Preparação de membrana plasmática em pequena escala para a análise de cânbicas cânbicas cdr1-mGFPHis

A extração de proteínas de membrana integral de seu ambiente lipídico nativo pode afetar drasticamente sua estrutura e função^1,2,3,4. A complexa composição lipídica das membranas biológicas⁵ garante que interações proteína-lipídicas criticamente importantes possam ocorrer⁶. Os lipídios mantêm a integridade estrutural das proteínas da membrana, permitindo que funcionem corretamente em seu destino de compartimento de membrana^7,8. Portanto, um primeiro passo crítico na purificação da proteína da membrana é a extração da proteína de seu ambiente nativo sem afetar sua estrutura e/ou função.

Existem muitos obstáculos para caracterizar a estrutura das proteínas da membrana, a maioria das quais estão relacionadas à sua natureza hidrofóbica, e às dificuldades de expressar proteínas de membrana devidamente dobradas e funcionais nas quantidades necessárias para cristalografia de raios-X ou microscopia crio-elétron (crio-EM)^9,10,11,12. Existem três tipos de sistemas de expressão proteica de membrana: homólogo^9,heterologos^13,14,15, e sistemas de expressão in vitro ^16,17. Os níveis de expressão muitas vezes baixos, ou os custos proibitivos, de muitos sistemas de expressão deixam apenas alguns hospedeiros como a opção preferida para produzir proteínas de membrana. Eles incluem o hospedeiro bacteriano, Escherichia coli,as leveduras S. cerevisiae e Pichia pastoris,e maiores eucariotes, como células de insetos Sf9 ou linhas de células mamíferas¹⁸. Todas as tecnologias de expressão de proteína de membrana têm vantagens e desvantagens; no entanto, s. cerevisiae é talvez o organismo modelo eucariótico mais bem estudado adequado para a produção de proteínas de membrana. É altamente versátil com aplicações em engenharia genética, descoberta de medicamentos, biologia sintética e expressão de proteínas de membrana eucariótica^14,19,20,21.

Neste estudo, foi utilizada uma tecnologia patenteada de expressão de proteína de membrana S. cerevisiae ^21, com S. cerevisiae ADΔ¹⁴ e ADΔΔ²² como os hosts preferidos (Figura 1A),para superexpressar e estudar a principal bomba C. albicans multidrug efflux Cdr1. Ambas as cepas de S. cerevisiae são derivados de AD1-8u^- 23 que têm os genes ura3 (ADΔ) ou ambos os genes ura3 e his1 (ADΔΔ) excluídos para eliminar quaisquer falsos transformadores de uracil positivo ou prototrótroes de histidina surgidos através da integração indesejada no URA3 ou no loci genômico HIS1. A exclusão das 7 principais bombas de efflux multidroug²³, indicada na Figura 1A, torna ADΔΔ requintadamente sensível à maioria dos xenobióticos. O fator de transcrição mutante de ganho de função Pdr1-3 causa a superexpressão constitutiva de proteínas de membrana heterologos, como o Cdr1 (octógonos vermelhos na Figura 1A) após a integração do de transformação heterologous-ORF(Figura 1A) no lócus PDR5 genômico (retângulo azul na Figura 1A)através de dois eventos de recombação homologous. A localização adequada da membrana plasmática de proteínas etiquetadas C-terminally mGFPHis podem ser confirmadas por microscopia confocal(Figura 1A),e a sua tag pode ser usada para purificação de afinidade de níquel da proteína marcada. A clonagem de alguns transportadores fúngicos do ABC (por exemplo, Candida krusei ABC1) em plasmídeos derivados do pABC3, no entanto, não foi possível porque eles não poderiam ser propagados em Escherichia coli devido à toxicidade celular. Isso levou ao desenvolvimento da clonagem de uma etapa das proteínas de membrana^14,24 marcadas em seu N ou C-terminus com várias etiquetas de afinidade, epítope ou repórter diretamente em S. cerevisiae ADΔΔ(Figura 1C). S. cerevisiae As cepas ADΔ Δ que expressam demais vários mutantes CDR1 também podem ser criadas de forma eficiente, usando até cinco fragmentos de PCR individuais que se sobrepõem a 25 bp(Figura 1C). Empregando este protocolo, muitos ORFs de interesse podem ser clonados, expressos e caracterizados a baixo custo e com alta eficiência em um período de tempo muito curto. A eficiência de transformação reduz apenas ~2 vezes a cada fragmento adicional de PCR.

Se desejar, os níveis de expressão também podem ser facilmente manipulados pelo design primer para ajustar previsivelmente os níveis de expressão para qualquer lugar entre 0,1%-50% dos níveis de expressão geralmente altos e constitutivos²⁵. O vetor de clonagem de derivativo otimizado, multifuncional, pABC3^14, pABC3-XLmGFPHis²⁶ (Figura 1B) contém um site de decote protease HRV-3C (X; LEVLFQ| GP), um protease que tem melhor desempenho a 4 °C do que o vírus da trava de tabaco (TEV)²⁷. L é um linker de proteína de aminoácido (GSGGS), mGFP é um mutante monomédico (A206K)^28,29 versão da variante de proteína de fluorescência verde-fluorescência aprimorada yEGFP3³⁰, e Seu é um linker de três aminoácidos (GGS) seguido pela tag de purificação de proteína de níquel-afinidade de seis histidinas (HHHHHHHHH).

Esta tecnologia de expressão tem sido usada com sucesso na descoberta de medicamentos e no estudo de proteínas de membrana. A primeira estrutura para um alvo fúngico de azole, S. cerevisiae Erg11^31,foi resolvida usando essa tecnologia. Também possibilitou a caracterização detalhada de C. albicans Cdr1^32,33,34 e a criação de uma molécula Cdr1 deficiente de cisteína³⁵ adequada para estudos de cisteína-transligação para verificar qualquer futura estrutura de alta resolução. Muitos outros transportadores abc de grandes patógenos fúngicos humanos (ou seja, C. albicans, Candida glabrata, Candida auris, Candida krusei, Candida utilis, Cryptococcus neoformans, Aspergillus fumigatus, Penicillium marneffei, e o complexo de espécies Fusarium solani) também foram estudados em detalhes usando esta plataforma de expressão^{24,36,37,38,39}. Isso permitiu a geração de um painel de cepas de S. cerevisiae superexpressando bombas efflux que tem sido usada em telas de alto rendimento para descobrir o novo substrato de bomba efflux fluorescente Nilo vermelho⁴⁰ e específico⁴¹ e de amplo espectro^{14,33,42,43,44} inibidores da bomba efflux. O uso deste sistema também possibilitou a descoberta da clorgyline como o primeiro de seu tipo inibidor de bomba de efflux de amplo espectro de amplo espectro⁴².

