Методическая статья

Функциональная и морфологическая оценка диафрагмы иннервации диафрагмального по мотонейронов

DOI:

10.3791/52605

⸱

25 мая 2015 г.

 ,  ,  , 
1Department of Neuroscience, Farber Institute for Neurosciences, Sidney Kimmel Medical College at Thomas Jefferson University, 2Department of Biology, Arcadia University

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Регистрация потенциала действия сложных мышц количественно оценивает функциональную иннервацию диафрагмы диафрагмальными моторными нейронами. Иммуногистохимия цельной диафрагмы оценивает морфологическую иннервацию отдельных нервно-мышечных соединений. Цель этого протокола — продемонстрировать, как эти две мощные методологии могут быть использованы в различных моделях заболеваний спинного мозга у грызунов.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Этот протокол специально фокусируется на инструментах для оценки иннервации диафрагмы диафрагмой диафрагмой как на электрофизиологическом, так и на морфологическом уровнях. Регистрация потенциала действия сложных мышц (CMAP) после стимуляции диафрагмального нерва может быть использована для количественной оценки функциональной иннервации диафрагмы PhMNs шейного отдела спинного мозга in vivo у крыс и мышей, находящихся под наркозом. Поскольку CMAP представляют собой одновременную запись всех миоволокон всей полудиафрагмы, полезно также изучить фенотипы отдельных моторных аксонов и миоволокон на диафрагме NMJ для отслеживания морфологических изменений, связанных с заболеванием и терапией, таких как частичная и полная денервация, регенеративное прорастание и реиннервация. Это может быть достигнуто с помощью иммуногистохимии (ИГХ) диафрагмы с последующей детальной морфологической оценкой отдельных НМЖ по всей мышце. Сочетание CMAP и анализа NMJ обеспечивает эффективный подход к количественному изучению диафрагмальной иннервации в моделях заболеваний ЦНС и ПНС у грызунов.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Боковой амиотрофический склероз (БАС) является изнурительных болезнь двигательных нейронов, связанные с потерей верхних и нижних моторных нейронов и, как следствие паралич мышц. По диагностике, выживаемость пациентов в среднем на 2-5 лет только 1. Диафрагмального двигательных нейронов (PhMN) потеря критическим компонентом патогенеза БАС. Пациенты, в конечном счете умирают из-за потери PhMN иннервации диафрагмы, основной мышцы вдохновения 2,3. Травматический травмы спинного мозга (ТСМ), также серьезная проблема с затрудненным дыханием, связанных. Приблизительно 12000 новых случаев SCI происходит каждые 4 года в связи с травматическим повреждением спинного мозга. Несмотря заболевания неоднородности по отношению к местоположения, типа и тяжести, большинство случаев SCI привлекать травму шейного отдела спинного мозга, что часто приводит к изнурительной и упорной дыхательной недостаточности. В дополнение к ALS и ТСМ, другие центральной нервной системы (ЦНС), заболевания могут быть связаны WIth диафрагмальной дыхательной дисфункции 5,6.

Диафрагмальный нерв двигательный нерв, который иннервирует эфферентной ипсилатерального полугидрата диафрагму и происходит от PhMN клеточных тел, расположенных в уровне С3-С5 ипсилатеральных шейного отдела спинного мозга. Выход PhMN контролируется убыванию Bulbospinal вход от мозга в области, известной как ростральной брюшной дыхательных группы (rVRG) 7. RVRG-PhMN диафрагмой схема является центральным контролем вдоха дыхание, а также других не-вентиляционных поведения диафрагмы. Различные травматические повреждения и нейродегенеративные расстройства, которые влияют на эту схему может привести к резкому сокращению дыхательной функции и качества жизни пациентов. Убыванию вклад в PhMNs от выживания rVRG, PhMN, диафрагмального нерва целостности и надлежащего иннервации в нервно-мышечном соединении диафрагмы (НМС) все необходимое для нормальной функции диафрагмы. Поэтому важно использовать методы, которыеколичественно оценить эту схему в естественных условиях на моделях грызунов АЛС, SCI и других заболеваний ЦНС.

