Name: In Vivo Imaging Systems Detecção (IVIS) de um vírus de Neuro-invasiva encefalítico (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-12-02T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 21 s
Description: Aprenda a detectar infecções do sistema nervoso central por vírus alfa usando tecnologia bioluminescente e imagem in vivo IVIS. Este método permite visualizar a invasão viral em tempo real em modelo murino, reduzindo o número de animais necessários nos estudos.

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Instituto de Ciências Translacional UTMB-NIH concessão 1UL1RR029876-01 e Prather Alisha por sua assistência com edição de vídeo para este manuscrito.

1. Preparação animal <ol><li> Chegada Animal: Na chegada ao nível de biossegurança animal 2 (ABSL2) instalações, permitir que os animais de um mínimo de dois dias para se aclimatar ao seu novo ambiente. Após este período de repouso, o controlo dos animais para avaliar sua saúde e aparência física geral. <ol><li> Quando se utiliza repórteres fluorescentes, é importante colocar todos os sujeitos animais com uma dieta livre de alfafa para limitar a quantidade de GI autofluorescência e sinal de fundo. </li></ol></li><li> Shave animais: Para melhorar o sinal bioluminescente detectado da região craniana durante o exame; raspar as cabeças de todos os animais. Anestesiar os animais com uma mistura de gás de oxigénio e vaporizado isoflurano. Uma vez que os animais são totalmente anestesiado, use cortadores elétricos para raspar a cabeça. Terminado o barbear, os animais regressar às suas gaiolas e observar a recuperação completa dos efeitos da anestesia. </li><li> Bio Medic DadosSistemas de inserção de transponder (BMDs) (a realizar na sequência de corte dos ratinhos enquanto que os animais são completamente anestesiados): Para um meio menos invasivos para controlar a temperatura de um implante pré-programado BMDs transponder sem fios via subcutânea na região dorsal de cada rato. Estes transponders permitir a identificação sem fio e gravação de temperatura. A seguir à implantação do transponder, aplicar um adesivo de tecido de grau veterinária para a ferida. </li><li> Coleta basal: Antes de infecção, gravar uma temperatura basal e peso para todos os animais. Coleta de sangue para análise de teste de placa de neutralização de redução (PRNT) através de retro-orbitais (RO) sangrar enquanto os ratos estão sob anestesia. Após a coleta de sangue, aplique pomada veterinária antibiótico para reduzir infecção secundária potencial bacteriana. Esta colecção de base deverá ser completado com consideração para o número de vezes que os animais são colocados sob anestesia devido ao stress em ratos. Futuras coleções ro should ser concluída após imagem, enquanto o mouse ainda está sob anestesia. O sangue coletado de um máximo de RO deve ser em torno de 200 ul. </li><li> Infecção: ratinhos lugar sob anestesia, como descrito anteriormente. Inocular por via intranasal com uma dose de 5x10 6 a 5x10 7 pfu TC83-Luciferase em um volume total de 40 ul de diluição de fosfato salino tamponado (PBS) por meio de infecção intranasal. Após a infecção, coloque os ratos dentro de sua gaiola habitação e observar a recuperação. </li></ol> 2. Imagens de animais Disclaimer: Mantenha ratos dentro de sua unidade habitacional, o gabinete de segurança biológica (CSB), ou a caixa de contenção XIC em todos os momentos. Os BSCs aprovados para este protocolo são uma classe B1 ou B2 Tipo II. <ol><li> Injectar todos os animais com 10 ul por grama de peso do corpo do intraperitoneal (IP), a luciferina, a uma concentração de 15 mg / ml. <ol><li> Os ratinhos que receberam Ampligen são para ser injected IP a uma dose de 12,5 mg de peso corporal / kg a infecção -4 hr pós ou 48 hr após a infecção com base no seu grupo. </li></ol></li><li> Antes da injecção com a luciferina, separar os ratos em grupos de três para garantir um bom ajuste dentro da caixa de contenção XIC-3. <ol><li> Para todas as imagens, a utilizar uma pomada ocular / lubrificante para evitar a secagem da córnea durante todo o procedimento. </li></ol></li><li> Abra o software LivingImage e pressione Inicializar para preparar a caixa de imagem; economia auto set, tempo de exposição ao automóvel (tempo de exposição em auto é um novo recurso do software LivingImage 3.2 e mais recente), ver campo para C, e filtro para abrir; campo de vista é baseada no número de murganhos que você está imagiologia e de filtro