A solubilização completa das proteínas da membrana e a criação de uma preparação homogênea de proteína-micelle de membrana homogênea desprovida de lipídios endógenos, requer altas concentrações de detergente⁴⁵. Mas, infelizmente, isso também muitas vezes inativa a proteína da membrana^5,8,45,46. As propriedades dos monômeros detergentes e sua agregação em solução são afetadas pelas propriedades físicas da cauda hidrofóbica, pelo comprimento e ramificação da cadeia de alquila, pela presença de um núcleo aromático ou cadeia lateral fluoroalquila, ou pelo número de unidades de polioxileno. Assim, a triagem de detergentes é um importante primeiro passo para determinar o detergente mais adequado para solubilização e purificação de proteínas de membrana.

C. albicans é um grande patógeno fúngico humano de indivíduos imunocomprometidos que podem causar infecções invasivas graves e fatais⁴⁷, e pode se tornar resistente a drogas antifúngicas^{azole 48,49}. Um dos principais mecanismos da resistência multidrogas c. albicans é a superexpressão do Cdr1⁵⁰, que é um carregador de ligação ATP tipo II (ABC)⁵¹ da subfamília ABCG localizada na membrana plasmática. Os transportadores de FUNG em tamanho real (consistindo em dois domínios de ligação nucleotídeos [NBDs] e dois domínios transmembranos [TMDs]) são mais conhecidos como transportadores de resistência a medicamentos pleiotrópicos (PDR) e são caracterizados por sua topologia de domínio invertida única [NBD-TMD]₂. Os transportadores de PDR só são encontrados nas plantas^52,53 e fungos⁵⁴. Apesar de sua importância, não há estruturas para transportadores de PDR, embora as estruturas para transportadores humanos de médio porte ABCG tenham sido recentemente resolvidas, o que ajudou a criar o primeiro modelo provisório para o Cdr1³³. Nossas recentes evidências experimentais sugerem, no entanto, que este modelo é falho possivelmente porque os transportadores Fúngicos de PDR têm NBDs assimétricos característicos resultando muito possivelmente em um mecanismo de transporte único. Uma estrutura de alta resolução do Cdr1 é, portanto, necessária tanto para o desenho racional de novos inibidores da bomba efflux que podem ajudar a superar a resistência a medicamentos mediados pela Efflux, quanto para fornecer insights sobre o mecanismo de ação desta importante família de transportes ABC.

O objetivo deste estudo foi desenvolver protocolos confiáveis para a expressão, solubilização e purificação do Cdr1 no hospedeiro de expressão S. cerevisiae geneticamente modificado, com o objetivo final de obter uma estrutura de alta resolução para o Cdr1. Como parte desse processo, uma tag dupla mGFPHis(Figura 1B)foi projetada com um linker de 16 resíduos separando a tag do C-terminus do Cdr1, que melhorou a ligação do 6x anexado Sua etiqueta de afinidade com a resina de afinidade de níquel e permitiu o monitoramento dos níveis de expressão cdr1 em células vivas e durante todo o processo de purificação. Também foi desenvolvido um protocolo reprodutível para preparações de proteína de membrana plasmática de levedura de pequena escala contendo cerca de 10% de C. albicans Cdr1 (como estimado pela coloração de Coomassie após a SDS-PAGE), que poderia ser usado para a caracterização bioquímica do Cdr1.

1. Preparação de estoques frescos ou congelados de células ADΔ e ADΔΔ competentes

1. Inoculação de 25 mL de 2x YPCD [i.e., 2x YPD; 2% (p/v) extrato de levedura, 2% (w/v) peptone, 4% (w/v) dextrose), 0,079 % (w/v) CSM (mistura completa de suplementos)]³⁵ médios com uma única colônia de levedura e incubam durante a noite (o/n) por 16 h a 30 °C com agitação a 200 revoluções por minuto (rpm).
2. Inocular 225 mL de 2x YPCD médio com a cultura de 25 mL o/n e verificar a densidade óptica celular a 600 nm (OD₆₀₀); o OD₆₀₀ é geralmente ~0,5-1.0.
   NOTA: Nesta fase, certifique-se de que todos os materiais necessários para o seguinte experimento de transformação estejam prontamente disponíveis.
3. Cresça a cultura a 30 °C por mais ~6-8 h com agitação a 200 rpm até que a densidade celular atinja um OD₆₀₀ de ~6-8.
   NOTA: As seguintes etapas são realizadas à temperatura ambiente (RT) a menos que seja indicado de outra forma.
4. Colher essas células de fase logarítmica por centrifugação a 3.000 x g por 3 min.
5. Resuspenque as células e lave-as duas vezes com água estéril dupla destilada (ddH₂O; ou seja, 200 mL e depois 20 mL).
6. Colher as células a 3.000 x g por 3 min.
7. Lentamente (ou seja, adicione 30 alíquotas iguais de solução de células competentes congeladas (FCC) a cada minuto por 30 minutos) resuspenque a pelota celular em X mL de FCC [5% (w/v) glicerol, 10% (v/v) sulfóxido de dimetil (DMSO)] no gelo (onde X = OD₆₀₀; por exemplo, se OD₆₀₀ = 6 resuspend em 6 mL, ou se OD₆₀₀ = 3 resuspendd em 3 mL).
   NOTA: A composição correta da FCC é fundamental para o sucesso da transformação.
8. Mantenha as células no gelo por 2h antes da transformação ou armazene alíquotas a -80 °C até que seja necessário.
   NOTA: As células ADΔ e ADΔΔ são muito sensíveis ao congelamento. Assim, as células devem ser resfriadas lentamente para -80 °C: coloque tubos de microcentrifuuge frios contendo alíquotas de células de 50-600 μL em uma caixa de armazenamento de plástico (RT). Coloque a caixa em um recipiente de poliestireno maior (RT) e feche o recipiente com uma tampa de poliestireno de montagem. Em seguida, coloque o recipiente no congelador -80 °C.
   ATENÇÃO: O congelamento lento é fundamental para a sobrevivência celular.