С этого протокола, цель описать экспериментальные инструменты для оценки PhMN иннервации диафрагмы как на электрофизиологические и морфологические уровнях. Соединение мышц потенциалы действия (CMAPs), отражаются путем стимулирования все эфферентной двигательных нейронов аксоны данного двигательного нерва, а затем анализируя вызываемые деполяризации ответ целевых мышечных волокон. Этот метод может быть использован в естественных условиях в анестезированных крыс и мышей количественно функциональной иннервации геми-диафрагмы по PhMNs 8. В связи с тем, что CMAPs представляете одновременную запись всех (или, по крайней мере, многие / большинство) мышечных волокон в целом Hemi-диафрагма, это также полезно изучить фенотипы отдельных аксонов двигательных и мышечных волокон на НМС диафрагмы для того, чтобы отслеживать болезни - и терапия актуальных морфологические изменения, такие как частичная и Комплексыте денервация, регенеративная прорастания и реиннервация. Это может быть достигнуто с помощью целом монтажа иммуногистохимии (IHC) диафрагмы, с последующим подробным морфологической оценки отдельных НМС по всей мышце 9. Сочетание CMAPs и НМС анализ обеспечивает мощный подход к количественной изучения диафрагмы иннервации в моделях грызунов ЦНС и ПНС болезни.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Экспериментальные процедуры были одобрены Университет Томаса Джефферсона институциональная по уходу за животными и использование комитета и проводится в соответствии с Директивой Совета Европейских Сообществ (2010/63 / ЕС, 86/609 / EEC и 87-848 / ЕЕС), Руководстве NIH для уход и использование лабораторных животных, и общество Политика неврологии на использовании животных в области нейронаук.

1. Соединение Мышечные потенциалы действия (CMAPs)

