Name: Cirurgia estereotáxica de roedores e animais Melhorias Resultado do Bem-Estar de Neurociência Comportamental (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-01-30T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 1 s
Description: Aprenda refinamentos em cirurgia estereotáxica de roedores para neurociência comportamental. Este método monitora oxigênio sanguíneo, frequência cardíaca e temperatura, aumentando taxas de sobrevivência e bem-estar animal.

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Os autores agradecem Gerrits Dr. Peter para os desenhos usados ​​no vídeo.

Nota: técnicas de anti-séptico deve ser empregado durante todo o procedimento. Todos os instrumentos e materiais (cotonetes, gazes, etc) que serão utilizados durante a cirurgia deve ser esterilizado em autoclave. A máscara cirúrgica, gorro cabelo e luvas estéreis devem ser usados. A área de trabalho e do aparelho estereotáxico deve ser cuidadosamente limpos e desinfetados com uma solução de etanol 70%. 1. Procedimentos pré-cirúrgicos <ol><li> Configurar o aparelho estereotáxico e todos os materiais necessários. Pré-aquecer a almofada de aquecimento. </li><li> Coloque a cânula em seu apoio e verificar se ele é reto. </li><li> Ligue o sistema de gás - mistura de ar ambiente e oxigênio (30-35% do fluxo total deve ser de oxigênio). </li><li> Pesar o rato e administrar o anestésico. Estamos usando uma mistura de cetamina (37,5 mg / kg) e dexmedetomidina (0,25 mg / kg) administrado por via subcutânea. Para protocolos de anestesia diferente, consulte Flecknell 4 e Hellebrekers et al. 7. </li><li> Após o rato perdeu a consciência, raspar a área que vai da cabeça ouvidos apenas entre os olhos com um barbeador elétrico. </li><li> Coloque o rato sobre a almofada de aquecimento, com o nariz na frente do tubo de ar. Use um oxímetro para garantir que o rato tem um nível de oxigenação adequada do sangue (não deve cair &lt;90%). Por favor, siga as instruções do fabricante para a utilização correcta do equipamento. </li><li> Aplicar creme para os olhos (Duratears Z, Alcon) em ambas as córneas para evitar a desidratação. </li><li> Verificar os reflexos do rato (cauda reflexo ou dedo do pé pinch-reflex, como demonstrado no Walantus et al. 8) para garantir que ele seja adequadamente anestesiados. Se o rato continua a mostrar reflexos fortes, a suplementação de anestesia pode ser necessária. </li><li> Se nenhum reflexo toe pinch é mostrado, coloque o rato no aparelho estereotáxico, ajustar as barras de ouvido para que ele mostra a leitura igual em ambos os lados, e coloque novamente o tubo de ar na frente do animalfixando-a com a barra de nariz. Verifique novamente se o rato mostra um nível de oxigenação do sangue de 90% ou mais. Se não, ajuste ou a tubulação, aproximando-a do nariz, ou aumentar o fluxo de oxigênio. Monitorar o nível de oxigenação do sangue e da freqüência cardíaca durante a cirurgia. </li><li> Monitorar continuamente a temperatura do rato com um termômetro retal (preferencialmente ligado a uma almofada de aquecimento) e registre os valores no início e no final da cirurgia. Ajuste a almofada de aquecimento ou usar um cobertor para manter uma temperatura corporal de 37,5 a 38,5 ° C. </li></ol> 2. Cirurgia <ol><li> Injetar o analgésico. Estamos usando uma administração peri-operatória única de carprofeno (4,0-5,0 mg / kg, por via subcutânea). Para diferentes protocolos analgésicos, ver Hellebrekers et al. 7. </li><li> Limpar a área raspada de tele pele do centro para o perímetro cabelos três vezes com um desinfectante (por exemplo, clorexidina 0,5%) e localmente injetar uma mistura de lidocaína (20 mg / ml) e adrenalina (5 mg / ml) para anestesia local e vasoconstrição (para evitar sangramento excessivo). </li><li> Faça uma incisão ântero-posterior de cerca de 2,5 cm na linha média do couro cabeludo, passando de entre os olhos até a parte de trás das orelhas. Use grampos 06/04 bulldog para beliscar fora da pele e manter a incisão aberta. Remover qualquer tecido conjuntivo com uma espátula e / ou cotonetes e limpe a área para expor a superfície do crânio. </li><li> Verifique se a cabeça é o nível: Primeiro, encontre Lambda e coloque a cânula guia exatamente sobre esse local, tocando o crânio. Registro a coordenada dorso-ventral. Em seguida, coloque a cânula guia exatamente sobre bregma, tocando o crânio, e registrar sua coordenada dorso-ventral. Estas duas coordenadas devem ser idênticos. Se a diferença for&gt; 0,3 mm, ajuste a barra de nariz para corrigir isso. </li><li> Make dois pequenos furos para a fixação dos parafusos de caveira usando uma broca de mão esterilizados (um milímetro de aproximadamente 5 para o local anterior cânula em um dos hemisférios e os outros 5 mm posterior ao local da cânula no hemisfério contralateral). Coloque dois parafusos estéril nestes buracos até que eles estão bem ancoradas, sem estar completamente inserida dentro do crânio. </li><li> Com a cânula guia colocado exatamente no bregma, gravar as coordenadas ântero-posterior e lateral. O local correto da guia colocação cânula para cada região do cérebro pode ser calculado somando ou subtraindo bregma, com a ajuda de um atlas estereotáxico 9-11. </li><li> Posição da cânula guia no seu local correto, ligeiramente tocando o crânio. Registro a