2. Transformação de ADΔ e ADΔ Δ com CaCDR1-XLmGFPHis e confirmação de transformadores corretos por colônia PCR e sequenciamento de DNA

NOTA: Plasmid pABC3-CDR1-mGFPHis foi criado usando estratégias convencionais de clonagem descritas em detalhes em Lamping et al., 2010⁵⁵ e é ilustrada na Figura 1B. Wild-type C. albicans CDR1 foi isolado como um fragmento pacI/NotI de plasmid pABC3-CaCDR1A-GFP¹⁴ e clonado em pABC3-XLmGFPHis²⁶.

1. PCR amplifica todo o de transformação CDR1 com um polimerase de DNA de alta fidelidade e par de primer PDR5-pro/PDR5-ter³⁵ usando 1-10 ng de pABC3-CaCDR1-XLmGFPHis como um modelo de DNA ou, alternativamente, digerir 2 μg de pABC3-CaCDR1-XLmGFPHis até a conclusão com 10 U restrição enzima AscI a 37 °C (Figura 1A,B).
   NOTA: O de transformação CDR1 (Figura 1A) compreende o promotor PDR5 - CaCDR1-mGFPHis - terminator PGK1 - marcador de seleção URA3 - região a jusante PDR5.
2. Realize agarose gel eletrophoresis e gel extrair o de transformação ~8 kb.
   NOTA: A purificação do gel do de transformação CaCDR1 de ~8 kb remove qualquer DNA plasmídeo não digerido, o que poderia levar a transformadores incorretos que têm todo o plasmídeo, em vez do de transformação linear, integrado no lócus genômico PDR5.
3. Desnaturar a quantidade necessária de DNA portador de espermatozomário de salmão (2 mg/mL; 10 mM Tris, 1 mM EDTA; pH 7.5) por 10 minutos em um banho de água fervente e manter no gelo. Use tubos com tampa de parafuso para ferver o DNA do esperma do salmão para evitar a abertura da tampa.
4. Misture 50 μL de DNA de esperma de salmão desnaturado com 14 μL do de transformação (500-2.000 ng) e mantenha os 64 μL de mistura de DNA no gelo até o uso posterior.
   NOTA: Use 10 ng de um e.coli-levedura plasmid (por exemplo, pYES2) como um controle de transformação positivo(Figura 2B).
5. Resuspenque células competentes frescas ou congeladas descongeladas rapidamente por 5 minutos em um banho de água de 30 °C e divida-as em alíquotas de 50 μL em tubos de microcentrifuuagem de 1,5 mL.
6. Células de colheita por centrifugação por 1 min em um microfumido em velocidade máxima (18.000 x g).
7. Remova o supernatante e mantenha a pelota de célula em RT.
8. Para cada transformação, misture 296 combinações de μL (RT) de 260 μL de 50% (w/v) polietileno glicol (PEG 3350) e 36 μL de acetato de lítio de 1 M (LiAc), por tubulação repetida, com as 64 μL apropriadas de misturas de DNA gelado.
9. Adicione a mistura apropriada imediatamente a uma alíquota de pelotização de pelotização de célula competente de 50 μL.
10. Resuspenque a pelota celular na mistura PEG-LiAc-DNA de 360 μL por meio de um vórtice completamente para cerca de 30 s.
11. Incubar a mistura celular em um banho de água de 30 °C por 1h.
    NOTA: As células ADΔ e ADΔΔ se transformam melhor a 30 °C do que a 42 °C³⁵.
12. Colher as células a 18.000 x g por 10 s. Descarte o supernatante e resuspenque a pelota de célula em 80 μL de ddH₂O.
13. Espalhe as células em uma placa de ágar CSM-URA³⁵ [ou seja, 0,67% (w/v) base de nitrogênio de levedura sem aminoácidos, 0,077% (w/v) CSM menos uracil, 2% (w/v) glicose e 2% (w/v) ágar].
14. Incubar as placas por 2-3 dias a 30 °C até que os transformadores de prototrófico uracil estejam claramente visíveis.
    NOTA: Espere ~100 transformadores por μg do de transformação linear ~8 kb CaCDR1 e ~4 x 10⁴ transformadores por μg pYES2.
15. Escolha cinco transformadores independentes e espalhe-os em uma placa CSM-URA fresca para separar os transformadores de prototrófico uracil de restos de células hospedeiras não transformadas.
16. Remova quaisquer mutantes de pequeno porte, cultivando os transformadores em placas de YPG-ágar [1% (w/v) extrato de levedura, 2% (w/v) peptone, 2% (v/v) glicerol e 2% (w/v) ágar](Figura 2D).
    NOTA: Mutantes pequenos têm mitocôndrias defeituosas e, portanto, não podem crescer em fontes de carbono não fermentáveis. Eles são bastante comuns em S. cerevisiae⁵⁶. S. cerevisiae ADΔ e ADΔΔ são particularmente propensos a adquirir o fenótipo pequeno.
17. Execute a colônia de leveduras PCR e confirme pelo menos três transformadores independentes a serem corretamente integrados ao lócus PDR5 genômico(Figura 1C)amplificando todo o de transformação de ~8 kb CaCDR1 com um polimerase de DNA específico que é otimizado para amplificar produtos PCR de fontes de modelo de DNA impuro. Use um conjunto de primers que se ligam fora do local de integração e alíquotas de 1 μL de suspensões celulares (em ddH₂O) derivadas de colônias únicas como modelos de DNA.
    NOTA: Esta polimerase de DNA em particular amplifica de forma confiável ~8 kb fragmentos pcr de células de levedura intactas. No entanto, para amplificação confiável, são necessários 45 ciclos de PCR, e as células de levedura devem ser resuspendidas em OD₆₀₀ 1-10 em ddH₂O.
18. Confirme o produto correto de amplificação PCR de ~8 kb por eletroforese de gel de DNA agarose de uma porção de 1 μL da reação pcr.
19. Remova os primers de amplificação em excesso de uma porção de 10 μL da reação do PCR com uma mistura enzimática de uma exonuclease de DNA de um fio único e uma fosfatase seguindo as instruções do fabricante antes de sequenciar todo o ORF usando partes da amostra de DNA tratada com primers apropriados.

