Методическая статья

Реализация минимально инвазивной резекции опухоли головного мозга у грызунов для сбора тканей высокой жизнеспособности

DOI:

10.3791/64048

⸱

9 мая 2022 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neurosurgery, Johns Hopkins University School of Medicine, 2Department of Neurosurgery, University of Maryland School of Medicine, 3Marlene and Stewart Greenebaum Comprehensive Cancer Center, University of Maryland School of Medicine, 4Diagnostic Radiology and Nuclear Medicine, University of Maryland School of Medicine, 5Pontifical Catholic University of Parana, 6Department of Pathology, University of Maryland School of Medicine, 7Departments of Ophthalmology, Oncology and Biomedical Engineering, Johns Hopkins University School of Medicine

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Настоящий протокол описывает стандартизированную резекцию опухолей головного мозга у грызунов с помощью минимально инвазивного подхода с интегрированной системой сохранения тканей. Этот метод имеет значение для точного отражения стандарта ухода за грызунами и другими моделями животных.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Настоящий протокол описывает стандартизированную парадигму резекции опухоли головного мозга грызунов и сохранения тканей. В клинической практике максимальная резекция опухоли является стандартом лечения большинства опухолей головного мозга. Однако большинство доступных в настоящее время доклинических моделей опухолей головного мозга либо не включают резекцию, либо используют хирургические модели резекции, которые отнимают много времени и приводят к значительной послеоперационной заболеваемости, смертности или экспериментальной вариабельности. Кроме того, выполнение резекции у грызунов может быть сложным по нескольким причинам, включая отсутствие клинически сопоставимых хирургических инструментов или протоколов и отсутствие установленной платформы для стандартизированного сбора тканей. Этот протокол подчеркивает использование многофункционального, неаблятивного резекционного устройства и интегрированной системы сохранения тканей, адаптированной из клинической версии устройства. Устройство, примененное в настоящем исследовании, сочетает в себе перестраиваемое всасывание и цилиндрическое лезвие в отверстии для точного зондирования, разрезания и всасывания ткани. Минимально инвазивное резекционное устройство выполняет свои функции через то же отверстие заусенца, которое использовалось для первоначальной имплантации опухоли. Такой подход сводит к минимуму изменения в региональной анатомии во время биопсии или резекционных операций и снижает риск значительной кровопотери. Эти факторы значительно сократили время операции (<2 мин / животное), улучшили послеоперационную выживаемость животных, снизили вариабельность в экспериментальных группах и привели к высокой жизнеспособности резецированных тканей и клеток для будущих анализов. Этому процессу способствует скорость лезвия ~ 1 400 циклов / мин, что позволяет собирать ткани в стерильную замкнутую систему, которая может быть заполнена физиологическим раствором по выбору. Учитывая растущую важность изучения и точного моделирования воздействия хирургии, сохранения и строгого сравнительного анализа регионализированных образцов резекции опухоли и внутриполостных терапевтических средств, этот уникальный протокол расширит возможности для изучения оставшихся без ответа вопросов о периоперационном лечении и терапевтическом открытии для пациентов с опухолями головного мозга.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Глиобластома (ГБМ) является наиболее распространенной и агрессивной первичной опухолью головного мозга у взрослых. Несмотря на недавние достижения в области нейрохирургии, разработки целевых лекарств и лучевой терапии, 5-летняя выживаемость пациентов с ГБМ составляет менее 5%, статистика, которая существенно не улучшилась за последние три десятилетия1. Следовательно, существует потребность в более эффективных стратегиях лечения.

Для разработки новых методов лечения становится все более очевидным, что протоколы исследований должны (1) использовать переводимые доклинические модели, которые точно повторяют гетерогенность опухоли и микроокружение, (2) отражать стандартный терапевтический режим, используемый у пациентов с ГБМ, который в настоящее время включает хирургию, лучевую терапию и химиотерапию, и (3) учитывать разницу между резецированным ядром и остатком, инвазивные опухолевые ткани 2,3,4,5. Тем не менее, большинство доступных в настоящее время доклинических моделей опухолей головного мозга либо не реализуют хирургическую резекцию, либо используют модели хирургической резекции, которые занимают относительно много времени, что приводит к значительной кровопотере или отсутствию стандартизации. Кроме того, выполнение резекции опухолей головного мозга грызунов может быть сложной задачей из-за отсутствия клинически сопоставимых хирургических инструментов или протоколов и отсутствия установленной платформы6 для систематического сбора тканей (таблица 1).