coordenada dorso-ventral. Para a colocação de cânula bilateral, encontrar próxima do local da cânula no outro hemisfério, e novamente recorde a coordenada dorso-ventral. Ambas as coordenadas devem ser idênticos (ou diferir &lt;0,3 mm). </li><li>Marque os locais cânula no crânio com um lápis estéril e, com o perfurador de mão, fazer os furos rebarba, verificar o tamanho ea localização correta com a ajuda da cânula guia. Uma vez que os buracos são feitos, use uma agulha estéril para perfurar o meninges suavemente para permitir a inserção desobstruída da cânula. </li><li> Coloque a cânula no orifício primeiro e abaixá-lo com cuidado até que ele atinja a cota final ventral. Prepare o cimento dental e generosamente aplicá-la ao redor da cânula e um ou dois parafusos para fixar a cânula. Aguarde até que o cimento secar por completo. Depois, remova cuidadosamente o apoio cânula girando para cima dorso-ventral bar. </li><li> Coloque a cânula segundo para o apoio e vá até o local da cânula no outro hemisfério. Coloque a cânula no orifício e repita o passo anterior. Cobrir os parafusos e uma grande superfície das cânulas com o cimento, e antes que o cimento secar, retirar qualquer excesso da pele. </li><li> Injetar quente (~ 37 ° C) solução salina estéril (~ 10 ml / kg, sc) para garantir a reidratação. </li><li> Depois que o cimento esteja completamente seca, retire o apoio cânula e coloque um alfinete estéril em cada cânula para evitar obstrução. </li><li> Limpar a área da ferida com solução salina estéril e sutura da frente e as costas da ferida. </li><li> Remover o animal do aparelho estereotáxico, substituindo a tubulação de gás na frente de seu nariz. Continuar a acompanhar o nível de saturação de oxigênio e temperatura corporal. </li><li> Se um anestésico injetável com dexmedetomidina é usada, injetam sua atipamezol antagonista (0,25 mg / kg, sc) e aguarde até que o animal acorda (aproximadamente 5 minutos). </li><li> Coloque o rato em uma gaiola de recuperação. Para evitar a hipotermia, coloque a gaiola em uma incubadora a 28 ° C ou em uma almofada de aquecimento em um lugar onde você pode observar o animal por pelo menos uma hora, antes de retornar à sala de viveiro. </li></ol> 3. Cuidados pós-cirúrgicos <ol><li> Durante os primeiros 4 dias após a cirurgia, monitor de recuperação do rato, mantendo os registros diários de peso e outras observações a respeito da condição do animal em laboratório ou diários de bordo "diários bem-estar animal". </li><li> Animais que mostram sinais evidentes de infecção doença, do ferimento, perda de peso corporal ou outros sinais de redução de bem-estar devem ser submetidos a cuidados especiais: por exemplo, uma dose extra de analgésicos para minimizar a dor pós-operatória, uma mistura de alimentos em pó e água além de ração padrão para estimular o apetite do rato, e / ou uma injecção subcutânea de solução salina para apoiar a reidratação. </li><li> Se o rato não mostra qualquer melhora após essas intervenções, ou a perda de peso corporal é&gt; 15% (em comparação à cirurgia pré-peso), o sacrifício do animal com uma overdose de anestésico (humana ponto final). </li><li> Ratos normalmente precisam de recuperar, pelo menos, sete dias antes do início dos experimentos comportamentais. </li></ol> 4. Resultados representante &gt; jove_content "Para determinar se a várias modificações ao nosso procedimento cirúrgico, particularmente com relação à suplementação de oxigênio e do monitoramento contínuo dos níveis sanguíneos de oxigenação, freqüência cardíaca e temperatura corporal, maior a sobrevida do animal e melhorou sua condição geral após a cirurgia, foram comparados os não-sobrevivência taxa de 20 grupos de animais (composto de 20 ratos cada) que foram submetidos à cirurgia depois que implementou essas modificações com a taxa de sobrevivência não de 24 coortes (20 ratos cada) operado com o protocolo padrão. Como é mostrado na Figura 1a , a taxa de sobrevivência não foi significativamente reduzida na amostra de coortes que foi operado com o protocolo modificado (P &lt;0,05; Mann-Whitney, duas caudas). Além disso, como é mostrado na Figura 1b, perda de peso pós-cirúrgica de ratos operados com o protocolo modificado também foi significativamente reduzida quando comparada com a de ratos operados com o procedimento normal (dia pós-operatório 1: P &lt;0,05; dia pós-operatório 2: P &lt;0,01; dia pós-operatório 3: P = 0,17; Student t-tests). <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/3528/3528fig1.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figura 1"> Figura 1. Efeito de modificações cirúrgicas sobre a não-sobrevivência taxa e pós-cirúrgico de perda de peso. (A.) taxa de não-sobrevivência de ratos operados com o protocolo modificado em comparação com a de ratos operados com o protocolo padrão. A taxa de não-sobrevivência (média ± interquartil faixas) foi calculado como o percentual de ratos, por coorte de 20 ratos, que não sobreviveu a cirurgia. * P &lt;0,05, Mann-Whitney bicaudal (n = 20 coortes para o protocolo modificado e 24 coortes para o protocolo padrão). (B) A perda de peso (média ± EPM em percentagem do peso pré-cirurgia), durante o primeiro (Pod1), segundo (POD2) e terceira (POD3) dia pós-operatório. * P &lt;0,05, ** P &lt;0,01, teste t de Student (n = 60 por grupo).