3. Protocolo de isolamento da membrana de plasma de levedura de pequena escala

1. Células de levedura em crescimento
   1. Pré-cultura uma única colônia de leveduras em 10 mL de YPD a 30 °C por ~7-8 h com agitação a 200 rpm.
   2. Inocular 40 mL de meio YPD com a pré-cultura de 10 mL e incubar as células a 30 °C o/n (~16 h) com agitação a 200 rpm até que a densidade celular atinja um OD₆₀₀ de 1-3.
2. Colhendo células de levedura
   1. Colher 40 unidades de OD (ODU; por exemplo, 1 mL a um OD₆₀₀ de 1 = 1 ODU) de células de fase logarítmica a 4.200 x g por 5 min a 4 °C.
   2. Resuspend e lave as células duas vezes com ddH₂O estéril gelado (ou seja, 40 mL e depois 1 mL; colher células entre as etapas por centrifugação a 4.200 x g por 5 min a 4 °C).
   3. Resuspenque a pelota em 1 mL de ddH₂O estéril gelado e transfira a suspensão celular para um tubo de microcentrifuge pré-resfriado (no gelo) de 1,5 mL.
   4. Células de colheita a 3.300 x g por 3 min a 4 °C.
   5. Aspire o supernatante.
   6. Resuspend a pelota celular em tampão homogeneizador de 0,5 mL [HB; 50 mM Tris, 0,5 mM EDTA, 20% (v/v) glicerol; pH 7,5] recém-suplementado com fluoreto de fenilmetilsulfonyl de 1 mM (PMSF).
      NOTA: Adicione sempre o PMSF fresco porque o PMSF é inativado rapidamente após a exposição à água.
      ATENÇÃO: O PMSF é um inibidor de protease serina, extremamente corrosivo e destrutivo para os tecidos. Pode causar danos irreversíveis ao olho.
   7. Armazene a suspensão do celular a -80 °C ou use imediatamente.
3. Isolamento das membranas plasmáticas
   1. Se congelado, descongele as células no gelo por ~1 h.
   2. Adicione contas de sílica de 0,5 mm de diâmetro à suspensão celular de 0,5 mL para atingir um volume total de 1 mL.
   3. Quebrar células com 6 ciclos de vórtice em intensidade máxima de agitação por 1 min intercaladas com períodos de resfriamento de 3 minutos no gelo.
   4. Faça um fino orifício na parte inferior do tubo com uma lâmina de bisturi aquecida.
   5. Colete a célula quebrada homogeneizar através da parte inferior do tubo encaixado em outro tubo de microcentrifus de 1,5 mL gelado com um giro de baixa velocidade de 10 s (~200 rpm).
      NOTA: Isso garante que as contas de sílica permaneçam no tubo original.
   6. Centrifugar a célula homogeneizar a 5.156 x g por 5 min a 4 °C para remover detritos celulares, células ininterruptas e núcleos.
   7. Transfira 450 μL de supernacido em um tubo de microcentrifusagem de 1,5 mL gelado e adicione um adicional de 1 mL de HB gelado complementado com PMSF fresco (1 mM).
      NOTA: Esta etapa de diluição é fundamental para a recuperação da proteína da membrana plasmática de alta qualidade.
   8. Colher membranas plasmáticas a 17.968 x g por 1 h a 4 °C e resuspencar a pelota da membrana plasmática, por tubulação repetida, em 100 μL de HB recém-suplementada com 1 mM PMSF. Solte a pelota celular para homogeneização adequada da membrana plasmática, mexendo a pelota celular com a ponta de pipeta de 100 μL antes de liberar os 100 μL de HB e para cima e para baixo.
   9. Meça a concentração proteica da preparação da membrana plasmática com um kit de ensaio proteico compatível com tampões que contenham agente redutor e detergente.
   10. Armazene as membranas plasmáticas a -80 °C ou mantenha no gelo para uso imediato.

4. Sulfato de sódio de sulfato de poliacrilamida eletroforese de gel (SDS-PAGE)

1. Monte o aparelho para preparar géis de poliacrilamida.
2. Para dois géis separados (7% poliacrilamida), misture 2,1 mL de 40% de acrilamida/bis-acrilamida, 3 mL de tampão de separação de 4x (1,5 M Tris, 0,4% sulfato de dodecil de sódio [SDS] (w/v); pH 8,8) e 6,9 mL de ddH₂O. Adicione 8 μL de tetrametetilenodiamina (TEMED) e 60 μL de persulfato de amônio de 10% (APS) para iniciar a polimerização de acrilamida.
   ATENÇÃO: A acrilamida/bis-acrilamida é muito tóxica. Causa irritação da pele, neuropatia periférica e é um cancerígeno. TEMED é prejudicial se engolido ou inalado. APS é prejudicial se engolido. Causa sérias irritações nos olhos e na pele.
3. Despeje ~4-5 mL desta mistura no aparelho de gel montado, até ~2 cm do topo.
4. Camada cuidadosa ~1-2 mL de 0,1% SDS em cima para criar um menisco planar.
5. Deixe que o poliacrilamida seja definido por ~60 min no RT.
6. Prepare uma mistura de gel de empilhamento para dois géis misturando 0,5 mL de 40% de acrilamida/bis-acrilamida, 1 mL de tampão de empilhamento 4x (0,5 M Tris, 0,4% SDS (w/v); pH 6,8) e 6,9 mL de ddH₂O. Adicione 2 μL de TEMED e 30 μL de 10% APS para iniciar a polimerização da acrilamida.
7. Remova a camada SDS de 0,1% do gel de separação polimerizada e enxágue com ddH₂O para remover traços de SDS.
8. Despeje a mistura de gel de empilhamento no gel de separação.
9. Coloque um pente no gel de empilhamento e remova quaisquer bolhas de ar ao redor do pente.
10. Deixe que o gel de empilhamento seja definido por ~60 min no RT.
11. Retire o pente e enxágue as ranhuras de gel com água. Coloque o gel no tanque de gel e encha o tanque de gel até o topo com 1x de tampão de corrida (24,8 mM Tris, 190 mM de glycina, 0,1% SDS).
    NOTA: Prepare 1x tampão de execução de um estoque tampão de 10x (248 mM Tris, 1,9 M de gliccina, 1% SDS (w/v) em ddH₂O) armazenado na RT.
12. Misture 5-10 μL amostras de membrana plasmática (i.e., 10-20 μg de proteína) com volumes iguais de corante de carga de proteína 2x [120 mM Tris-HCl (pH 6,8), 20% glicerol, 0,02% azul bromofenol, 4% SDS, dithiothiothreitol (DTT)] e carga imediata em slots de gel individuais submersos em tampão de corrida.
    ATENÇÃO: O DTT é prejudicial se ingerido. Causa sérias irritações nos olhos e na pele.
    NOTA: Faça um estoque de 10 mL de corante de carregamento de proteína 2x, alíquota e armazene a -20 °C. Não aqueça as amostras mistas, mas carregue-as imediatamente em ranhuras de gel individuais para que a tag GFP não seja desnaturada, e os sinais de fluorescência em gel possam ser detectados.
13. Carregar marcadores de peso molecular de proteína (faixa de 10-245 kDa) em um slot separado para permitir a estimativa de tamanho de fragmentos de proteínas individuais.
14. Realize a eletroforese de gel a 200 V até que o corante azul de carga atinja a parte inferior do gel (geralmente 45-55 min).
15. Examine o gel para gfp-fluorescência em gel com um sistema de imagem de gel (comprimentos de onda de excitação e emissão são 475-485 nm e 520 nm, respectivamente).
16. Seguindo a imagem de fluorescência em gel, fixar proteínas por agitação suave do gel em ~10-20 mL Protein Gel Fixing Solution (40% etanol, 10% ácido acético) por 15 min na RT.
17. Enxágüe o gel duas vezes por 10 min com 10 mL de ddH₂O e visualize bandas proteicas colocando o gel em solução de mancha cooidal coomassie de 10 mL com agitação suave por ~1 h na RT.
18. Para melhor visualização de bandas proteicas, descolora o gel uma ou duas vezes em ~20 mL de ddH₂O por ~1 h antes de gravar imagens com o sistema de imagem em gel.