pode ser optimizada, conforme necessário para outros projectos de imagiologia. </li><li> Confirmar que os filtros de carvão de ar não expiraram, o tanque de oxigênio está cheio, o reservatório e isoflurano é preenchido. Coloque pequenas tiras de fita isolante no XIC-3 icaixa solation que ajuda com a redução da circulação de animais durante o exame. </li><li> Injectar os ratos com IP luciferina, como descrito na seção 2.1 e lugar dentro da câmara de indução isoflurano (com a tampa aberta) por 3-5 min. </li><li> Após 5 min, fechar a tampa da câmara de indução e iniciar o fluxo de isoflurano. O anestésico é operado a cerca de 3-5% com o conjunto de taxa de fluxo de oxigénio em cerca de 2,0 L / min. Depois de completamente inconsciente esperar um adicional de 30 seg e transferir os animais para a caixa de isolamento XIC-3. Verifique se o gabinete de biossegurança a ser utilizada permite a segura eliminação de isoflurano como esse procedimento irá envolver perda de isoflurano da câmara de indução (a unidade IVIS contém suas próprias passivos latas Fair e da caixa de contenção XIC-3 conecta diretamente à entrada / saída soquetes para garantir o fluxo contido anestésico). <ol><li> Transfira os ratos com base em chip / número de grupo na caixa de isolamento XIC-3 com o conector de isoflurano em anexo umd abrir. Posicione os ratos para que eles são dispostos em decúbito esternal com a cabeça suavemente descansando sobre as tiras de fita. </li></ol></li><li> Limpe a caixa de contenção XIC com as mãos de etanol, spray e fundo da XIC-3 com cavicide, e transferir para a câmara de imagem IVIS. Reconectar a anestesia para a caixa de contenção, uma vez dentro da unidade de imagem. </li><li> Depois de 10 min após a injecção de luciferina, a imagem dos ratinhos através do software de imagem viva. </li><li> Seguindo imagem inicial com um filtro aberto, iniciar uma imagem 3-Dimensional DLIT utilizando a análise de seqüência e configuração Assistente de imagem para bioluminescente da luciferase firefly. Este processo de imagem terá 4-5 minutos e deve ser completada em um campo de visão relevante para o número de ratinhos desejados. <ol><li> Ex vivo-análise é possível após necropsia e coleta do cérebro. Coloque o cérebro em uma placa de Petri estéril, escorrer 50-100 ul de estoque luciferina em cima, e lugar dentro da imaging caixa. </li></ol></li><li> Finalize uma imagem aberta de segunda filtro em 15-17 de infecção pós min após a conclusão da imagem DLIT. Assegurar a análise de sequência é desligado eo campo de visão e configurações de filtro são retornados às configurações anteriores. </li></ol> 3. Ratos de retorno e análise de dados <ol><li> Desligue o vaporizador isoflurano e transferir a caixa de contenção XIC de volta para o armário de biossegurança. </li><li> Coloque os ratos de volta dentro de sua unidade habitacional, perto do topo, borrife o exterior com desinfetante apropriada e lugar de volta na prateleira habitação. <ol><li> Garantir ratos se recuperaram totalmente da anestesia. </li></ol></li><li> Repetir o procedimento acima, como a experiência requer até imagiologia foi concluída. </li><li> Desinfectar o BSC, desligue o equipamento, e transferir todos os dados para um local fora do laboratório para análise posterior. </li><li> Analisar os dados e gerar três imagens tridimensionais baseadas em resultados IVIS UTIlisador o software LivingImage. <ol><li> Garantir que a imagem é devidamente orientada e iluminação / cor equilíbrio está definido. Dentro da paleta de ferramentas as opções incluem Ajuste de imagem, Correções, Informação, Imagem e Ferramentas de ROI. </li><li> Utilize formas de ROI para identificar os pontos fortes de sinal específicos baseados em localização. </li><li> Reconstruir a topografia da superfície para realçar o corpo do mouse, inicializar reconstrução DLIT 3D, e usar ajuste linear para definir o mapa de órgãos, para a recomposição topográfica. </li></ol></li><li> Análise de titulação mais viral pode ser concluído através de coleta de sangue e de órgãos. Titulação neste estudo foi concluído através de homogeneização do tecido cerebral em modificado águias médio (MEM). O homogenato foi diluído em série e que infectou uma placa de 6 poços de células Vero para 1 hr. As células foram cobertas com uma camada agarose/2xMEM 1,5% e incubadas durante 2 dias a 37 graus. As células foram fixadas com formalina a 10% durante 30 minutos e coradas comvioleta de cristal. </li></ol>