Настоящий протокол направлен на описание стандартизированной парадигмы резекции опухоли головного мозга грызунов и сохранения тканей с использованием многофункциональной неаблятивной минимально инвазивной резекционной системы (MIRS) и интегрированной системы сохранения тканей (TPS) (рисунок 1). Ожидается, что этот уникальный метод обеспечит стандартизированную платформу, которая может быть использована в различных исследованиях доклинических исследований для GBM и других типов моделей опухолей головного мозга. Исследователи, изучающие терапевтические или диагностические методы для опухолей головного мозга, могут реализовать этот протокол для достижения стандартизированной резекции в своих исследованиях.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Все исследования на животных были одобрены Университетом Мэриленда и Комитетом по институциональному уходу за животными и их использованию Университета Джона Хопкинса. Для настоящего исследования использовались самки мышей C57BL/6 в возрасте 6-8 недель. Мыши были получены из коммерческих источников (см. Таблицу материалов). Были соблюдены все правила уровня биобезопасности 2 (BSL-2), включая использование масок, перчаток и халатов.

1. Начальная имплантация внутричерепной опухоли

  1. На начальном этапе исследования интракраниально вводили каждой мыши 100 000 клеток (клеточная линия глиомы мыши GL261), взвешенных в 4 мкл фосфатно-буферного физиологического раствора (1x PBS) на глубину 2,5 мм после ранее опубликованного отчета7.
  2. Количественно оцените сигнал опухоли у каждой мыши с помощью системы визуализации in vivo через 8 9 дней после имплантации опухоли.
    ПРИМЕЧАНИЕ: При необходимости стратифицируйте мышей на две группы в зависимости от опухолевой нагрузки. В настоящем исследовании двумя группами были: (1) мыши с относительно небольшой опухолевой нагрузкой (средний биолюминесцентный сигнал = 5,5e + 006 ± 0,1e + 006 фотонов / с, n = 10) и (2) мыши с относительно большой опухолевой нагрузкой (средний биолюминесцентный сигнал = 1,69e + 007 ± 0,2e + 007 фотонов / с, n = 10), (p < 0,05, тест Манна-Уитни)9.
  3. Разделите каждую группу на две сопоставимые подгруппы.
    ПРИМЕЧАНИЕ: В этом исследовании двумя подгруппами были: необработанные мыши (n = 5) и мыши с опухолями, подвергающимися хирургической резекции с использованием MIRS (n = 5), (p > 0,05, тест Манна-Уитни)9.
  4. Начиная со дня резекции, отслеживайте прогрессирование опухоли с помощью системы визуализации in vivo с частотой, основанной на картине роста опухоли.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для клеточной линии GL261 отслеживайте прогрессирование опухоли в день резекции, а затем каждые 3-6 дней.