  1. Подготовка животных:
    1. Обезболить крысу, используя для ингаляции (ИФ) в 1-2% доставлено эффекта или инъекции кетамина (, ксилазина, ацепромазина). Дозировка инъекций анестезии заключается в следующем: 95,0 мг / кг кетамина, 10,0 мг / кг ксилазина, 0,075 мг / кг ацепромазина.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Мы успешно использовать как ингал и инъекционный анестетик подходы при проведении этого протокола записи CMap, без предпочтений.
    2. Животное должно поддерживаться на надлежащем Anesthetic глубина до операции началась, путем заключения операции, и до тех пор, послеоперационный бупренорфина не вступило в силу. Подтвердите правильное обезболивания при кратковременном пальца щепоткой определить, что ответ вывод не вызывал. Кроме того, проверить роговицы рефлекс ватным тампоном. На протяжении хирургической процедуры, определить, что частота сердечных сокращений и частота дыхания не увеличилась, что говорит о том, что глубины анестезии стал слишком легкий.
    3. Нанесите мазь на ветеринара глаза животного, чтобы предотвратить сухость под наркозом.
    4. Хирург должен вымыть ее / его руки с дезинфицирующим средством (хлоргексидин скраб) перед началом операции. Хирург должен носить стерильные перчатки, маску и халат или чистый халат. Все инструменты должны быть вымыты и в автоклаве до операции. Добавить индикатор стерилизации полосу внутри комплекта инструмента перед автоклавированием на уровне инструментов, чтобы убедиться, что стерилизации завершен. Хирург долженубедиться, что вся линия на полосе черный перед началом операции. Лента за пределами коробки с указанием автоклав ленты, а также. Если операция должна быть выполнена на нескольких животных в тот же день, чистить инструменты между операций и стерилизовать в бисер стерилизатор. При необходимости, стерилизовать оба конца инструмента в бисер стерилизатор путем размещения ручку прибора в стерилизатор для соответствующего времени, удаление инструмент с помощью стерильного кровоостанавливающего, охлаждая его в стерильной зоне, а затем размещения функциональную конец инструмент в бисер стерилизатор для соответствующего периода времени.
    5. После животное анестезировали, место на хирургической доске с дорсальной поверхности вниз и живота вверх так, что лента может быть использована для обеспечения передние конечности животного к хирургическому борту.
    6. Бритье вентральной поверхности каудально, начиная с основания черепа, и убедитесь, что область вокруг живота по обе стороны от средней линии является шaved в зависимости от геми-диафрагмы записывается. Применение повидон-йода на бритой поверхности кожи.
  2. Подготовка к CMap записей:
    1. После подготовки животных, место заземления электрода подкожно в хвосте (рис 1).
    2. Поместите электродный подкожно в противоположной нижней области живота.
    3. Поместите проводящий гель на самоклеющейся поверхности полосы или записи диска электрода (размеры поверхности ленточным электродом: 0,5 х 3 см), а затем поместить поверхности электрода в поперечном направлении одностороннего реберного края.
    4. Поместите стимулирующие электроды транскутанно 0,5 см друг от друга боковые трахее и превосходные ключицы. Вставка электродов примерно 1.0 см в глубину через кожу. Закрепите электроды от руки так, чтобы их расположение не двигаться с последующими раздражений.
      Примечание: Угол стимулирующих электродов 90 ° по отношению к коже в месте insertioп.
  3. Соединение мышц потенциала действия (CMAP) записи:
    1. Получить электрофизиологические записи, используя стимулятор / усилитель с последующим анализом данных компьютерной помощь.
    2. Параметры стимул одного стимуляции выдвижной должно быть 0,5 мс, 1,0 Гц импульсов сверхмаксимальном. Амплитуда стимула должно быть между 6,0 и 8,0 В (фиг.2А).
      ПРИМЕЧАНИЕ: В качестве эксперимента, использовать интенсивность стимула с той же амплитудой через животных. Цель состоит в том, чтобы максимально увеличить амплитуду отклика с помощью минимальную амплитуду стимуляции. Важно отметить, что первоначальный ответ, который происходит во время стимуляции стимуляции артефакт. Кроме того, следует позаботиться, чтобы получить ответ, что CMap предшествует стабильной / плоской базовой после стимуляции артефакт, который затем следует быстрое реагирование СМАР. Для того чтобы получить такую ​​реакцию, может быть необходимо, чтобы изменить стимуляцию и / илиЗапись электроды.
    3. Подождите 30 сек между раздражениями, и повторите 10 стимуляции в ряд, чтобы получить среднюю реакцию (рис 2B - С). Измерьте амплитуду от базовой линии до пика (рис 2А). Провести диафрагмального нерва во время фазы дыхательного цикла животного, когда диафрагмального нерва / мембрана не активирована. Эта процедура может быть повторен на той же животного на контралатеральной геми-диафрагмы.
    4. После заключительной сессии записи СМАР, заливать животное, если окрашивание НМС будет проводиться. Провести CMap записи неоднократно на тех же животных примерно раз в неделю (или с интервалом в выборе).
    5. После выживания CMap записей, позволяют животным, чтобы восстановить на циркулирующей теплый водяной подушкой, и постоянно следить во время восстановления до активного и sternally лежачие. Не возвращать животное, претерпела операцию на компании других животных до полного восстановления.
    6. После sternally лежачие, контролировать животное каждые 12 ч в течение первых 48 часов (один раз в день после этого). Если животное кажется, обезвоженной (вялый кожи, вялость), управлять жидкости (лактат Рингера раствор; подкожно; 1-2 мл на инъекцию, с сайтов поворачивается; 2 раза в день) до пост-хирургической веса и потеря жидкости стабилизируется. Обеспечить животных с размягченным пищи в небольших блюд во время острой послеоперационном периоде при необходимости поощрять еде, если они не могут достичь бар крышки механизма подачи проволоки.
    7. Администрирование бупренорфин в дозе 0,05 мг / кг до конца операции, а затем в течение 12 ч с интервалом в 24 часов первого (и зависит от симптомов боли / напряжения после) с помощью подкожной инъекции (участок повернут). Если признаки боли или дистресса заметил после этого относиться к животным с бупренорфином. Признаки, указывающие на боли / бедствия включают в себя отсутствие активности, вокализации, отсутствие еды или питья (обезвоживание), чрезмерной потери веса, охрана, отлщий грызть или царапать на сайте разрез. Дополнительные критерии, используемые при определении боль и страдания включают невосприимчивость к посторонним стимулов, переходные или спровоцированное вокализации, затрудненное дыхание или ненормальное, стойкое красновато-коричневый носо-occular разряда, отмеченные пилоэрекцию. Также мониторинг доказательства плохой гигиены, что можно было бы предположить больных животных. Если животное все еще наблюдается быть в дистресс после 72 ч обработки (в соответствии с критериями боль / стресса очертить выше, и после получения описано выше протокол анальгетик) эвтаназии животных.