<ol><li>Steele, K. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+Neurovirulence+and+Tissue+Tropism+of+Wild-type+and+Attenuated+Strains+of+Venezuelan+Equine+Encephalitis+Virus+Administered+by+Aerosol+in+C3H%2FHeN+and+BALB%2Fc+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Veterinary+Pathology+Online%22%5BJournal%5D)">Comparative Neurovirulence and Tissue Tropism of Wild-type and Attenuated Strains of Venezuelan Equine Encephalitis Virus Administered by Aerosol in C3H/HeN and BALB/c Mice.</a> Veterinary Pathology Online. 35, 386-397 (1998).</li>
<li>Ludwig, G. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+neurovirulence+of+attenuated+and+non-attenuated+strains+of+Venezuelan+equine+encephalitis+virus+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Trop.+Med.+Hyg%22%5BJournal%5D)">Comparative neurovirulence of attenuated and non-attenuated strains of Venezuelan equine encephalitis virus in mice.</a> Am. J. Trop. Med. Hyg. 64, 49-55 (2001).</li>
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<li>Volkova, E., Gorchakov, R., Frolov, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+efficient+packaging+of+Venezuelan+equine+encephalitis+virus-specific+RNAs+into+viral+particles+is+determined+by+nsP1-3+synthesis%5BTitle%5D)+AND+%22Virology%22%5BJournal%5D)">The efficient packaging of Venezuelan equine encephalitis virus-specific RNAs into viral particles is determined by nsP1-3 synthesis.</a> Virology. 344, 315-327 (2006).</li>
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<li>Cook, S. H., Griffin, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Luciferase+Imaging+of+a+Neurotropic+Viral+Infection+in+Intact+Animals%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Virol%22%5BJournal%5D)">Luciferase Imaging of a Neurotropic Viral Infection in Intact Animals.</a> J. Virol. 77, 5333-5338 (2003).</li>
<li>Contag, P. R., Olomu, I. N., Stevenson, D. K., Contag, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bioluminescent+indicators+in+living+mammals%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Med%22%5BJournal%5D)">Bioluminescent indicators in living mammals.</a> Nat. Med. 4, 245-247 (1998).</li>
<li>Osorio, J. E., Iams, K. P., Meteyer, C. U., Rocke, T. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+Monkeypox+Viruses+Pathogenesis+in+Mice+by+In+Vivo+Imaging%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Comparison of Monkeypox Viruses Pathogenesis in Mice by In Vivo Imaging.</a> PLoS ONE. 4, e6592(2009).</li>
<li>Luker, G. D., Prior, J. L., Song, J., Pica, C. M., Leib, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bioluminescence+Imaging+Reveals+Systemic+Dissemination+of+Herpes+Simplex+Virus+Type+1+in+the+Absence+of+Interferon+Receptors%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Virol%22%5BJournal%5D)">Bioluminescence Imaging Reveals Systemic Dissemination of Herpes Simplex Virus Type 1 in the Absence of Interferon Receptors.</a> J. Virol. 77, 11082-11093 (2003).</li>
<li>Russell, W. M. S., Burch, R. L. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aRussell%2C+WMS+%22The+Principles+of+Humane+Experimental+Technique%22">The Principles of Humane Experimental Technique</a>. , (1959).</li>
<li>Kuehne, R. W., Pannier, W. L., Stephen, E. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Indirect+mouse+model+for+the+evaluation+of+potential+antiviral+compounds%3A+results+with+Venezuelan+equine+encephalomyelitis+virus%5BTitle%5D)+AND+%22Antimicrob.+Agents+Chemother%22%5BJournal%5D)">Indirect mouse model for the evaluation of potential antiviral compounds: results with Venezuelan equine encephalomyelitis virus.</a> Antimicrob. Agents Chemother. 11, (1977).</li>
<li>Lukaszewski, R. A., Brooks, T. J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pegylated+Alpha+Interferon+Is+an+Effective+Treatment+for+Virulent+Venezuelan+Equine+Encephalitis+Virus+and+Has+Profound+Effects+on+the+Host+Immune+Response+to+Infection%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Virol%22%5BJournal%5D)">Pegylated Alpha Interferon Is an Effective Treatment for Virulent Venezuelan Equine Encephalitis Virus and Has Profound Effects on the Host Immune Response to Infection.</a> J. Virol. 74, 5006-5015 (2000).</li>
</ol>