5. Determinação das Atividades CDR1 ATPase ⁵⁷

1. Diluir amostras de membrana plasmática > 2,2 mg/mL a 1-2 mg/mL em HB.
2. Equilibre o coquetel de ensaio ATPase (75 mM MES-Tris, Nitrato de potássio de 75 mM, 0,3 mM de amônio molipto, 7,5 mM de azida de sódio; pH 7,5) e Mg-ATP (28,8 mM de sal de disódio ATP, 28,8 mM MgCl₂; pH 7,0) a 30 °C em uma incubadora de 30 °C.
   ATENÇÃO: O azida de sódio é altamente tóxico.
   NOTA: Certifique-se de que todos os estoques e garrafas tampão estão livres de fosfato; ou seja, lave os vidros com 1% (vol/vol) HCl e enxágue-o várias vezes com ddH₂O. Além disso, mantenha-o separado de outros vidros que provavelmente contêm traços de fosfato comumente presentes em detergentes usados para lavar vidros.
3. Adicione 90 μL de coquetel de ensaio com ou sem inibidor de Cdr1-ATPase (20 μM de oligomicina) em poços individuais de uma placa de microtiter de 96 poços.
   NOTA: O ensaio é realizado em triplicado.
4. Adicione 5 μL das membranas plasmáticas isoladas (~5-10 μg de proteína) ou padrões de fosfato (0-100 nmoles Pi) nos poços apropriados da placa de microtúrfato.
   NOTA: Mantenha as primeira e últimas colunas para dois conjuntos separados de padrões de fosfato.
5. Inicie o ensaio adicionando 25 μL de 28,8 mM Mg-ATP (concentração final de 6 mM) com uma pipeta multicanal em poços individuais e incubar a 30 °C por 30 min.
6. Pare a reação adicionando 130 μL de reagente de desenvolvimento (1,6% de L-ascorbate de sódio, 1% SDS, 12% mlybdate de amônio em ácido sulfúrico de 6 M).
   ATENÇÃO: O ácido sulfúrico concentrado reage violentamente com água. É corrosivo e pode causar danos na pele e no pulmão.
7. Incubar na RT por 10 minutos.
8. Leia a absorção dos poços de placa de microtétmetro a 750 nm com um leitor de placas de microtiter.
   NOTA: Aderir ao tempo de incubação de 10 minutos para o desenvolvimento de corante azul (ou seja, um complexo de fosfor-molbdenum reduzido) é fundamental para a precisão do ensaio porque o desenvolvimento de corante azul continua com o tempo.
9. Obtenha a atividade ATPase específica do CdR1 (ou seja, a atividade ATPase sensível à oligomicina) subtraindo a atividade ATPase na presença de oligomicina da atividade total de ATPase na ausência de oligomicina.

6. Tela de detergente em pequena escala

1. Combine as preparações da membrana plasmática (ou seja, 2,5 mg de proteína de membrana plasmática) de células que superexpressam Cdr1-mGFPHis com tampão GTED-20 [10 mM Tris, 0,5 mM EDTA, 20 % (w/v) glicerol; pH 7,5; recém-suplementado com 1 mM PMSF] contendo 5 mg do detergente de teste, para atingir um volume total de 0,5 mL complementado com 1% (w/v) detergente.
2. Gire a mistura a 4-8 °C por 2 h, com um dispositivo de rotação.
3. Centrifugar a mistura a 141.000 x g a 4 °C por 1 h.
4. Transfira o supernatante contendo material solubilizado para um tubo de microcentrifuuge fresco.
5. Adicione 0,5 mL de tampão GTED-20 suplementado com SDS de 2% (w/v) à fração de pelota insolúvel e incubar a 30 °C o/n em uma incubadora de agitação para extrair toda a proteína de membrana insolúvel de detergente.
6. Analise e compare as frações de pelotas supernascentes e solubilizadas pelo SDS-PAGE.
7. Géis fotográficos contendo proteínas marcadas por GFP para gfp-fluorescência em gel antes da coloração coomassie e quantificar os níveis de expressão com o sistema de imagem.
8. Use a fração de proteína de membrana solúvel para aplicações a jusante, como cromatografia de exclusão do tamanho da fluorescência (FSEC)⁵⁸ para identificar detergentes adequados.

