Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Мышиные Ileocolic кишечника резекция с первичной анастомоза

17.3K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/52106

⸱

29 октября 2014 г.

 ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, University of Alberta, 2Department of Medicine, University of Alberta

В этой статье

Краткое содержание

Илеоколическая резекция обычно выполняется при нескольких заболеваниях человека, однако мало что известно о влиянии резекции кишечника на хирургические заболевания. В этой статье представлены инструкции по проведению процедуры на мышах с высоким успехом, что дает возможность изучить эффекты илеоколической резекции на моделях заболевания.

Аннотация

Резекция кишечника часто требуется для лечения заболеваний, связанных с желудочно-кишечным трактом, двумя распространенными примерами являются болезнь Крона и рак толстой кишки. Несмотря на частоту этих процедур, остается значительный пробел в знаниях об описании неотъемлемых эффектов резекции кишечника на физиологию хозяина и патофизиологию заболевания. В этой статье представлены подробные инструкции по илеоколической резекции с первичным анастомозом конца в конец у мышей, а также основные аспекты периоперационного ухода для достижения максимального послеоперационного успеха. При тщательном соблюдении эта процедура обеспечивает 95% долгосрочную выживаемость, отсутствие отставания в росте и сводит к минимуму послеоперационные осложнения в виде кишечной непроходимости и утечки анастомоза. Технические трудности выполнения процедуры на мышах являются препятствием для ее широкого использования в исследованиях. Навыки, описанные в этой статье, можно приобрести без предварительного хирургического опыта. Как только процедура мышиной илеоколической резекции будет освоена, она станет воспроизводимым инструментом для изучения эффектов резекции кишечника на моделях заболеваний человека.

Введение

Илеоколическая резекция (ICR) - это распространенная процедура, выполняемая как в экстренных, так и в плановых ситуациях при различных заболеваниях. Болезнь Крона и рак толстой кишки являются двумя наиболее распространенными показаниями к ICR. При обоих заболеваниях рецидив в кишечнике в месте операции представляет собой серьезную клиническую проблему. Частота местных рецидивов рака толстой кишки остается проблемой даже при самых агрессивных резекциях1. После ICR при болезни Крона заболевание чаще всего (до 80%) рецидивирует в неотерминальном отделе подвздошной кишки через 1 год после операции2. Учитывая влияние этих двух заболеваний и их рецидив после операции, важно понимать местные кишечные факторы после ICR, которые могут оказывать неотъемлемое влияние на естественное течение этих заболеваний. Кроме того, также важно рассмотреть лечение анастомотическими препаратами после ИЦР. В раннем послеоперационном периоде утечки анастомоза могут иметь разрушительные последствия для пациентов, приводящие к повторным операциям, образованию стомы, значительной заболеваемости и даже смертности. Несмотря на важность этой темы, наше нынешнее понимание лечения анастомотическими методами остается в зачаточном состоянии в качестве предмета исследований. Животные модели ICR, в частности мыши, являются отличной платформой для изучения заживления кишечника и анастомоза после хирургического вмешательства.

Мышиная модель ICR была первоначально разработана Helmrath et al. для использования в качестве модели синдрома короткой кишки4. Авторы экспериментировали с различными диетическими режимами и размерами швов для оптимизации выживаемости животных после ICR. Они пришли к выводу, что кормление жидкой диетой в периоперационном периоде и с использованием монофиламентных швов 9-0 привело к оптимальной послеоперационной выживаемости 88%. С момента этой первоначальной публикации ICR у мышей, удаляющих 50% тонкой кишки, был использован в нескольких исследованиях для изучения динамики массивной резекции тонкой кишки и адаптивной реакции роста в попытке разработать новые методы лечения синдрома короткой кишки5,6.

