseRoche4693132001
Proteinase KRoche3115879001
QubitThermoFisherQ33327
RNAseContasRoche 10109142001
SPRIBeckmanB23318
T4 DNA ligaseInvitrogen15224-025
T4 DNA polimeraseNEBM0203S
T4 polinucleotídeo quinase (PNK) NEBM0201L
TaqPhusionNEBM0530SDNA polimerase
Triton X-100Surfactante não iônico para têmpera de SDS

Referências

  1. Cremer, T., Cremer, C. Chromosome territories, nuclear architecture and gene regulation in mammalian cells. Nature Review Genetics. 2, 292-301 (2001).
  2. Lieberman-Aiden, E., et al. Comprehensive mapping of long-range interactions reveals folding principles of the human genome. Science. 326, 289-293 (2009).
  3. Dixon, J. R., et al. Topological domains in mammalian genomes identified by analysis of chromatin interactions. Nature. 485, 376-380 (2012).
  4. Sexton, T., et al. Three-dimensional folding and functional organization principles of the Drosophila genome. Cell. 148 (3), 458-472 (2012).
  5. Dixon, J. R., Gorkin, D. U., Ren, B. Chromatin domains: the unit of chromosome organization. Molecular Cell. 62, 668-680 (2016).
  6. Bonev, B., Cavalli, G. Organization and function of the 3D genome. Nature Reviews Genetics. 17, 661-678 (2016).
  7. Lupiáñez, D. G., Spielmann, M., Mundlos, S. Breaking TADs: how alterations of chromatin domains result in disease. Trends in Genetics. 32, 225-237 (2016).
  8. Phillips, J. E., Corces, V. G. CTCF: master weaver of the genome. Cell. 137 (7), 1194-1211 (2009).
  9. Hong, S., Kim, D. Computational characterization of chromatin domain boundary-associated genomic elements. Nucleic Acids Research. 45, 10403-10414 (2017).
  10. Zuin, J., et al. Cohesin and CTCF differentially affect chromatin architecture and gene expression in human cells. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111 (3), 996-1001 (2014).
  11. Guo, Y., et al. CRISPR inversion of CTCF sites alters genome topology and enhancer/promoter function. Cell. 162, 900-910 (2015).
  12. Lupiáñez, D. G., et al. Disruptions of topological chromatin domains cause pathogenic rewiring of gene-enhancer interactions. Cell. 161, 1012-1025 (2015).
  13. Van-Steensel, B., Furlong, E. E. M. The role of transcription in shaping the spatial organization of the genome. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 20, 327-337 (2019).
  14. Merkenschlager, M., Nora, E. P. CTCF and cohesin in genome folding and transcriptional gene regulation. Annual Review of Genomics and Human Genetics. 17 (1), 17-43 (2016).
  15. Hansen, A. S., Pustova, I., Cattoglio, C., Tjian, R., Darzacq, X. CTCF and cohesin regulate chromatin loop stability with distinct dynamics. Elife. 6, 1-10 (2017).
  16. Van Bortle, K., et al. Insulator function and topological domain border strength scale with architectural protein occupancy. Genome Biology. 15, 82(2014).
  17. Ramírez, F., et al. High-resolution TADs reveal DNA sequences underlying genome organization in flies. Nature Communications. 9, 189(2018).
  18. Ulianov, S. V., et al. Active chromatin and transcription play a key role in chromosome partitioning into topologically associating domains. Genome Research. 26, 70-84 (2016).
  19. Rowley, M. J., et al. Evolutionarily conserved principles predict 3D chromatin organization. Molecular Cell. 67, 837-852 (2017).
  20. Gavrilov, A. A., Golov, A. K., Razin, S. V. Actual ligation frequencies in the chromosome conformation capture procedure. PLoS One. 8, 60403(2013).
  21. Gavrilov, A. A., et al. Disclosure of a structural milieu for the proximity ligation reveals the elusive nature of an active chromatin hub. Nucleic Acids Research. 41, 3563-3575 (2013).