Não há conflitos de interesse declarados.

Embora este protocolo abrange os aspectos de imagem para análise in vivo, é importante reconhecer o vector bioluminescente como factor-chave para estudos futuros. Nossa utilização de TC83, uma estirpe de vacina atenuada de VEEV, como um vector para a expressão de luciferase assegura que grandes quantidades da enzima estão a ser produzidos, devido à elevada taxa de replicação do vírus no SNC como previamente descritos 1-4. Enquanto a adição de um segundo promotor subgenómico e os resultados d...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome do reagente </td><td> Companhia </td><td> Número de catálogo </td><td> Comentários (opcional) </td></tr><tr><td> D-luciferina </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Isoflurano </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Xenogen IVIS Sistema (Spectrum) </td><td> Caliper Life Sciences </td><td></td><td></td></tr><tr><td> XGI-8-gás Sistema de Anestesia </td><td> Caliper Life Sciences </td><td></td><td></td></tr><tr><td> XIC-3 caixa de contenção </td><td> Caliper Life Sciences </td><td></td><td></td></tr><tr><td> LivingImage 4,0 Software </td><td> Caliper Life Sciences </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Telemetria / identificação fichas </td><td> Bio Medic Data Systems </td><td> IPTT-300 </td><td> Identificação animal e TemperATUREZA </td></tr><tr><td> BD seringa TB Integra 1ml com 26 gx 3/8 agulha &quot; </td><td> Fisher Scientific </td><td> 305279 </td><td></td></tr><tr><td> Vet adesivo de tecido de Bond </td><td> Fisher Scientific </td><td> NC9259532 </td><td></td></tr><tr><td> Vetropolycin Pomada oftálmica </td><td> Produtos Veterinários Webster </td><td> 78444656 </td><td></td></tr><tr><td> Fosfato de Dulbecco Buffered Saline 1X </td><td> Invitrogen </td><td> 14190-144 </td><td></td></tr><tr><td> BMDs Chip Leitor </td><td> Bio Medic Data Systems </td><td> DAS-7007S </td><td></td></tr><tr><td> DAS-HOST Software </td><td> Bio Medic Data Systems </td><td></td><td> Usado para fazer download de informações da sonda </td></tr></tbody></table>

in vivo imaging systems detecção (ivis) de um vírus de neuro-invasiva encefalítico