Первое применение мышиной модели ICR к болезни Крона использовало мышиную модель IL-10-/-, у которой спонтанно развивается колит7. Авторы обнаружили, что после ICR у этих животных развилось воспаление в неотерминальном отделе подвздошной кишки, аналогичное тому, которое наблюдается у пациентов с послеоперационной болезнью Крона, и что это воспаление зависело от присутствия бактерий. Совсем недавно эта модель была использована для изучения бактериальных изменений, вызванных ICR. При болезни Крона наблюдается ассоциированный дисбиоз с относительным снижением количества бактерий, обладающих противовоспалительными свойствами, и увеличением инвазивных видов бактерий8,9. Эта связь справедлива и в случаях послеоперационного рецидива10. В двух исследованиях была предпринята попытка выявить микробные изменения, вызванные ICR. В первом исследовании использовались мыши с нулевым уровнем IL-10 и проводился электрофорез с денатурирующим гелем для сравнения бактериального сходства между тонкой кишкой и толстой кишкой после ICR11. Это исследование показало, что популяции бактерий стали аналогичными в тонком кишечнике и толстой кишке после ICR. В последующем исследовании использовались мыши дикого типа и пиросеквенирование 16s для филогенетической классификации видов бактерий после операции. Это исследование продемонстрировало заметный сдвиг в количестве видов бактерий в результате только хирургического вмешательства, при этом виды Clostridium стали доминирующими, а также увеличение количества Υ-протеобактерий. Результаты также подтвердили результаты предыдущего исследования с аналогичными популяциями, обнаруженными в тонком кишечнике и толстой кишке после ICR12.

ICR является распространенной процедурой для пациентов с раком толстой кишки с вовлечением слепой кишки и восходящей ободочной кишки, и становится все более признанным, что реакция хозяина на хирургическое вмешательство, вероятно, способствует как местному, так и отдаленному рецидиву опухоли13. Несмотря на это наблюдение, модели ICR не использовались для изучения колоректального рака и послеоперационного рецидива. Понимание как системных, так и местных иммунологических изменений, возникающих в результате ICR, будет иметь важное значение для изучения будущих методов лечения. Потенциальные пути, участвующие в рецидиве рака после ICR, включают регуляцию факторов роста, которые могут спасти клетки от апоптоза и стимулировать пролиферацию, механическое разрушение опухоли с выделением клеток и потерю иммунного надзора через послеоперационную иммуносупрессию13,14.

Мышиные модели ICR могут стать мощным инструментом для исследования синдрома короткой кишки, болезни Крона и рака толстой кишки. Они также могут дать уроки о том, как предотвратить ранние послеоперационные осложнения анастомоза путем дальнейшего определения клеточных и биохимических путей, участвующих в заживлении недавно созданного анастомоза. Основным препятствием при использовании мышиной модели ICR является техническая сложность. Кишечный анастомоз требует применения 8-0 или шов 9-0, операционный микроскоп и обучение микрохирургическим техникам. Цель этой статьи — предоставить четкие инструкции о том, как проводить ICR у мышей с целью использования этой процедуры в моделях заболеваний.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Протоколы использования животных были утверждены уходу и использованию животных комитета науки здоровья в Университете Альберты.

1. Подготовка инструментов, животных и оперативной установки

  1. Перевести животных на новую, чистую клетку отсутствующего всех твердых продуктов питания 24 часов до процедуры. Они могут иметь свободный доступ к воде, и жидкость диета экспромтом до времени процедуры.
  2. Автоклав все инструменты, необходимые для процедуры. Чистый операционный поверхность и анестетик носовой конус с 70% -ным этанолом.
  3. Настройте операционную поверхность с операционным микроскопом, наркозно-дыхательного аппарата и расходных материалов в порядке, который удобен для оперирующего хирурга. Локти хирурга должно быть разрешено отдыхать с комфортом на операционном столе, с рук и кистей беспрепятственным оборудованием. Инструменты, швы, ватные тампоны, и 10 мл шприц должен быть помещен в месте, которое позволяет легко добраться во время процедуры.
  4. Установитьнакладные инфракрасные лампы, чтобы обеспечить как тепло для животного во время процедуры и света на рабочей поверхности.
  5. Наполните 50 мл коническую трубку с 0,9% физиологического раствора, и 1,5 мл пробирку с вазелином и места вблизи рабочей поверхности.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Стерилизовать все инструменты и хирургические принадлежности. Поскольку кишечник перерезают, сама процедура не является стерильной. Считается чистый загрязненных. Примите меры, чтобы избежать введения экзогенных источников инфекции.