<ol><li>Russell, W. M. S., Burch, R. L. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aRussell%2C+WMS+%22The+Principles+of+Humane+Experimental+Technique%22">The Principles of Humane Experimental Technique</a>. , Methuen, London. (1959).</li>
<li>Richardson, C. A., Flecknell, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anaesthesia+and+post-operative+analgesia+following+experimental+surgery+in+laboratory+rodents%3A+are+we+making+progress%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Altern.+Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">Anaesthesia and post-operative analgesia following experimental surgery in laboratory rodents: are we making progress?</a> Altern. Lab Anim. 33, 119-127 (2005).</li>
<li>Stokes, E. L., Flecknell, P. A., Richardson, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reported+analgesic+and+anaesthetic+administration+to+rodents+undergoing+experimental+surgical+procedures%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">Reported analgesic and anaesthetic administration to rodents undergoing experimental surgical procedures.</a> Lab Anim. 43, 149-154 (2009).</li>
<li>Flecknell, P. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFlecknell%2C+PA+%22Laboratory+Animal+Anaesthesia+-+A+Practical+Introduction+for+Research+Workers+and+Technicians%22">Laboratory Animal Anaesthesia - A Practical Introduction for Research Workers and Technicians</a>. , Academic Press. (2009).</li>
<li><a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((DIRECTIVE+2010%2F63%2FEU+OF+THE+EUROPEAN+PARLIAMENT+AND+OF+THE+COUNCIL+of+22+September+2010+on+the+protection+of+animals+used+for+scientific+purposes%5BTitle%5D)+AND+%22Official+Journal+of+the+European+Union%22%5BJournal%5D)">DIRECTIVE 2010/63/EU OF THE EUROPEAN PARLIAMENT AND OF THE COUNCIL of 22 September 2010 on the protection of animals used for scientific purposes.</a> Official Journal of the European Union. , (2010).</li>
<li>Geiger, B. M., Frank, L. E., Caldera-Siu, A. D., Pothos, E. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Survivable+Stereotaxic+Surgery+in+Rodents%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Survivable Stereotaxic Surgery in Rodents.</a> J. Vis. Exp. (20), e880-e880 (2008).</li>
<li>Hellebrekers, L. J., Booij, L. H. D. J., Flecknell, P. A. Anaesthesia, analgesia and euthanasia. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHellebrekers%2C+LJ+%22Principles+of+Laboratory+Animal+Science%22">Principles of Laboratory Animal Science</a>. Van Zutphen, L. F. M., Baumans, V., Beynen, A. C. , Elsevier Science B.V. 277-311 (2001).</li>
<li>Walantus, W., Elias, L., Kriegstein, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+utero+intraventricular+injection+and+electroporation+of+E16+rat+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">In utero intraventricular injection and electroporation of E16 rat embryos.</a> J. Vis. Exp. (6), e236-e236 (2007).</li>
<li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPaxinos%2C+G+%22The+Rat+Brain+in+Stereotaxic+Coordinates%22">The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates</a>. , Academic Press. (1986).</li>
<li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPaxinos%2C+G+%22The+Rat+Brain+in+Stereotaxic+Coordinates%22">The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates</a>. , Academic Press/Elsevier. (2007).</li>
<li>Swanson, L. W. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSwanson%2C+LW+%22Brain+Maps%3A+Structure+of+the+Rat+Brain%22">Brain Maps: Structure of the Rat Brain</a>. , Elsevier. (1992).</li>
</ol>