In Vivo Imaging Systems (IVIS) Detection of a Neuro-Invasive Encephalitic Virus

Os avanços modernos em tecnologia de imagem estimular o desenvolvimento eo aperfeiçoamento da forma de pesquisa viral é realizado. Inicialmente proposto por Russel e Burch em 3Rs Hume (substituição, redução, refinamento), a utilização de modelos animais na pesquisa científica está sob constante pressão para identificar novas metodologias para reduzir o uso de animais, melhorando a precisão científica ea velocidade. Um grande desafio para diretores de Hume no entanto, é a forma de garantir os estudos são estatisticamente preciso, reduzindo a morbidade das doenças animais e números totais. Estudos de eficácia de vacinas actualmente requerem um grande número de animais, a fim de ser considerado estatisticamente significativo e muitas vezes resultam em morbidade e mortalidade terminais para a identificação de protecção imunitária. Utilizamos sistemas de imagem in vivo (IVIS) em conjunto com uma enzima bioluminescente pirilampo para controlar progressivamente a invasão do sistema nervoso central (SNC) através de uma ciaphalitic vírus em um modelo murino. Tipicamente, a doença progride de forma relativamente lenta, no entanto a replicação do vírus é rápida, especialmente dentro do sistema nervoso central, e pode levar a um resultado, muitas vezes, fatal. Após a infecção intranasal de murganhos com TC83-Luc, uma estirpe de vírus atenuado da encefalite equina venezuelana modificado para expressão de um gene da luciferase, somos capazes de visualizar a replicação do vírus no cérebro, pelo menos, três dias antes do desenvolvimento de sintomas clínicos de doença. Utilizando invasão do SNC como objectivo o desenvolvimento de doença encefálica chave que são capazes de identificar rapidamente terapêutico e proteção da vacina contra TC83-Luc infecção antes de desenvolver os sintomas clínicos. Com a tecnologia IVIS somos capazes de demonstrar o teste rápido e preciso de drogas e vacinas terapêuticas, reduzindo o número de animais e da morbilidade.

Com um vírus geneticamente modificado, TC83-Luciferase, vimos um aumento na intensidade do sinal bioluminescente como a replicação do vírus se move da região nasal para o SNC central (Figura 1). Devido à elevada taxa de replicação viral, esperamos ver altos níveis de sinal de bioluminescência (Figura 2A) que dependem do vector e a resposta dos animais imunes ao vector. Esperamos que este aumento de sinal para prosseguir até atingir um pico, entre 5-7 dias após a infecção, em combinação ...

Utilizando luciferase e sistemas de imagem in vivo (IVIS) como um novo meio de identificar objectivos de doença antes de desenvolvimentos clínicos ocorrer. IVIS nos permitiu visualizar em tempo real a invasão de vírus encefalíticas durante vários dias, fornecendo um modelo de doença mais precisa para o estudo futuro. Também permitiu-nos identificar as características potenciais de proteção de antivirais e de vacinas mais rápido do que os modelos animais atualmente utilizados. A capacidade de utilizar animais individuais sobre múltiplos pontos temporais garante condições de polícia reduzidos, custos e morbidade global para os animais utilizados garantir um meio mais humanas e mais científica do estudo da doença.

In Vivo Imaging Systems Detecção (IVIS) de um vírus de Neuro-invasiva encefalítico

Os avanços modernos na tecnologia de imagem incentivam o desenvolvimento e o refinamento contínuos da maneira como a pesquisa viral é realizada. Proposta inicialmente por...