2. Диафрагма нервно-мышечного соединения (НМС) Анализ

  1. Животное рассечение:
    1. Администрирование животное передозировки инъекций анестезии (3 раза дозу использовать выше: кетамин на 285,0 мг / кг, ксилазина на 30,0 мг / кг, ацепромазина на 0,225 мг / кг; вводили внутрибрюшинно). После передозировки, все животные должны иметь второй способ эвтаназии (торакотомии) тО обеспечения смерть. Смерть должна быть подтверждена путем наблюдения сердечной и дыхательной ареста и отметить фиксированные и расширенные зрачки животного.
    2. Провести лапаротомии с скальпель или ножницы рассечение продления иссечение с zyphoid процесса каудально вдоль средней линии. Аккуратно отделите кожу и соединительную ткань от основной мышцы с использованием скальпеля и пинцета.
    3. В то время как подтягивание на zyphoid процесса, использовать рассечение ножницами, чтобы удалить всю диафрагму, обеспечивая диафрагма остается прикрепленной к окружающей кости. Это важно, поскольку это поможет предотвратить повреждения мышц диафрагмы, позволит успешного вскрытия всей диафрагмы и поможет в очистке мышцы для последующего окрашивания.
      Примечание: В этот момент животное может быть перфузии, если это необходимо.
  2. Очистка и окрашивание диафрагмы:
    1. Придавить весь расчлененный диафрагму, превосходит поверхностью вверх, чтобы силиконовой резины в стакане 100 мм чашки Петри в4% параформальдегида (сделано в 1% фосфатном буферном растворе PBS) - в течение 20 мин с помощью стереомикроскопа. Стретч диафрагму, чтобы сделать его тугой, и с помощью насекомых булавками, придавить окружающие ткани, чтобы избежать закрепления сам мышцы диафрагмы (рисунок 3).
    2. Тщательно очистите от соединительной ткани только из верхней поверхности мышцы с # 5 щипцов и маленькими ножницами.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Выполняйте все последующие шаги этого протокола окрашивания медленно покачиваясь при комнатной температуре, покрытой от света, если не указано иное. Убедитесь, что мышцы диафрагмы всегда полностью погружен в жидкость, чтобы избежать высыхания.
    3. Перед окрашиванием, подготовить все необходимые реагенты: 1X PBS, 2% бычьего сывороточного альбумина (БСА) / PBS, 0,1 М глицин производится в 2% БСА / PBS, 4% параформальдегида (PFA) в 1x PBS, и 0,2% ТБФ (0,2 % Тритон Х100 в 2% BSA / PBS). Будьте уверены, что для предварительного охлаждения метанол при -20 ° С.
    4. Промыть 3 раза в течение 10 мин в 1x PBS.
    5. Выдержите в 0,1 М глицина (сделано в 2% БСА / ЗФР) в течение 30 мин.
    6. Инкубируют в RBTX (родамин-конъюгированного α-бунгаротоксина) раствор в течение 15 мин. Раствор для RBTX заключается в следующем: родамин-конъюгированного альфа бунгаротоксина разведение 1: 400 в 1х PBS.
      Примечание: В этом протоколе используется родамин, но любой флуорофор выбора может быть использован для окрашивания.
    7. Промыть 3 раза в течение 10 мин в 1x PBS.
    8. В -20 ° C морозильнике, инкубировать МеОН в течение 5 мин.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Не добавляйте МеОН до размещения мышцы в морозильной камере, и сразу же удалить решение после инкубационного периода.
    9. Промыть 3 раза в течение 10 мин в 1x PBS.
    10. Блок в 0,2% ТБФ в течение 1 ч (0,2% Triton выполнен в 2% BSA / PBS).
    11. Инкубируйте с первичным раствора антител (0,2% в ТБФ) при 4 ° С в течение ночи в то время качания. Растворы антител следующим: SV2 (1:10) и SMI-312 (1: 1000).
    12. Промыть 3 раза в течение 10 мин с 0,2% ТБФ.
    13. Инкубируйте с вторичными антителами с использованием 1: 100 разбавление FGM1 (FITC-конъюгированного козьего антитела против мышиного IgG1; выполнен в 0,2% ТБФ) в то время качания в течение 1 часа.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Защищать от света для остальной части протокола для окрашивания.