2. Резекция опухоли с помощью MIRS

  1. Обезболивают мышь с помощью газовой смеси изофлурана-О2 в индукционной камере или внутрибрюшинной инъекции раствора ксилазина/кетамина.
    1. При использовании газового анестетика установите расход газа на 1,0 мл/мин, а испаритель на 2,0% для индукции анестезии, обычно требующей 3-5 мин в камере (см. Таблицу материалов).
    2. При использовании инъекционного анестетика обезболивают мышей путем введения 0,2 мл раствора анестетика (80-100 мг/кг кетамина и 10-12,5 мг/кг ксилазина, см. Таблицу материалов) внутрибрюшинно.
  2. Оцените животное для адекватной седации, зажав палец ноги. Нанесите офтальмологическую мазь на глаза, чтобы избежать сухости роговицы. Вводят анальгетик (0,03-0,06 мг/кг бупренорфина подкожно) перед процедурой.
  3. Поместите мышь на стереотаксическую рамку (см. Таблицу материалов) после подтверждения полной седации.
    ПРИМЕЧАНИЕ: При использовании газового анестетика поместите нос мыши в носовой конус, где она будет продолжать получать смесь изофлуран-О2 во время процедуры (1,5%).
  4. Удалите предыдущий штапель, затем удалите волосы либо кремом для депиляции, либо бритьем. Дезинфицируйте кожу чередующимися циклами скраба на основе хлоргексидина/бетадина и спирта. Затем, используя стерильный скальпель, создайте продольный разрез средней линии 1 см вдоль предыдущего хирургического рубца.
  5. Прикрепите наконечник MIRS к стереотаксическому кронштейну через адаптер сцены/держатель наконечника для повышения стабильности и точности.
  6. Настройте машину MIRS (см. Таблицу материалов), используя следующие настройки (рисунок 1).
    1. Вставьте кабель питания, установленный на задней панели, в розетку шнура питания. Включите или выключите питание системы путем переключения (1 = ВКЛ, 0 = ВЫКЛ).
    2. Вставьте один конец азотного шланга (входит в комплект поставки консоли) в штекерный фитинг на задней панели консоли. Поверните соединительную гайку по часовой стрелке, чтобы затянуть соединение.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Противоположный конец шланга должен быть подключен к подаче азота.
    3. Перед подключением шланга к подаче азота убедитесь, что давление подачи не превышает 100 фунтов на квадратный дюйм, что является входным давлением подачи, рекомендуемым для консоли.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Консоль будет генерировать свою собственную аспирацию при активации ножной педалью после подачи азота на консоль.
    4. Закрепите крышку вакуумного порта и закройте его, чтобы избежать утечки в вакуумной системе. Любые утечки в системе аспирации повлияют на производительность консоли MIRS.
    5. Если аспирация ниже 17 во время настройки или грунтовки, проверьте, что ручка аспирации на передней панели консоли установлена на максимальном уровне (100), убедитесь в отсутствии утечки в системе аспирации и убедитесь, что входное давление подачи азота правильное.
    6. Чтобы подключить ножную педаль к консоли, вставьте разъем серой ножной педали в ее серую розетку, пока она не щелкнет и не впишется в нужное положение.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Разъем ножной педали подключается к консоли в одной ориентации, и она имеет ключ.
    7. Чтобы подключить наконечник к консоли, вставьте синий разъем наконечника в синюю розетку, пока он не щелкнет и не впишется в нужное положение.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Разъем наконечника подключается к консоли в одной ориентации, и он имеет ключ.
    8. Загрунтуйте каждый наконечник перед использованием системы, аспирируя стерильную жидкость из небольшой чаши в отверстие, через трубку и наконечник, а затем в канистру, чтобы убедиться, что внутренняя часть трубки и наконечника смазаны для уменьшения окклюзии тканей.
    9. Подготовьтесь к аспирации в одиночку или аспирации с помощью резки, выбрав соответствующий режим на передней панели консоли. Инициируйте с помощью ножной педали.
  7. Вставьте канюлю 23 G MIRS в отверстие заусенца на глубину 2,5 мм.
  8. Инициируйте процесс резекции, нажимая на ножную педаль, соединенную с канюлей. Выполните один полный цикл (360°) или более резекции с помощью ручки управления в наконечнике.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Чем больше циклов выполняется, тем больший объем резецируется опухолевой тканью.
  9. Как только процесс резекции будет завершен, извлеките канюлю 23 G MIRS из отверстия заусенца и используйте 5 мл 1x PBS для промывки трубки и вытеснения любого остаточного мусора.
  10. Извлеките мышь из стереотаксической рамки и закройте рану степлером или 4-0 шовным материалом (см. Таблицу материалов).
  11. Поместите мышь на грелку или под согревающий свет во время восстановления после анестезии, прежде чем вернуть ее в клетку.
  12. После завершения эксперимента очистите канюлю путем промывки. Чередуйте с охлажденными средами и воздухом, чтобы «протолкнуть» всю резецированную ткань обратно в канистру для сбора. Извлеките канистру для сбора из системы и снимите крышку с помощью прилагаемого колпачка.
  13. После завершения этапа 2.12 поместите дистальный наконечник канюли в 3%H2 O2и примените всасывание при 24-25 в Hg, чтобы заполнить всасывающую линию обратно в канистру для всасывания и дайте постоять в течение 60-90 с. Промывайте стерильными средами, пульсирующими воздухом и средами с перерывами.
  14. Следите за мышами на наличие любых неврологических признаков (аномальные неустойчивые движения или судороги) после процедуры.
  15. Усыпляйте мышей с тяжелыми неврологическими нарушениями (становятся вялыми, имеют изможденный вид, сгорбленную спину или имеют беспорядочные движения).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для настоящего исследования для эвтаназии каждой мыши использовалось 200 мг/кг коммерчески доступного раствора для эвтаназии (см. Таблицу материалов).