Hoje estamos apresentando um método para detectar infecção do sistema nervoso central por um alfavírus em espécies de Aurine utilizando tecnologia bioluminescente. Este método utiliza o TC 83, uma cepa atenuada viva da vacina contra a encefalite equina venezuelana, com um gene de luciferase de vaga-lume inserido, que podemos usar para acompanhar a replicação do vírus à medida que ele se espalha no hospedeiro. Em um artigo sobre vacinas publicado recentemente, demonstramos nossa capacidade de visualizar a invasão do SNC e utilizá-la como um ponto final do estudo para testar a eficácia de vacinas e tratamentos antivirais antes do surgimento da doença clínica nos nossos controles.Olá, meu nome é Allison Ard e sou tecnóloga em animais de laboratório nos laboratórios de alta contenção aqui na Universidade de Medicina e Ciências da Saúde do Texas. O trabalho que você verá neste vídeo foi realizado por mim, Michael Patterson, aluno de pós-graduação aqui na UTMB, e Katie Taylor, aluna sênior de pós-graduação em nosso laboratório. Todo o trabalho que você verá foi conduzido no Galveston National Laboratory com aprovação integral do IACUC, seguindo as regulamentações de saúde ambiental e segurança, utilizando sistemas de imagem in vivo.A IVUS nos permite reduzir o número de animais necessários em nossos estudos, graças à nossa capacidade de gerar imagens diariamente para cada animal individualmente. Uma visão geral hoje mostrará o preparo do animal, incluindo a depilação da testa, BMDS, infecção intranasal com TC 80 D, três injeções intraperitoneais de Lucifer para imagem, o manejo e a transferência do animal do gabinete de contenção Biocon para a caixa de imagem. Da caixa de imagem, transferiremos o animal para a unidade de imagem do calibrador, o processo real de imagem, as imagens bidimensionais e tridimensionais e a transferência dos animais após a imagem de volta para o gabinete de biossegurança.O nosso laboratório animal possui uma cabine de segurança biológica de Classe dois onde todos os procedimentos in vitro e in vivo são realizados. Ao lado da cabine de segurança biológica encontra-se o Cali ivu spectrum com isofluorano acoplado, vaporizador e interface de computador. O vaporizador de isofluorano permite a administração precisa de anestésico inalatório e é um método mais rápido e seguro para anestesiar camundongos em comparação com anestésicos injetáveis.A caixa de imagem XI C3 é uma unidade selada, completa com filtração HEPA, permitindo-nos transportar os animais com segurança dentro do laboratório. Em estudos anteriores, determinamos que espécies marinhas de pelagem mais escura apresentam sinal bioluminescente inibido diretamente relacionado à sua pelagem. Recomendamos a depilação da testa e do focinho para melhorar a detecção do sinal ao longo do estudo.Em todos os nossos estudos, utilizamos chips transpondedores BMDS, que permitem coletar informações de temperatura e identificação animal sem fio. Esse método de coleta permite reduzir o manuseio e o estresse dos animais. O pêlo é umedecido com uma luva de etanol e o chip é inserido subcutaneamente.Enquanto o camundongo está sob anestesia. Anestesiamos os animais para infecção intranasal. Uma vez inconsciente, seguramos cada animal suavemente pelo pescocinho com o focinho apontando para cima.20 microlitros são pipetados em cada narina. Para um total de 40 microlitros por camundongo, os animais são deixados respirar entre as gotas para que o inóculo não se acumule na parte posterior da garganta. Para a injeção intraperitoneal de luciferina, os animais são levemente contidos pela nuca, com a cauda posicionada sob os dedos mínimo e anelar.Lúciferina é então injetada no abdômen de cada animal para garantir a máxima difusão de Lúcifer na corrente sanguínea. Aguardamos de cinco a 10 minutos após a injeção antes de anestesiar os camundongos para a aquisição de imagens. Uma vez anestesiados, os animais podem ser transferidos para a caixa de contenção de imagemamento XI C3.As cabeças são colocadas suavemente sobre tiras de fita isolante preta, o que reduz o deslocamento craniano. Devido à respiração, o movimento irá interferir no processo de imageamento em todos os tipos de imageamento, incluindo imageamento tridimensional, protração completa do membro e uma posição prona dentro da unidade XI C3, garantindo um mapeamento topográfico ideal. Quando todos os animais estiverem adequadamente