    14. Промыть 3 раза в течение 10 мин с 1x PBS.
    15. Re-чистой окружающей соединительной ткани на верхней (см выше) поверхности мышцы перед монтажом и coverslipping.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Рекомендуется, чтобы очистить, а затем смонтировать образец сразу же после окрашивания. Тем не менее, если это необходимо, образцы могут быть покрыты в 1x PBS, завернутые в парафином, чтобы предотвратить испарение и хранили при 4 ° С в течение до 1 недели, с изменением РФБ ежедневно.
    16. По монтажа на стекло, покровное с не-hardset Vectashield. Печать края покровного стекла с прозрачным лаком для ногтей, чтобы предотвратить высыхание. Храните слайды лежа в картонные слайд папки -20 ° С в течение длительного срока.
  3. Анализ и конфокальной микроскопии:
    1. Количественного анализа морфологии окрашенных и установлен полугидрата диафрагму под 20-кратным и 40-кратном увеличении с использованием вертикально эпифлуоресцентноймикроскоп.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Из-за диафрагма окрашенных и проанализированы в целом монтажа моды, мышцы довольно толстый. Следовательно, большая часть флуоресцентного окрашивающего полностью в фокусе, когда статическое изображение принимается с использованием не-конфокальной флуоресцентной микроскопии. По этой причине, лучше всего проводить анализ NMJ в режиме реального времени на микроскоп, так как это позволяет постоянно сосредоточиться "вверх" и "вниз" через мышцы правильно определить морфологию каждого из отдельных НМС. Используя этот подход, можно легко следить траекторию отдельных аксонов двигательных, как они движутся через ткань в пространственной связи с пост-синаптических рецепторов кластеров.
    2. Измеряя вентральной к спинной-длину мышцы, мышцы разделить на 3 отдельных секций для анализа на основе топографических моделей иннервации из спинного конкретных уровней мозга (рис 4H).
    3. Начиная с вентральной области мышц и MOVING спинки, анализировать все анфас NMJs, расположенных на поверхности мышечных волокон. Не проанализировать мышечных волокон глубже, чем первые 3-4 волокон с поверхности, как интерпретация может быть затруднена из-за более низкого к проникновению антител (RBTX проникает глубже в мышцу из-за небольшого размера токсина по сравнению с более крупными антител, используемых для обозначения нейроны).
    4. Определить каждый НМС неповрежденными, если предварительно терминал аксона нейрона толщиной в диаметре и все регионы нервных окончаний полностью перекрываются с основными рецепторами мышц ацетилхолина (АХР).
    5. Определить каждый НМС как частично денервированная если область лежащих в основе АХР мышечных никого с соответствующими нервные окончания.
    6. Определить каждый НМС, как полностью денервированная если мышечные АХР никогда не соответствующих нервных терминал (это также важно, чтобы другие NMJs с меченных нейронов в той же области фокуса, так что можете быть уверены, отсутствие нервных окончаний не просто из-за пуг проникновение антител в этой области мышцы).
    7. Определить каждый НМС, как размножаются иннервируются если есть более чем один терминал предварительно аксона иннервирующих индивидуальный НМС (это означает, что имело определенный уровень денервации и вероятных попыток реиннервации на этом перекрестке).
    8. Определить каждый НМС, как тонко иннервируются если НМС имеет полное перекрытие между терминалом нерва и базовых АХР, но имеет тонкую предварительно терминала аксона (это также свидетельствует о некотором уровне денервации и попыток реиннервации).