2. Ileocolic резекция с анастомоза

  1. Анестезии путем введения 4% изофлуран с расходом кислорода 2 л / мин через носовой конус от изофлурана испарителя, пока частота дыхания животных не замедляется до примерно 30-40 вдохов / мин. Применить умеренное давление на задней ноги мыши, чтобы гарантировать, что нет никакой боли ответ до начала процедуры. В этот момент, выключают изофлуран до 2% и поток кислорода до 0,5 л / мин. С перерывамипроверить болевой ответ во время процедуры и настроить ИФ расход соответственно.
  2. Применить вазелин для глаз, чтобы предотвратить высыхание во время операции, и иммобилизации мышь в положении лежа на спине с конечностями, обеспеченных используя прозрачную ленту.
  3. Очистите живота с решением povodine / йода, и изменить в новые стерильные перчатки.
  4. Сделайте 1,5 см разрез кожи в верхней средней линии живота с использованием острие рассекает ножницы, чтобы разоблачить фасции и брюшины. Откройте слой фасциальную / перитонеальный подобным способом через белой линии, чтобы выставить брюшины содержимое.
  5. В отличие от человека, слепой кишки мыши, как правило, находится в левом верхнем квадранте брюшной полости. После того, как определены, мягко понять слепую кишку с пинцетом и доставить его через разрез. Используйте смоченные ватные тампоны веером примерно 3 см терминального отдела подвздошной кишки, проходящей от слепой кишки в течение стерильной марли драпированные на брюшной поверхности (рис 1А).Обеспечить подвергается кишечника влажной с 0,9% физиологического раствора в течение всей полноте процедуры.
  6. Определить илеоцекальный артерии ответвляется от верхней брыжеечной артерии вдоль толстой кишки (рис 1А) с помощью операционного микроскопа. Рассеките из бессосудистой тканей, прилегающих к илеоцекального артерии, окружить и перевязывать артерию с 5-0 шелковый галстук. Затем найдите регионального кровоснабжения терминального отдела подвздошной кишки и выбрать рассечение точку 1,5-2 см проксимальнее илеоцекального перехода. Перевязывать ветви на этом участке подвздошной кишки, что и выше. Разделите артерии с микро рассекает ножницы.
  7. Разделите ишемические участки подвздошной и толстой кишки, обеспечивая есть достаточный запас крови на перерезанных концов (рис 1b). Это часто бывает полезно лопатчатые подвздошной кишки, разделив его на 30 градусов, чтобы увеличить диаметр просвета, так что более точно соответствует толстой кишки. После того, как илеоцекального часть кишечника была удалена, выравниванияперерезана концы подвздошной и толстой кишки на марлю, обеспечивая брыжеечной границы друг выравниваются.
  8. Построить анастомоза путем аппроксимации перерезана конец подвздошной кишки в пересечённого конце толстой кишки с помощью прервал 8-0 полипропиленовые швов (рис 1в). Первый стежок помещается в брыжеечной границе, с последующими швы размещены каждые 0,5 мм до анастомоз Ileocolic не водонепроницаем. При прохождении хирургической иглы через подвздошной и толстой кишки, убедитесь, что отрезанный край не скручивается, и игла укусы 0,5 мм из разрезанных краев кишки. Типичный анастомоза потребует от 14 до 16 узловыми швами. Проверьте целостность и проходимость анастомоза после завершения прокатки ватный тампон проксимальнее дистальной над подвздошной кишки, чтобы заставить содержимого через анастомоз. Небольшие содержание кишечника должны свободно проходить в кишечник без утечки анастомоза.
  9. Промыть открытую кишку с 3-4 мл 0,9% физиологического раствора из шприца 10 млчтобы смыть стул с поверхности кишечника, и доставить кишечника обратно в брюшную полость. Использование 2 мл 0,9% физиологического раствора смыть в брюшную полость, а затем слить эту жидкость, слегка надавливая на брюшную стенку с боков.
  10. Закрыть разрез с 3-0 шелковой проточной шва, и прекратить поток ИФ. Администрирование 0,1 мг / кг длительного действия опиатов -buprenorphine- подкожно для послеоперационного обезболивания.
  11. Соблюдайте животных под инфракрасной лампой, пока они не мобильны затем передать их в постоянно подогреваемой клетке.