3. Сбор тканей с помощью TPS

  1. Поместите образец опухоли в чашку для культивирования тканей, содержащую среду лизиса эритроцитов (см. Таблицу материалов) на 5 мин при комнатной температуре.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Ткань, собранная из MIRS в TPS, будет в основном в форме одиночных клеток вместе с небольшими кусками ткани.
  2. Поместите фильтр 70 мкм (см. Таблицу материалов) на коническую трубку объемом 50 мл и используйте поршень шприца объемом 5 мл для пропускания образца опухоли через фильтр.
  3. С переносной пипеткой используйте среду RPMI-1640 для облегчения прохождения клеток и любой тканевой массы через фильтр.
  4. Центрифуга при 428 х г в течение 5 мин при 4 °C. Выбросьте супернатант пипеткой.
  5. Повторно суспендировать каждый образец в 5 мл подготовленной среды RPMI-1640.
  6. Чтобы повысить жизнеспособность тканей, особенно если большие куски ткани визуализируются при первоначальном впечатлении, добавьте необходимые объемы ферментного коктейля (содержащего DNAse I, коллагеназу IV, диспазу, папаин и ЭДТА, см. Таблицу материалов) к каждому образцу. Используйте вихрь для смешивания растворов.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Шаг 3.6 является необязательным. Состав ферментного коктейля (для общего объема 5 мл/образец): 300 мкл ДНКазы I степени II, 150 мкл коллагеназы/диспазы (расщепляет фибронектин, коллагеназу IV, I и неполярные аминокислоты), 250 мкл папаина (неспецифическая протеаза) и 6 мкл 0,5 М ЭДТА.
  7. Поместите образцы в шейкер-инкубатор, установленный при 200 об/мин, 37 °C в течение 20 мин.
  8. Через 20 мин вращайте образцы при 428 х г в течение 5 мин при 4 °C. Выбросьте супернатант.
  9. Фильтруйте отдельные ячейки через клеточный сетчатый фильтр 70 мкм и вращайте вниз при 274 х г в течение 3 мин при 4 °C. Провести анализ жизнеспособности клеток10 с помощью Трипан блю и гемоцитометра (см. Таблицу материалов).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Жизнеспособность дня 0 колеблется в пределах 30%-70% и значительно возрастает в течение 2-3 дней.
  10. Перейдите к шагам 4, 5 или 6, в зависимости от требуемого теста на жизнеспособность.

4. Выращивание клеток в адгезивной культуре

  1. В сертифицированной ламинарной вытяжке повторно суспендировать гранулу в сывороточной адгезивной среде (такой как DMEM, 10% фетальная бычья сыворотка (FBS) и 1% раствор пенициллина/ стрептомицина (P/ S)) и пластинчатых клетках в клееной клеточной колбе.
  2. Поддерживать клетки в контролируемой инкубированной среде (37 °C, 5% CO2).

5. Выращивание клеток в суспензионной культуре (невросферах)

  1. В сертифицированной ламинарной вытяжке повторно суспендируйте гранулу в бессывороточной полной среде стволовых клеток11 и пластине в суспензионной колбе.
  2. Поддерживайте клетки в контролируемой инкубированной среде (37 °C, 5% CO2) в течение 2-3 дней, чтобы обеспечить образование нейросферы.
  3. После визуализации невросфер в питательной среде используют трипсин-ЭДТА или аккутазу (см. Таблицу материалов) для получения одноклеточных суспензий для пассирования.
    ПРИМЕЧАНИЕ: До тех пор, пока во время сбора урожая соблюдается особая осторожность и используются соответствующие среды, поддерживающие нервные стволовые клетки, стволовые клетки в собранной ткани должны сформировать невросферы в течение нескольких дней.

6. Подготовка клеток к реимплантации

  1. Повторно суспендировать гранулу в концентрации 100 000 живых клеток на 4 мкл 1x PBS.
  2. Немедленно вводят инъекции наивным мышам с помощью метода имплантации внутричерепной опухоли (шаг 1).

7. Гистологический анализ

  1. Сразу после резекции извлекают и фиксируют мозг в 4% параформальдегиде (ПФА) в течение 24 ч12.
  2. Переведите мозги на 30% раствор сахарозы до тех пор, пока они не насытятся сахарозой (опустились на дно контейнера).
  3. Переведите мозг на 70% раствор этанола.
  4. Выполните встраивание парафиновых блоков, секционирование и стандартное окрашивание гематоксилином и эозином (H&E) в соответствии с ранее опубликованным отчетом13.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Толщина каждого участка, взятого для окрашивания, составляла 10 мкм.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Хирургическая резекция с использованием MIRS приводит к значительному снижению опухолевой нагрузки
В группе с меньшей опухолевой нагрузкой средний исходный биолюминесцентный сигнал составлял 5,5e+006 фотонов/с ± 0,2e+006 в подгруппе, подвергшейся резекции. После резекции средний биолюминесцентный сигнал уменьшился до 3,09e+006 фотон/с ± 0,3e+006,(p <0,0001, тест Манна-Уитни)9 (рисунок 2). Биолюминесцентный сигнал увелич...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Резекция опухоли является краеугольным камнем планов лечения нейрохирургической онкологии как для низкосортных, так и для высокосортных опухолей головного мозга. Циторедукция и дебулкция опухоли коррелируют с улучшением неврологической функции и общей выживаемостью у пациентов с опухолями головного мозга 1,2,5,6. Хотя протоколы хирургической резекции были ранее описаны в моделях грызунов, эти п...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