Uma alta frequência de transformação de S. cerevisiae ADΔΔ (~4 x 104 transformadores/μg) foi alcançada com pYES2(Figura 2B). Como esperado, o controle no DNA (ou seja, apenas ddH2O) não deu transformadores, e 1 μg do cdr1linear - de transformaçãomGFPHis (Figura 1A) deu ~50 transformadores(Figura 2C) com o protocolo otimizado de transformação ADΔΔ. Os transformadores CDR1-mGFPHis também foram testados por sua capacidade de crescer em uma fonte de carbono não fermentável para eliminar possíveis mutantes pequenos com mitocôndrias defeituosas. Três (círculos amarelos; Figura 2D) dos 25 transformadores uracil-prototroph testados não podiam crescer em placas de ágar YPG e foram descartados de investigações posteriores. O Cdr1-mGFPHis expresso pela cepa recém-criada ADΔΔ-CDR1-mGFPHis é devidamente localizado na membrana plasmática (Figura 1A) e foi expresso em níveis suficientes para a caracterização estrutural e funcional do Cdr1(Figura 3). O design da tag dupla otimizada (Figura 1B) também permite a remoção da tag dupla mGFPHis após a purificação de níquel-afinidade do Cdr1-mGFPHis para evitar possíveis interferências da tag em aplicações a jusante. Resultados preliminares, no entanto, mostraram que o linker de 3 aminoácidos entre o Cdr1 e o local de decote protease HRV-3C pode ter que ser estendido para alcançar mais rápido, mais eficaz, decote. Observações semelhantes foram recentemente relatadas para o transportador nucleosídeo n-terminalmente marcado Escherichia coli NupC, que exigiu um 15 em vez do linker de 3 aminoácidos originalmente projetado para o decote eficiente do detergente (DDM) solubilizado NupC ligado à resina de afinidade de níquel59. O terminal C-terminal C de 5 aminoácidos do local de decote HRV-3C evita a interferência estérica da tag dupla mGFPHis com a proteína de interesse anexada, que observamos anteriormente para C. utilize o transporte ABC Cdr139. A mutação yEGFP3-A206K foi criada para prevenir a dimerização artificial de GFP em altas concentrações proteicas28, e o linker adicional de 3 aminoácidos entre o mGFP e a tag sua afinidade de níquel garante a exposição adequada da superfície da sua tag para maximizar a eficiência vinculante da proteína marcada à resina de afinidade de níquel (dados não mostrados).

Figura 1: Uma plataforma de expressão proteica de membrana de levedura para a clonagem eficiente e expressão de transportadores de membrana de plasma fúngico. (A) Um de transformação composto pelo promotor PDR5 (azul), CDR1 (vermelho) C-terminalmente marcado com XLmGFPHis (verde), o terminator PGK1 (laranja), o marcador de seleção URA3 (azul claro) e um pedaço da região a jusante PDR5 (azul) é usado para transformar a expressão hospedeira S.cer evisiae ADΔΔ por integração no lócus PDR5 genômico. O fator de transcrição mutante de ganho de função Pdr1-3 causa a superexpressão constitutiva do Cdr1 (octógonos vermelhos) na membrana plasmática (ver imagem de microscopia confocal por baixo). (B) Plasmid pABC3-XLmGFPHis, que pode ser usado em uma estratégia tradicional de clonagem ou como um modelo PCR para gerar um de transformação. Melhorias do plasmid pABC3-XLmGFPHis sobre pABC3-GFP14 estão listadas abaixo do mapa plasmídeo. (C) Uma estratégia alternativa de clonagem de uma etapa mais eficiente para integrar o de transformação no lócus genômico PDR5 de ADΔΔ. Um ORF (vermelho) pode ser amplificado por PCR usando primers (setas) que criam sobreposições com o braço esquerdo (azul; Promotor PDR5) e braço direito (verde; Fragmentos XLmGFPHIs-PGK1-URA3-PDR5 a jusante). Mutações (linhas pretas) podem ser introduzidas no ORF por projeto de primer, se necessário. Eventos de recombinação homólogos que direcionam a integração correta no lócus PDR5 são indicados pelas linhas tracejadas cruzadas. (D) Ensaios celulares inteiros que podem ser usados para a caracterização funcional de bombas de efflux multidrug fúngicos. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 2: Transformação de ADΔ Δ com o CDR1-mGFPHis de transformação e eliminação de pequenos transformadores ADΔΔ-CDR1-mGFPHis. Os transformadores de prototrófico uracil foram selecionados incubando células ADΔΔ transformadas em placas CSM-URA a 30 °C por 3 dias. (A) Controle negativo (sem DNA). (B) Controle positivo (10 ng de pYES2). (C) CDR1-mGFPHis transformadores (1 μg de DNA). (D) Testando transformadores ADΔΔ-CDR1-mGFPHis para um fenótipo de pequeno porte em placas de ágar YPG. Transformins pequenos que não podiam crescer em placas de ágar YPG devido a mitocôndrias defeituosas estão cercados em amarelo. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

A fluorescência GFP é uma medida confiável para os níveis de expressão do Cdr1, pois houve uma relação linear entre a quantidade de Sinais de Fluorescência Cdr1-mGFPHis (etapa 3.3.9) e sinais de fluorescência em gel(Figura 3A). Neste projeto, foi desenvolvido um fluxo de trabalho otimizado reprodutível para a rápida geração de preparações de membrana plasmática de alta qualidade para a caracterização bioquímica das proteínas da membrana plasmática. Foi possível gerar quase 0,5 mg de proteína de membrana plasmática(Figura 3C; gráfico esquerdo) mostrando a maior atividade de ATPase Cdr1 (2400 nmol/min/mg; Figura 3C; gráfico direito) ao quebrar 40 ODU de células de fase logarítmica (OD600nm de 1-3) (resuspended em 0,5 mL de HB) com o mesmo volume (ou seja, 0,5 mL) de contas de sílica e 6 ciclos de vórtice por 1 min em intensidade máxima de tremor seguido por 3 minutos de resfriamento no gelo. Aumento adicional no número de ciclos de quebra (etapa 3.3.3) reduziu a qualidade da preparação isolada da membrana plasmática (a atividade CDR1 ATPase caiu de 170 nmol/min/mg para ~60 nmol/min/mg; dados não mostrados). Embora houvesse apenas pequenas diferenças nos padrões proteicos SDS-PAGE das amostras de membrana plasmática isoladas de células quebradas com maior número de ciclos de quebra (dados não mostrados), é provável que as atividades de ATPase cdr1 quase 3 vezes reduzidas após 10 ou mais ciclos de quebra foram causados por: i) desnaturação parcial do Cdr1 devido à exposição à temperatura elevada; ii) modificações pós-translacionais, como fosforilação ou desfosforilação; ou por iii) aumento da contaminação cruzada das vesículas isoladas da membrana plasmática com frações de membrana de outras organelas. A quebra de 40 ODU de células em 0,5 mL de HB produziu a mais alta qualidade de membranas plasmáticas (ou seja, a maioria cdr1 por 10 μg de proteína de membrana plasmática; Figura 3B) com maior atividade Cdr1 ATPase(Figura 3C; gráfico direito). Maiores (> 40 ODU/0,5 mL de HB) ou menores (20 ODU/0,5 mL de HB) densidades celulares reduziram a atividade ATPase das membranas plasmáticas isoladas(Figura 3C; gráfico direito), embora, seu rendimento tenha aumentado em proporção ao aumento das densidades celulares(Figura 3C; gráfico esquerdo). Assim, 40 ODU/0,5 mL de HB foi a densidade celular ideal para o isolamento da mais alta qualidade das membranas plasmáticas. Assim, o uso do protocolo otimizado para o isolamento em pequena escala das preparações da membrana plasmática levou a atividades atpase específicas cdr1 2-3 vezes maiores (~300 nmol/min/mg; Figura 3C; gráfico direito) em comparação com as atividades atpase específicas do Cdr1 que foram inicialmente obtidas (~100 nmol/min/mg; dados não mostrados). Essas atividades de ATPase também foram significativamente maiores35 do que qualquer atividade atpase relatada anteriormente (100-200 nmol/min/mg) que haviam sido obtidas com um protocolo de preparação de membrana plasmática de grande escala mais intensivo e demorado14,41,60.