posicionados, feche a caixa XI C3 e limpe a parte externa da unidade com etanol, desinfete as mãos antes de remover a caixa da cabine de segurança biológica.Ao posicionar a caixa XI C3 dentro da unidade de imagem ivus, certifique-se de que as conexões de anestésico e os contornos estejam corretamente ligados aos filtros HEPA acoplados à caixa XI C3. Além disso, certifique-se de que a grade de imagem envolva completamente os camundongos antes de fechar a unidade de imagem e ligar o fluxo de anestesia. Após abrir o software Living Image, será necessário fazer login com seu nome de usuário.Em seguida, inicializa-se a unidade de IVUS. Quando a unidade de IVUS estiver pronta, o indicador de temperatura ficará verde, o que ocorre em torno de menos 90 graus Celsius Ferrari work. Utilizamos um tempo de exposição com detecção automática e mantemos todas as demais configurações em seus valores padrão.Uma vez que a imagem é adquirida, ela aparecerá na tela principal. Você tem a opção de selecionar regiões de interesse, o que permitirá detectar automaticamente áreas específicas com alta intensidade de sinal. Isso também permitirá inserir manualmente regiões de intensidade que você deseja visualizar, as quais o sistema não identifica automaticamente na imagem tridimensional.Selecione uma opção de configuração de sequência, selecione o assistente de imagem e selecione bioluminescência. Após selecionar bioluminescência, clique em DLIT e depois em próximo. Em DLIT, certifique-se de que o repórter adequado esteja selecionado para US Firefly e clique em Avançar.Certifique-se de que todas as suas informações estão corretas. A nossa é uma imagem de um camundongo com um campo de visão do tamanho C. Em seguida, clicamos em próximo e é gerado um conjunto de cinco imagens com comprimentos de onda variados, de cinco 60 nanômetros a seis 40.Na nossa primeira imagem, também temos a imagem topográfica obtida para permitir a imagem tridimensional. Em seguida, clicamos em adquirir sequência. Após as cinco imagens serem adquiridas, podemos fechar a configuração da sequência de imagens e iniciar a manipulação da nossa imagem.Para desenvolver uma reconstrução tridimensional, precisamos primeiro garantir que temos um mapa topográfico preciso. Configuramos nosso sujeito como um camundongo peludo e uma orientação dorsal e realizamos a reconstrução. Destacamos o próprio camundongo, evitando selecionar qualquer área de fundo da caixa.Clicamos em avançar, e esta seção pode levar algum tempo, dependendo da sua imagem e do sistema computacional que você está utilizando. Após a conclusão, você terá um mapa topográfico do corpo do seu camundongo. Em seguida, prosseguimos para a reconstrução 3D por DLIT.Certifique-se de que as configurações de limite e as propriedades do tecido estejam corretamente definidas. Selecione iniciar no nosso cérebro e, em seguida, selecione reconstruir. Este é outro ponto temporal que pode levar algum tempo, dependendo do seu sistema computacional.Quando finalizar, você verá um sinal que aparece em seu mapa topográfico. Em seguida, é necessário clicar em Ferramentas 3D, clicar em Registro, no atlas de órgãos e, para nós, na orientação dorsal feminina. Podemos então alterar a opacidade dos órgãos para melhorar o ajuste; clicamos em ajuste linear para alinhar o mapa topográfico ao conjunto digital de órgãos.Podemos remover todos os órgãos, exceto os que desejamos identificar realmente com o sinal para o cérebro por US. Com esta tecnologia, também é possível criar um vídeo tridimensional, o que permite rotacionar, alterar a opacidade, mudar a visualização, aproximar e, por fim, afastar. Quando a aquisição de imagens for concluída, desligue o vaporizador de isoflurano e desconecte a caixa de contenção XI C3.Retorne a caixa lacrada para a cabine de segurança biológica e remova cuidadosamente os camundongos da fita adesiva elétrica. Para durações maiores de imagem. Dentro do ABS L dois, os camundongos podem ser aquecidos por meio de manuseio adequado com luvas.Observamos atentamente os animais para garantir a recuperação completa da anestesia. Gostaríamos de agradecer ao Dr. Pessler e a todos no laboratório que contribuíram para este projeto. Gostaríamos também de agradecer ao Galveston National Laboratory, que forneceu as instalações e equipamentos, bem como ao Institute for Translational Sciences, que forneceu o financiamento para esta pesquisa.