    9. Провести анализ для каждого из 3 определенных регионах для всех вышеперечисленных категорий NMJ для каждого животного. Среднее значение на основании данных от каждого животного с результатами других животных из той же экспериментальной группы. Примерно 200-300 переходов в крыс Hemi-диафрагма мышцы и 150-200 в мыши полугидрата диафрагмы должны быть количественно, по крайней мере 3 (предпочтительно 5-6 или более) животных в экспериментальной группе.
    10. Получить конфокальной изображения с высоким разрешением, использованиеd для публикации, с конфокальной микроскопии.
    11. Получить Z-стеки на 0,3 мкм размер шага в течение 20-40 мкм глубины, и собрать дополнительные оптические разделы выше и ниже каждого перехода для того, чтобы вся синаптической профиль включен.
    12. Используйте программное обеспечение сбора, чтобы восстановить изображения Z-серии в максимальной проекции интенсивности.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Взрослые Спрэг Dawley крысам либо ламинэктомию только (пострадал управления) или одностороннее Hemi-ушиб SCI на С4 уровне спинного мозга 10-12. В 5 недель после операции, максимальная амплитуда СМАР записан с Hemi-диафрагма ипсилатеральная на сайт ламинэктомию / травмы была значительно снижена в SCI крыс (рис 2С) по сравнению с ламинэктомии только контроля (рис 2B). Все НМС в Hemi-диафрагма были полностью нетронутыми в контрольных не-больных крыс дикого типа (рис 4А, ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Как дыхательная функция нарушена и в травматическом ПСМ и БАС, разработки методов лечения, которые нацелены дыхание и, в частности диафрагмы иннервации являются клинически значимыми 5,6. Для того, чтобы всесторонне изучить дыхательную функцию, комбинированный метод подход должен быть использован. CMAPs измерить степень функциональной иннервации диафрагмы путем внешнего диафрагмального нерва, но не эндогенных Bulbospinal дыхательных привод 8. Кроме того, эти записи не позволяют рассмотрении морфолог...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Мы не имеем ничего раскрывать.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Эта работа была поддержана NINDS (грант #1R01NS079702 для A.C.L.) и программой SURP в Университете Томаса Джефферсона (M.M.).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
ПараформальдегидFisherT353-500Сначала смешайте 10% раствор в деионизированной дистиллированной воде; сделайте 4% с 1x PBS, отрегулируйте pH до 7,4
1x Фосфатный буферный раствор, pH 7,4Invitrogen10010049
2% бычий сывороточный альбумин (2% BSA)Sigma-AldrichA3059-100gРастворите 2 г BSA в 100 мл 1x PBS
0,2% Triton X100 в 2% BSA/PBS (блокирующий буфер)Sigma-AldrichT9284-100mLРастворить 0,2 мл/100 мл 2% BSA/PBS
0,1 M ГлицинSigma-AldrichG-7126Добавить 0,185 г до 25 мл 2% BSA/PBS&
альфа;-бунгаротоксинаInvitrogenT1175Концентрация 1:400
SMI-312Sternberger MonoclonalsSMI312Концентрация 1:1,000
SV2Developmental Studies Hybridoma BankSV2-Надосадочная жидкостьКонцентрация 1:10
FITC коза против мыши IgG1Roche3117731001Концентрация 1:100
Силиконовый каучукSylgard, Dow CorningЧасть # 184Следуйте инструкциям, которые поставляются с комплектом: можно использовать чашку для культуры разных размеров (30 мм, 60 мм, 100 мм) в зависимости от потребностей
Vectashield флуоресцентная монтажная средаVector laboratoriesH-1000Это не жестко установленный носитель. Вам нужно будет закрепить чехол прозрачным лаком для ногтей.
Ножницы с маленькими пружинамиFine Science Tools15002-08
Щипцы для рассеченияFine Science Tools11295-51
Программное обеспечение для записи CMAPScope 3.5.6; ADI
Дисковые поверхностные электродыNatus neurology019-409000
Подкожные игольчатые электродыNatus neurology019-453100
Проводящий гельAquasonic122-73720
Система стимуляции/записи CMAP СтимуляторADI Powerlab 8SP Усилитель
для записиCMAPБиоАМФ