O método mais comum para extrair proteínas de membrana de membranas biológicas é a solubilização com detergente. O desafio, no entanto, é encontrar um detergente adequado que tenha o menor efeito prejudicial sobre a estabilidade da proteína e/ou características dobráveis. Rotular a proteína com mGFPHis facilita a triagem para selecionar os melhores detergentes para extração de proteínas. No total, 31 detergentes, listados na Tabela de Materiais,com várias propriedades foram testados para sua capacidade de solubilizar Cdr1 a partir de membranas de plasma bruto de células S. cerevisiae ADΔΔ-CDR1-mGFPHis. Os resultados de um conjunto representativo de 16 detergentes de teste (A-Q) são mostrados na Figura 3D. As faixas T, P e S contêm 10 μL de proteína total (T) da membrana plasmática imediatamente após a solubilização do detergente (etapa 6.2) e a pelota insolúvel do detergente (P; solubilizado o/n em 0,5 mL de GTED-20, 2% SDS; passo 6,5) e o detergente solúvel supernaente (S; passo 6.4) frações após separação por ultracentrifugação a 141.000 x g. O detergente desejado deve solubilizar o máximo de Cdr1-mGFPHis possível sem alterar sua estrutura e/ou função. As proteínas da membrana plasmática bruta (5 mg/mL) foram solubilizadas por 2h com detergente (c/v) detergente (T) e alíquotas das frações solúveis (S) e insolúveis (P) foram analisadas por SDS-PAGE(Figura 3D) e posteriormente também por cromatografia de detecção de tamanho-exclusão de fluorescência (FSEC)58 (Figura 4). Determinamos que era necessária uma relação detergente mínimo/proteína de 2:1 (w/w) para solubilização eficiente do Cdr1. De fato, para determinar a concentração ideal de detergente (DDM) necessária para a solubilização do Cdr1-mGFPHis, foram investigadas a concentração de micela crítica do detergente (x CMC) e a razão detergente/proteína de membrana (w/w). Grandes diferenças na eficiência de solubilização do Cdr1-mGFPHis foram observadas ao utilizar concentrações fixas de 10x ou 80x CMC de DDM. As eficiências de solubilização variaram entre 40% e 80% ou 60% e 90% dependendo das quantidades de membranas plasmáticas brutas utilizadas nos vários experimentos de solubilização. No entanto, a escolha das relações detergente/proteína de ≥2 (c/w) deu resultados reprodutivelmente bons com >85% de Cdr1-mGFPHis sendo solubilizado, não importa a quantidade de proteína de membrana plasmática utilizada. Assim, se usar a abordagem mais comum de simplesmente escolher detergente de 1% ou 2% (w/v) para a solubilização de proteínas de membrana como Cdr1-mGFPHis, manter a relação detergente para proteína acima de 2 (w/w) é importante [ou seja, manter a concentração de proteína de membrana plasmática abaixo de 5 mg/mL ao usar 1% (ou seja, 10 mg/mL) detergente].

Figura 3: Quantificação de Cdr1-mGFPHis níveis de expressão, otimização de um protocolo de isolamento de membrana de plasma de pequena escala e tela de detergente para Cdr1-mGFPHis. (A) Quantificação de Cdr1-mGFPHis com fluorescência em gel; as imagens de Coomassie manchadas e em gel fluorescence SDS-PAGE do mesmo gel de poliacrilamida de 0,7% são mostradas à esquerda. As faixas 1 a 6 foram carregadas com 0,75, 1,5, 3, 6, 12 e 24 μg de proteína de membrana plasmática ADΔΔ-CDR1-mGFPHis. Cdr1-mGFPHis é indicado com uma seta vermelha. M = Marcador de proteína Precision Plus. As intensidades de fluorescência mGFP (mostradas à direita) foram lineares sobre toda a faixa de concentração testada e houve fluorescência mínima de fundo. (B) Efeito da densidade celular na quebra da qualidade de membranas plasmáticas isoladas. Coomassie manchou gel de poliacrilamida (7%) de amostras de proteína de membrana plasmática (10 μg) e sinais de fluorescência verde de Cdr1-mGFPHis do mesmo gel antes da coloração de Coomassie. M = Marcador de proteína Precision Plus. As pistas 1, 3, 5 e 7 são proteínas de membrana plasmática de ADΔΔ e as faixas 2, 4, 6 e 8 são proteínas de membrana plasmática de ADΔΔ-CDR1-mGFPHis isoladas de 20, 40, 60 e 80 ODU de células, respectivamente. Cdr1-mGFPHis é indicado com uma seta vermelha. As porcentagens relativas dos sinais fluorescentes verdes estão listadas por baixo. (C) Efeito da densidade celular na quebra no rendimento de membranas plasmáticas isoladas e na atividade ATPase do Cdr1-mGFPHis. À esquerda, efeito da densidade celular (ODU/0,5 mL HB) na quantidade de proteína de membrana plasmática isolada das células ADΔΔ e ADΔΔ-CDR1-mGFPHis (Cdr1). À direita, efeito da densidade celular na atividade CDR1 ATPase das membranas plasmáticas isoladas das células ADΔΔ-CDR1-mGFPHis. (D) SDS-PAGE exemplar de 10 μL alíquotas da mistura de solubilização (T; 0,5 mL), a pelota após a solubilização (P; 0,5 mL), e as frações solubilizadas (supernaces) (S; 0,5 mL) de detergente solubilizada proteínas de membrana plasmática bruta de ADΔΔ-CDR1-mGFPHis (superior) e fluorescência em gel de Cdr1-mGFPHis antes da coloração coomassie do mesmo gel (fundo). M = escada proteica pré-manchada de MW amplo (245, 180, 135, 100, 75, 63 e 48 kDa; as bandas de 180 kDa e 75 kDa são indicadas com setas vermelhas e verdes, respectivamente). As faixas A a L e N a Q são as T, S, e frações P para DM (A), β-DDM (B), α-DDM (C), TDM (D), LMNG (E), OGNG (F), OG (G), LDAO (H), Hega (I), Mega (J), Triton-X100 (K), CHAPS (L), NM (N), Tween80 (O), Fos-choline-13 (P) e SDS (Q), respectivamente. As abreviaturas são definidas na Tabela de Materiais. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Com base nos resultados de triagem de detergente(Figura 3D),DDM (B e C) e Fos-choline-13 (P) pareciam ser os melhores detergentes para a solubilização do Cdr1-mGFPHis. No entanto, o uso de Fos-choline-13 parecia causar proteólise parcial de Cdr1-mGFPHis (P na Figura 3D). GNL (E), PCC-α-M (não mostrado) e possivelmente também DM (A) foram os próximos melhores detergentes. A tela de detergente também mostrou que os glúcuos OGNG (F) e OG (G), CHAPS (L), NM (N) e Anzergents (não mostrado) foram más escolhas para a solubilização do Cdr1-mGFPHis como quantidades significativas da proteína foram encontradas nas frações de pelotas insolúveis(Figura 3D). Denaturações SDS Cdr1-XLmGFPHis, é por isso que nenhum sinal de fluorescência verde é visível nas pistas Q(Figura 3D).