Os autores não têm nada a revelar.

O principal objectivo desta apresentação de vídeo é familiarizar os neurocientistas comportamentais com os princípios básicos da cirurgia estereotáxica. Pesquisadores que já estão realizando a cirurgia estereotáxica pode também beneficiar deste vídeo e considerar alguns dos refinamentos processuais para o uso em seu próprio laboratório. Um conhecimento cada vez maior sobre a otimização de técnicas cirúrgicas 1-3, o desenvolvimento de novos anestésicos e analgésicos para uso em medicina humana e veterinária <s...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome do reagente </td><td> Companhia </td></tr><tr><td> Álcool a 70% </td><td> VWR </td></tr><tr><td> Antisedan (atipamezole) </td><td> Orion </td></tr><tr><td> Sulfato de atropina 0,5 </td><td> Pharmachemie BV </td></tr><tr><td> Bulldog pinça hemostática </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> Cânulas </td><td> Component Supply Co. </td></tr><tr><td> Clorexidina 0,5% </td><td> AppepPharma </td></tr><tr><td> Limpeza em pó </td><td> Alconox </td></tr><tr><td> Varas de algodão </td><td> Hartmann BV </td></tr><tr><td> Dexdomitor (dexmedetomidina) </td><td> Orion </td></tr><tr><td> Broca </td><td> Dremel 8000 </td></tr><tr><td> Duratears Z </td><td> Alcon </td></tr><tr><td> Durogrip Naaldvoerder conversar 130 milímetros </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> Durotip Fijne schaar ret.sp / st 110 milímetros </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> Gaze </td><td> Medicomp (5x5) </td></tr><tr><td> Almofada de aquecimento </td><td> Harvard Apparatus </td></tr><tr><td> Pinos de insetos (estiletes) </td><td> Entosphinx (Czech Republik) </td></tr><tr><td> Ketamina 10% (ketamina) </td><td> Alfasan </td></tr><tr><td> Micro-Halsted ponta reta </td><td> Aesculap vet- </td></tr><tr><td> Molinea </td><td> Hartmann BV </td></tr><tr><td> NaCl 0,9% </td><td> Baxter </td></tr><tr><td> Agulhas (25G) </td><td> Terumo </td></tr><tr><td> Oxímetro </td><td> Edan Instruments, Inc. </td></tr><tr><td> Pentobarbital </td><td> Farmácia da UMCG </td></tr><tr><td> Rimadyl </td><td> Pfizer </td></tr><tr><td> Lâmina de bisturi n º 23 </td><td> Swann Morton </td></tr><tr><td> NR Scalpelholder. 4 133 milímetros </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> Chave de fenda </td><td> Loja Hardware convencionais </td></tr><tr><td> Simplex rápida (cimento dental) </td><td> Kemdent </td></tr><tr><td> Parafusos crânio </td><td> Component Supply Co. </td></tr><tr><td> Espátula </td><td> VWR </td></tr><tr><td> Spongestan especiais </td><td> Johnson &amp; Johnson </td></tr><tr><td> Stereotacts </td><td> Kopf Instruments </td></tr><tr><td> Pinça cirúrgica 100 milímetros </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> Material de sutura Safil 5 / 0 </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> Seringa de 10 ml </td><td> Omnifix </td></tr><tr><td> Seringa de 1ml </td><td> Terumo </td></tr><tr><td> 5ml da seringa </td><td> Omnifix </td></tr><tr><td> Xilocaína (lidocaína / adrenalina) </td><td> Astra Zeneca </td></tr></tbody></table>