  22. Nagano, T., et al. Single-cell Hi-C reveals cell-to-cell variability in chromosome structure. Nature. 502, 59-64 (2013).
  23. Rao, S. S. P., et al. A 3D map of the human genome at kilobase resolution reveals principles of chromatin looping. Cell. 159 (7), 1665-1680 (2014).
  24. Nagano, T., et al. Comparison of Hi-C results using in-solution versus in-nucleus ligation. Genome Biology. 16, 175(2015).
  25. Arzate-Mejía, R., et al. In situ dissection of domain boundaries affect genome topology and gene transcription in Drosophila. Nature Communications. 11, 894(2020).
  26. Schoenfelder, S., et al. Promoter capture Hi-C: high-resolution, genome-wide profiling of promoter interactions. Journal of Visualized Experiments. (136), e57320(2018).
  27. Servant, N., et al. HiC-Pro: an optimized and flexible pipeline for Hi-C processing. Genome Biology. 16, 259(2015).
  28. Philip, E., Måns, M., Sverker, L., Max, K. MultiQC: Summarize analysis results for multiple tools and samples in a single report. Bioinformatics. 10, 1093(2016).
  29. Wingett, S., et al. HiCUP: pipeline for mapping and processing Hi-C data. F1000 Research. 4, 1310(2015).
  30. Imakaev, M., et al. Iterative correction of Hi-C data reveals hallmarks of chromosome organization. Nature Methods. 9 (10), 999-1003 (2012).
  31. Akdemir, K. C., Chin, L. HiCPlotter integrates genomic data with interaction matrices. Genome Biolog. 16, 198(2015).
  32. Ramirez, F., et al. High-resolution TADs reveal DNA sequences underlying genome organization in flies. Nature Communications. 9, 189(2018).
  33. Ando-Kuri, M., et al. The global and promoter-centric 3D genome organization temporally resolved during a circadian cycle. bioRxiv. , (2020).
  34. Cuellar-Partida, G., et al. Epigenetic priors for identifying active transcription factor binding sites. Bioinformatics. 28 (1), 56-62 (2012).
  35. Zhang, Y., et al. Model-based analysis of ChIP-Seq (MACS). Genome Biology. 9, 137(2008).
  36. Ong, C. -T., et al. Poly(ADP-ribosyl)ation regulates insulator function and intrachromosomal interactions in Drosophila. Cell. 155 (1), 148-159 (2013).
  37. Fresán, U., et al. The insulator protein CTCF regulates Drosophila steroidogenesis. Biology Open. 4 (7), 852-857 (2015).
  38. Quinodoz, S., et al. RNA promotes the formation of spatial compartments in the nucleus. Cell. 174, 744-757 (2018).
  39. Olivares-Chauvet, P., et al. Capturing pairwise and multi-way chromosomal conformations using chromosomal walks. Nature. 540 (7632), 296-300 (2016).
  40. Beagrie, R., et al. Complex multi-enhancer contacts captured by genome architecture mapping. Nature. 543, 519-524 (2017).
  41. Redolfi, J., et al. DamC reveals principles of chromatin folding in vivo without crosslinking and ligation. Nature Structural and Molecular Biology. 26, 471-480 (2019).
  42. Maxwell, R., et al. HiChIP: efficient and sensitive analysis of protein-directed genome architecture. Nature Methods. 13, 919-922 (2016).
  43. Gao, X., et al. C-BERST: Defining subnuclear proteomic landscapes at genomic elements with dCas9-APEX2. Nature Methods. 15 (6), 433-436 (2018).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Reimpressões e permissões

Etiquetas

Organização da CromatinaDomínios de Associação TopológicaFronteiras de TADProteínas ArquitetônicasDigestão da CromatinaPulldown de BiotinaEdição Genética CRISPRInterações Genômicas
In-Nucleus Hi-C em Células Drosophila
Fale conosco
Recomendar à biblioteca

Privacidade

Termos de Uso

Políticas

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Todos os direitos reservados.