A adequação de um detergente para a solubilização de partículas nativas cdr1-mGFPHis também foi avaliada pela FSEC da proteína de membrana plasmática solubilizada detergente (passo 6.4 sobrenatante). Exemplos de cromatógrafos obtidos para 100 μL de proteína de membrana plasmática bruta a partir de ADΔΔ-CDR1-mGFPHis (2 mg/mL) solubilizados com detergente de 1% são mostrados na Figura 4. O pico no volume de eluição de 9 mL representa principalmente cdr1-mGFPHis agregado que elutes no volume vazio, enquanto adequadamente solubilizado e corretamente dobrado Cdr1-mGFPHis partículas são representadas pelo pico em forma de gaussiano em volume de eluição de 15,5 mL. O ombro largo entre 12 e 14 mL de volume de eluição possivelmente contém partículas de micelle cdr1-mGFPhis menos bem definidas e/ou indicam erros parciais ou agregados proteicos. Cromatógramas de maltosides e proteínas extraídas de GNL mostraram a maior parte do Cdr1-mGFPHis eluting como um pico gaussiano bem moldado a 15,5 mL com um pequeno ombro eluindo um pouco mais cedo a 14 mL(Figura 4A). Estas amostras não tinham Cdr1-mGFPHis eluindo no volume vazio. A amostra em branco é o buffer mais o controle DDM que não deu sinal mGFP. Os cromatógrafos na Figura 4B destacam a importância do tipo de grupo de cabeça de açúcar para a qualidade do detergente solubilizado Cdr1-mGFPHis partículas. A glicose contendo detergentes (OG, NG, OGNG) teve desempenho pior do que a sacarose contendo detergentes (DDS), que por sua vez tiveram desempenho pior que o maltoso contendo detergentes (NM, DMNG, DDM). Cdr1-mGFPHis solubilizado com glicose contendo detergentes elucidos como um pico agregado (OG) ou amplo agregado (NG, OGNG), que era de se esperar da grande proporção de Cdr1-mGFPHis precipitado nas frações de pelotas para OGNG (F) e OG (G) observadas na Figura 3D. Embora o cromatograma DMNG (verde; Figura 4B) era qualitativamente semelhante ao cromatógrafo DDM (azul; Figura 4B), os picos mais altos para DDM indicam que uma grande parte do DMNG solubilizado Cdr1-mGFPHis pode realmente ser desnaturado. A Figura 4C mostra os cromogramas FSEC para as fos-colinas zwitterionic (Fos-choline-8, Fos-choline-10, Fos-choline-13) e dois detergentes não iônicos (digitonin, Triton-X100), e Figura 4D mostra como o carregamento de duas vezes mais (200 μL) de proteína solubilizada de detergente não teve efeito perceptível na qualidade do cromatógrafo para Fos-choline-8, -10 e -13 e DDM. Apenas digitonin (laranja; Figura 4C) deu um cromatógrafo semelhante ao DDM (azul; Figura 4C) e, embora Fos-choline-13 tenha dado um pico em forma afiada simétrica, ele novamente eluiçou com um volume de elução significativamente menor (14 mL) do que o do DDM (15,5 mL). No geral, houve uma clara tendência de melhor solubilização por detergentes com cadeias laterais alifáticas mais longas de 12 ou 13 resíduos de carbono; por exemplo, DDM > DM > NM (12, 10 ou 9 carbonos), Fos-choline-13 > 10 > 8 (13, 10 ou 8 carbonos) e GNL > DMNG > OGNG (12, 10 ou 8 carbonos), respectivamente. Assim, detergentes com caudas hidrofóbicas de menos de 12 carbonos foram detergentes muito menos adequados para solubilização de Cdr1-mGFPHis do que detergentes com caudas hidrofóbicas mais longas de 12 ou 13 carbonos, e detergentes não iônicos (DDM, LMNG) pareciam geralmente mais adequados para solubilização de Cdr1-mGFPHis do que detergentes zwitterionic(Figura 3D, Figura 4).

Figura 4: Triagem de detergente para A solubilização cdr1-mGFPHis usando FSEC. Cromatogramas de 100 μL de ADΔΔ-CDR1-mGFPHis membrana de plasma bruto (2 mg/mL) com 1% dos detergentes indicados e separados usando uma coluna de exclusão de tamanho GL superose 6-aumento de 10/300. Os cromatógrafos retratam as unidades relativas de fluorescência mGFP (FU) de um volume de coluna (CV; 25 mL) de tampão de eluição coletado. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Os autores não têm nada a revelar.