3. Послеоперационный уход и контроль

  1. Монитор животных в постоянно подогреваемой клетку для признаков неблагополучия на оставшуюся часть дня. Перевести животных обратно на объекте по уходу за животными в новом стерильном клетку с доступом к жидкой диете и воды экспромтом. Животные могут быть размещены в группах по 3-4.
  2. Выполните проверку на послеоперационных животных на следующее утро,обеспечить животные не появляются в бедственном положении. Поток только жидкую диету. Если они появляются неприятное (то есть, выгибание спины или минимальную активность) администрировать дополнительную дозу подкожно бупренорфина. Проверьте на животных еще раз во второй половине дня на день после операции 1.
  3. Утром послеоперационного дня 2 животные должны появиться полностью восстановился. Свидетельство потребления продуктов питания и стеблевания положительные признаки восстановления. Теперь, возобновить твердую чау диету для животных.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Признаки бедствия включают выгибание спины, плохой уход, и минимальную активность. Если признаки дистресса занимают видное животные должны быть умерщвлены.
  4. Усыпить животных, вызывая глубокую анестезию с 4% изофлуран при скорости потока O 2 2 л / мин до животных не реагируют на давление стопы. Выполните шейки дислокации, и наблюдать за признаками правильного euthanization.
  5. Руководство варьироваться, поэтому следует обратиться к учреждениям рекомендаций по показаниямдля и соответствующие методы euthanization на мышах.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Уровень смертности и изменение веса после операции.
Показатели смертности следующие ICR в 129S1 мышей дикого типа, как правило, ~ 5%. Наиболее распространенной причиной морали является кишечная непроходимость в анастомоза. Другие причины смертности включают анастомоза утечки и внутренней грыжи, ведущий к Кишечная непроходимость.

Потеря веса может рассматриваться до 14 дней после операции, но, как правило, не значимая. Мыши, как правило, полностью восстановить дооперационную вес...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Мышиный ICR является мощная модель, которая может быть использована для изучения влияния хирургического вмешательства при заболеваниях кишечника. В этой статье описывается способ выполнения ICR мышей с вероятностью успеха 95% и без каких-либо проблем с задержки развития, как это отражается стабильных весом до 28 дней после процедуры. Наиболее значительные проблемы для успешного МЦР включают избегая препятствий кишечника в анастомоза и анастомоза утечки.

Технические элементы к хирургии для пр...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать

Благодарности

Мы хотели бы выразить признательность за вклад в финансирование Канадского фонда хирургических исследований, Фонда помощи научным работникам Эдмонтона и Консорциума IBD Альберты через грант от Alberta Innovates.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
LD101 жидкая диета для грызуновtestdiet.com
0,9% NaClBaxterFKE1324Инъекционный качественный физиологический раствор
Операционный микроскопZiess
Изофлуран Анестетик ВапорайзерГарвард Аппарат34-0483
ИзофлуранAbbott 05260-05
Стеклянная пластинадля рабочей поверхности
Ватные палочки
Micro Castroviejo Иглодержатель, изогнутыйWorld Precision Instruments503377
прямые ножницы CastroviejoWorld Precision Instruments555530S
Препарирующие ножницыWorld Precision Instruments15922
Повязка Щипцы x 2World Precision Instruments500363
5-0 шелковые предварительно вырезанные швыEthiconA182HДля перевязки сосудов
8-0 Prolene на игле BV130-5Ethicon8732HДля анастомоза
3-0 Шелк на FS-2 needlsEthicon8665GДля закрытия брюшной стенки
Вазелин вазелин
10 мл шприцBD biosciences
Повидон-йод 7,5% хирургический Скрабbetadine.com
Тепловые лампы
бупренорфин 0,3 мг/млReckitt Benckiser Healthcare Ltd. PL36699/0006