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Miller, R. G., et al. Practice parameter: the care of the patient with amyotrophic lateral sclerosis (an evidence-based review): report of the Quality Standards Subcommittee of the American Academy of Neurology: ALS Practice Parameters Task Force. Neurology. 52, 1311-1323 (1999).
  2. Sandhu, M. S., et al. Respiratory recovery following high cervical hemisection. Respir Physiol Neurobiol. 169, 94-101 (2009).
  3. Kaplan, L. M., Hollander, D. Respiratory dysfunction in amyotrophic lateral sclerosis. Clin Chest Med. 15, 675-681 (1994).
  4. Holtz, A., Levi, R. Spinal Cord Injury. , Oxford. Available from: http://www.alibris.com/ (2010).
  5. Bruijn, L. I., et al. ALS-linked SOD1 mutant G85R mediates damage to astrocytes and promotes rapidly progressive disease with SOD1-containing inclusions. Neuron. 18, 327-338 (1997).
  6. Sharma, H., Alilain, W. J., Sahdu, A., Silver, J. Treatments to restore respiratory function after spinal cord injury and their implications for regeneration, plasticity and adaptation. Experimental Neurology. 235, 18-25 (2012).
  7. Gourévitch, B., Mellen, N. The preBötzinger complex as a hub for network activity along the ventral respiratory column in the neonate rat. Neuroimage. 98, 460-474 (2014).
  8. Strakowski, J. A., Pease, W. S., Johnson, E. W. Phrenic nerve stimulation in the evaluation of ventilator-dependent individuals with C4- and C5-level spinal cord injury. Am J Phys Med Rehabil. 86, 153-157 (2007).
  9. Wright, M. C., et al. Distinct muscarinic acetylcholine receptor subtypes contribute to stability and growth, but not compensatory plasticity, of neuromuscular synapses. J Neurosci. 29, 14942-14955 (2009).
  10. Li, K., et al. Overexpression of the astrocyte glutamate transporter GLT1 exacerbates phrenic motor neuron degeneration, diaphragm compromise, and forelimb motor dysfunction following cervical contusion spinal cord injury. J Neurosci. 34, 7622-7638 (2014).
  11. Nicaise, C., et al. Early phrenic motor neuron loss and transient respiratory abnormalities after unilateral cervical spinal cord contusion. Journal of neurotrauma. 30, 1092-1099 (2013).
  12. Nicaise, C., et al. Phrenic motor neuron degeneration compromises phrenic axonal circuitry and diaphragm activity in a unilateral cervical contusion model of spinal cord injury. Exp Neurol. 235, 539-552 (2012).
  13. Lepore, A. C., et al. Peripheral hyperstimulation alters site of disease onset and course in SOD1 rats. Neurobiol Dis. 39, 252-264 (2010).
  14. Alilain, W. J., Horn, K. P., Hu, H., Dick, T. E., Silver, J. Functional regeneration of respiratory pathways after spinal cord injury. Nature. 475, 196-200 (2011).
  15. Zhang, B. M. F., Cummings, K. J., Frappell, P. B., Wilson, R. J. Novel method for conscious airway resistance and ventilation estimation in neonatal rodents using plethysmography and a mechanical lung. Respir Physiol Neurobiol. 201, 75-83 (2014).
  16. Ngo, S. T., Bellingham, M. C. Neurophysiological recording of the compound muscle action potential for motor unit number estimation in mice. Neuromethods. 78, 225-235 (2013).
  17. Nicaise, C., et al. Degeneration of phrenic motor neurons induces long-term diaphragm deficits following mid-cervical spinal contusion in mice. Journal of neurotrauma. 29, 2748-2760 (2012).
  18. Lepore, A. C., et al. Human glial-restricted progenitor transplantation into cervical spinal cord of the SOD1G93A mouse model of ALS. PLoS One. 6, (2011).
  19. Lepore, A. C., et al. Focal transplantation-based astrocyte replacement is neuroprotective in a model of motor neuron disease. Nature neuroscience. 11, 1294-1301 (2008).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Похожие статьи