cirurgia estereotáxica de roedores e animais melhorias resultado do bem-estar de neurociência comportamental

Rodent Stereotaxic Surgery and Animal Welfare Outcome Improvements for Behavioral Neuroscience

Cirurgia estereotáxica para implantação de cânulas em regiões específicas do cérebro tem por muitas décadas foi uma técnica muito sucesso experimental para investigar os efeitos do neurotransmissor localmente manipulados e vias de sinalização em vigília, os animais se comportando. Além disso, a implantação estereotáxica de eletrodos para a estimulação eletrofisiológica e estudos de gravação tem sido fundamental para a nossa compreensão atual de neuroplasticidade e redes cerebrais no comportamento dos animais. Conhecimento cada vez maior sobre a otimização de técnicas cirúrgicas em roedores 1-4, conscientização pública sobre questões de bem-estar animal e legislação rigorosa (por exemplo, de 2010 a Directiva da União Europeia sobre o uso de animais de laboratório 5) nos levou a aperfeiçoar esses procedimentos cirúrgicos, particularmente com respeito a implementação de novos procedimentos para a suplementação de oxigênio e da monitorização contínua da oxigenação do sangue e os níveis de frequência cardíaca durante a cirurgia, bem comointrodução de um protocolo padronizado para atendimento pós-cirúrgico. Nossas observações indicam que essas modificações resultaram em uma taxa de aumento da sobrevida e uma melhora na condição geral dos animais após a cirurgia (por exemplo, perda de peso menor e um animal mais ativo). Esta apresentação de vídeo vai mostrar os procedimentos gerais envolvidos neste tipo de cirurgia estereotáxica com especial atenção para o nosso várias modificações. Vamos ilustrar esses procedimentos cirúrgicos em ratos, mas também é possível realizar este tipo de cirurgia em ratos ou outros animais de laboratório pequenos usando adaptadores especiais para o aparelho estereotáxico 6.

Cirurgia estereotáxica em roedores permite a administração alvo de drogas ou estimulação elétrica e gravações em despertos, comportando-se animais. Neste vídeo de apresentação iremos demonstrar recentes refinamentos processuais para este procedimento de longa data que a taxa de sobrevivência melhorou com sucesso e perda de peso reduzido pós-cirúrgico.

Cirurgia estereotáxica de roedores e animais Melhorias Resultado do Bem-Estar de Neurociência Comportamental

A cirurgia estereotáxica para a implantação de cânulas em regiões cerebrais específicas tem sido, durante muitas décadas, uma técnica experimental muito bem-sucedida para...

O objetivo geral desta apresentação é demonstrar os procedimentos gerais envolvidos na cirurgia estereotáxica para implante Kenly em regiões cerebrais específicas, com atenção especial aos aperfeiçoamentos metodológicos desse procedimento de longa data. Esses aperfeiçoamentos são obtidos principalmente por meio do monitoramento e suplementação dos níveis de oxigênio no sangue, além do acompanhamento da frequência cardíaca e da temperatura corporal durante toda a cirurgia. Tais aprimoramentos no procedimento resultam em uma taxa de sobrevida aumentada e em uma melhoria geral no bem-estar animal. A principal vantagem dessa técnica em relação aos métodos padrão de cirurgia estereotáxica é que, devido às nossas modificações, a sobrevida e o bem-estar dos animais são significativamente melhorados.De modo geral, indivíduos não familiarizados com este método teriam dificuldade em posicionar a rata no aparelho estereotáxico e em determinar as coordenadas. Após esterilizar completamente o aparelho estereotáxico e autoclavar os instrumentos cirúrgicos, inicie o preparo do ambiente de trabalho e pré-aqueça o tapete aquecido. Uma vez montado o aparelho estereotáxico, coloque a cânula em seu su

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociência

O acompanhamento dos níveis de neurotransmissores extracelular em regiões distintas do cérebro de animais que circulam livremente oferece insights sobre a relação entre a liberação do neurotransmissor e comportamento. Em microdiálise in vivo juntamente com detecção eletroquímica fornece anatômicas excelentes e resolução de química; e informações sobre como a neurotransmissão basal é alterada por manipulações farmacológicas ou fisiológicas.