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Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Imunologia e Infecção

Bioimaging métodos utilizados para avaliar biodistribuição das células de nanopartículas são aplicáveis ​​para monitorização terapêutica e de diagnóstico de compostos nanoformulated. Os métodos descritos neste documento são sensíveis e específicos, quando avaliada por coregistration histológica. As metodologias de fornecer um caminho de translação de roedores para aplicação em seres humanos.

BioImaging registradas de Nanomateriais para Monitoramento de Diagnóstico e Terapêutica

O citomegalovírus (HCMV) A infecção humana de recém-nascidos representa uma importante causa de retardo mental, mas os eventos moleculares que levam à induzida por vírus patogênese ainda são pouco compreendidos. Para investigar a dinâmica da infecção cerebral, adaptamos...

Utilização de<em&gt; In vivo</em&gt; Imagem para monitorar a progressão da infecção pelo citomegalovírus Experimental Rato em recém-nascidos

Aqui demonstramos uma técnica para transdução neuronal generalizada por injeção intraventricular de vírus adeno-associado no cérebro de camundongo neonatal.  Este método fornece uma maneira rápida e fácil de obter a expressão vitalícia de transgenes entregues por vírus.

Injection Viral intracerebroventricular do Neonatal do rato do cérebro para a transdução neuronal persistente e generalizada

Aqui, descrevemos um método simples de injeção intracerebroventricular e intravascular de partículas virais ou microesferas fluorescentes no cérebro de camundongos neonatais. O padrão de localização do vírus e das nanopartículas pode ser detectado por avaliação microscópica ou por hibridização in situ.

Intracerebroventricular e intravascular A injeção de Viral partículas e fluorescentes microesferas no cérebro Neonatal

Descrevemos um modelo de camundongo de malária cerebral experimental e mostramos como a patologia inflamatória e microvascular pode ser rastreada in vivo usando ressonância magnética.

In Vivo Tracking of Edema Development and Microvascular Pathology em um Modelo de Malária Cerebral Experimental Usando Ressonância Magnética

Aqui, nós apresentamos um protocolo para criar um modelo murino imuno-competente do ICR (Instituto do cancer da pesquisa) da infecção do sistema nervoso central para indicar o desenvolvimento da neuropatia. A monitoração de desordens encefalalitic virais agudas por contagens idênticas da doença podia ser executada mostrando a neuropatia vírus-induzida dengue in vivo.

Um modelo murino da doença da encefalite viral aguda induzida pelo vírus da dengue

Aqui, apresentamos os protocolos para investigar o comprometimento da unidade neurovascular durante encefalomielite auto-imune experimental in vivo. Abordamos especificamente como determinar a permeabilidade da barreira hemato - encefálica e gelatinase atividade envolvida na migração de leucócitos através da limitans da glia.

Visualizando o comprometimento das barreiras endoteliais e Glial da unidade Neurovascular durante encefalomielite auto-imune Experimental In Vivo

Novel, técnicas de compensação de tecido compatível com imunocoloração, como a imagem 3D final de órgãos com solventes limpos, permitem a visualização 3D da infecção cerebral pelo vírus da raiva e seu ambiente celular complexo. As fatias grossas, anticorpo-etiquetadas do tecido de cérebro são feitas opticamente transparentes para aumentar a profundidade da imagem latente e para permitir a análise 3D pela microscopia confocal da exploração do laser.

Imagem latente 3D de alta resolução da infecção do vírus da raiva no tecido solvente-cancelado do cérebro

Este protocolo tem como objetivo gerar interneurônios diretamente reprogramados in vivo, usando um sistema viral baseado em AAV no cérebro e um repórter GFP orientado por synapsin FLEX, que permite a identificação celular e análise mais aprofundada in vivo.

In vivo reprogramação direta de células gliais residentes em interneurônios por injeção intracerebral de vetores virais

Miniscópio em imagem de cálcio vivo é uma técnica poderosa para estudar dinâmica neuronal e microcircuitos em camundongos que se comportam livremente. Este protocolo descreve a realização de cirurgias cerebrais para obter uma boa imagem in vivo de cálcio usando um miniscópio.

Injeção viral esteretaxica e implantação de lente de índice de gradiente para imagem de cálcio no cérebro profundo em vivo

Apresentamos uma nova abordagem para microscopia de dois fótons da liberação tumoral de nanopartículas de óxido de ferro marcadas fluorescente para glioblastoma em um modelo de camundongo.

Microscopia Intravital de Dois Fótons de Glioblastoma em Modelo Murino

Aprenda a detectar infecções do sistema nervoso central por vírus alfa usando tecnologia bioluminescente e imagem in vivo IVIS. Este método permite visualizar a invasão viral em tempo real em modelo murino, reduzindo o número de animais necessários nos estudos.

In Vivo Imaging Systems Detecção (IVIS) de um vírus de Neuro-invasiva encefalítico

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