Ссылки

  1. Hallet, J., Zih, F. S., Lemke, M., Milot, L., Smith, A. J., Wong, C. S. Neo-adjuvant chemoradiotherapy and multivisceral resection to optimize R0 resection of locally recurrent adherent colon cancer. European Journal of Surgical Oncology. 40 (6), (2014).
  2. Rutgeerts, P., Geboes, K., Vantrappen, G. Natural history of recurrent Crohn's disease at the ileocolonic anastomosis after curative surgery. Gut. 25 (6), 665-672 (1984).
  3. Davis, D., Rivadeneira, D. Complications of colorectal anastomoses: leaks, strictures, and bleeding. The Surgical clinics of North America. 93 (1), 61-87 (2013).
  4. Helmrath, M. A., VanderKolk, W. E., Can, G., Erwin, C. R., Warner, B. W. Intestinal adaptation following massive small bowel resection in the mouse. Journal of the American College of Surgeons. 183 (5), 441-449 (1996).
  5. Dekaney, C. M., Fong, J. J., Rigby, R. J., Lund, P. K., Henning, S. J., Helmrath, M. A. Expansion of intestinal stem cells associated with long-term adaptation following ileocecal resection in mice. American journal of physiology. Gastrointestinal and liver physiology. 293 (5), (2007).
  6. Speck, K. E., De Cruz, P., et al. Inflammation enhances resection-induced intestinal adaptive growth in IL-10 null mice. The Journal of surgical research. 168 (1), 62-69 (2011).
  7. Rigby, R. J., Hunt, M. R., et al. A new animal model of postsurgical bowel inflammation and fibrosis: the effect of commensal microflora. Gut. 58 (8), 1104-1112 (2009).
  8. Kostic, A. D., Xavier, R. J., Gevers, D. The Microbiome in Inflammatory Bowel Disease: Current Status and the Future Ahead. Gastroenterology. , 1-11 (2014).
  9. Gevers, D., Kugathasan, S., et al. The Treatment-Naive Microbiome in New-Onset Crohn's Disease. Cell host & microbe. 15 (3), 382-392 (2014).
  10. Ahmed, T., Rieder, F., Fiocchi, C., Achkar, J. P. Pathogenesis of postoperative recurrence in Crohn's disease. Gut. 60 (4), 553-562 (2011).
  11. Borowiec, A., Sydora, B., et al. Small bowel fibrosis and systemic inflammatory response after ileocolonic anastomosis in IL-10 null mice. Journal of Surgical Research. 178 (1), 147-154 (2012).
  12. Devine, A. A., Gonzalez, A., et al. Impact of Ileocecal Resection and Concomitant Antibiotics on the Microbiome of the Murine Jejunum and Colon. 8 (8), (2013).
  13. Bij, G. J., Oosterling, S. J., Beelen, R. H. J., Meijer, S., Coffey, J. C., van Egmond, M. The perioperative period is an underutilized window of therapeutic opportunity in patients with colorectal cancer. Annals of surgery. 249 (5), (2009).
  14. Scott, A. D., Uff, C., Phillips, R. K. Suppression of macrophage function by suture materials and anastomotic recurrence of Crohn's disease. The British journal of surgery. 80 (3), (1993).
  15. Kiernan, J. A. Intestinal anastomosis in the rat facilitated by a rapidly digested internal splint and indigestible but absorbable sutures. Journal of Surgical Research. 45, 427-431 (1988).
  16. Andersen, T. L., et al. Action of matrix metalloproteinases at restricted sites in colon anastomosis repair: an immunohistochemical and biochemical study. Surgery. 140 (1), 72-82 (2006).
  17. Thompson, S. K., Chang, E. Y., Jobe, B. A. Clinical review: Healing in gastrointestinal anastomoses, Part I. Microsurgery. 26 (3), 131-136 (2006).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Илеоколическая резекциямышиная модельрезекция кишечникахирургическая процедурацелостность анастомозапериоперационный уходлигирование кровоснабжениятерминальный отдел подвздошной кишкипересечение слепой кишки
Мышиные Ileocolic кишечника резекция с первичной анастомоза
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.