Cirurgia estereotáxica sobrevivência em Roedores

Ablação alvo de região específica do cérebro (s) por infusão de uma excitotoxina utilizando coordenadas estereotáxico é descrito. Esta técnica pode também ser adaptado para infusão de outros produtos químicos para o cérebro de rato.

Cirurgia estereotáxica para lesão excitotóxica de áreas específicas do cérebro do rato adulto

Este vídeo demonstra o procedimento detalhado para preparar um rato anestesiado para registros eletrofisiológicos da atividade cerebral de vários locais. O couro cabeludo é dissecado para acessar o crânio e os orifícios são feitos em locais precisos para instalar e prender os eletrodos. Os eletrodos de microfios de tungstênio são então inseridos no local de destino para registrar os dados.

Registros eletrofisiológicos in vivo de atividades cerebrais de vários locais em ratos

O vídeo demonstra um procedimento para implantar uma unidade de eletrodo multicanal bidirecional sem fio em um cérebro de rato para gravar e estimular redes neurais multicanal.

Implantando um sistema de microeletrodo bidirecional sem fio em um cérebro de rato

Injecção estereotáxica de lentivírus expressando cDNAs ou shRNAs pode modular a expressão de genes em áreas específicas do cérebro de ratos. Aqui, apresentamos um protocolo para combinar injeções estereotáxica com tarefas comportamentais, como o campo aberto Test (OFT) eo Teste de Natação Forçada (FST).

Aplicando a técnica de injecção estereotáxica para estudar os efeitos genéticos sobre os comportamentos animais

Roedores são um modelo apropriado para investigar os substratos moleculares do comportamento e transtornos psiquiátricos complexos. A microinjeção cerebral em roedores acordados pode ser usada para elucidar substratos de doenças. Um método de microinjeção cerebral eficiente e personalizável, bem como a execução de um paradigma operante que quantifica a motivação, é apresentado.

Roedor Cérebro microinjeção para estudar substratos moleculares do comportamento motivado

Mostramos que uma implantação de microeletrodos no córtex motor de ratos provoca déficits motor imediatos e duradouros. Os métodos propuseram neste documento contorno uma cirurgia de implante de microeletrodos e três roedores tarefas comportamentais para elucidar possíveis alterações na função motor fina ou bruta devido aos danos causados a implantação para o córtex motor.

Comportamentais de testes para avaliar déficits funcionais causados pela implantação de microeletrodos no córtex Motor rato roedor

Descrito aqui é um procedimento estereotático que pode atingir regiões cerebrais desafiadoras e de difícil acesso (devido a limitações espaciais) usando uma abordagem coronal angular. Este protocolo é adaptável tanto aos modelos de camundongos quanto a ratos e pode ser aplicado a diversas aplicações neurocientíficas, incluindo implantação de cânulas e microinjeções de construções virais.

Abordagem estereotática angular adaptável para técnicas versáteis de neurociência

Testes pré-clínicos completa de drogas que atuam no sistema nervoso central, muitas vezes envolve a avaliação e comparação de biodistribuição da droga em associação com rotas específicas de administração. Aqui, três métodos comumente utilizados de entrega sistêmica (intravenosa, intraperitoneal e oral), bem como um método para entrega local (convecção avançada entrega) são demonstrados em camundongos.

Entrega da droga sistêmica e local para o tratamento de doenças do sistema nervoso central em modelos de roedores

Responder por sinais de alimentos ou drogas emparelhados aumenta ao longo de um período de abstinência e esta pode estar relacionada com uma susceptibilidade aumentada a comportamentos recaída. Aqui detalhamos um procedimento para avaliar este "incubação de desejo" em ratos que têm auto-administrado de sacarose.

Um método geral para a avaliação de Incubação de Craving Sacarose em Ratos

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