BT финансирует исследования от NIH и является совладельцем Accelerating Combination Therapies*, а Ashvattha Therapeutics Inc. лицензировала один из ее патентов. GW имеет финансирование NIH (R01NS107813). HB является оплачиваемым консультантом Insightec и председателем Медицинского консультативного совета компании. Этот механизм был рассмотрен и одобрен Университетом Джона Хопкинса после его политики конфликта интересов. HB финансирует исследования от NIH, Университета Джона Хопкинса и филантропии и является консультантом CraniUS, Candel Therepeutics, Inc., Accelerating Combination Therapies*, Catalio Nexus Fund II, LLC*, LikeMinds, Inc*, Galen Robotics, Inc.* и Nurami Medical*. (*включая эквити или опционы).

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Шприцы 1 млBD309628
15 мл конические трубкиCorning430052
200 прУ этанолPharmCo111000200
пипетки 5 млCoStar4487
70 мкм фильтрFisher08-771-2
AccutaseMillipore SigmaSIG-SCR005
Anased (Ксилазин для инъекций, 100 мг/мл)Covetrus33198
Анестезиологическая системаPatterson Scientific78935903
контейнер для отходов анестезиологического газаPatterson Scientific78909457
Bench protectorUnderpad Covidien10328
C57Bl/6, мыши 6-8 недельCharles River LaboratoriesКод штамма 027
ChroMini ProMoserType 1591-Q
коллагеназа-диспазаRoche#10269638001
Countess II Автоматизированный счетчик клетокThermo Fisher
Countess II FL ГемацитометрThermo FisherA25750
Раствор для удаления мусораMiltenyi Biotech#130-109-398
D-люциферинGoldbioLUCK-1G
DMEM F12 медиаCorning10-090-CV
DMEM медиаCorning10-013-CV
DNAse ISigma Aldrich#10104159001
трубки EppendorfPosi-Click1149K01
Раствор для эвтаназииHenry Schein71073
FBSMillipore SigmaF4135
Фетальная бычья сывороткаThermo Fisher10437-028
ФормалинИнвитрогенINV-28906
МарляHenry Schein101-4336
hEGFPeproTech EC100-15
ГепаринSigmaH-3149
hFGF-bPeproTech EC1001-18B
Индукционная камераPatterson Scientific78933388
изофлуранCovetrus11695-6777-2
Изофлуран ИспарительPatterson Scientific78916954
кетаминомCovetrus11695-0703-1
Kopf Стереотаксическая рамкаKopf Instruments5001
Световой микроскопBioTekCytation 5
Установка для микроинъекцийKopf5001
Микромоторная дрельForedomF210418
Система МРТBruker7T Biospec Avance III Сканер
NICO Myriad System NICOCorporation
Офтальмологическая мазьPuralube vet мазь
ПапаинСигма Олдрич#P4762
PBSInvitrogen#14190250
PenStrepMillipore SigmaN1638
Перколл растворSigma Aldrich #P4937
Контроллер пипеткиFalconA07260
Повидон-йод растворAplicare52380-1905-08
ПрогестеронSigmaP-8783
ПутресцинSigmaP-5780
RPMI MediaInvitrogenINV-72400120
Лезвие скальпеляCovetrus7319
Рукоятка скальпеляFine Science Tools91003-12
Маркер для кожиTime OutD538,851
Staple ремуверMikRonACR9MM
СтеплерMikRonACA9MM
StaplesClay Adams427631
Stereotactic FrameKopf Instruments5000
СахарозаSigma AldrichS9378
Шовный материал, викрил 4-0EthiconJ494H
T-75 колбадля культурыSarstedt83-3911-002
TheraPEAKTM ACK Лизирующий буфер (1x)LonzaBP10-548E
Trypsin-EDTACorningMDT-25-053-CI
МРТ

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Mineo, J. F., et al. Prognosis factors of survival time in patients with glioblastoma multiforme: a multivariate analysis of 340 patients. Acta Neurochirurgica. 149 (3), 245-252 (2007).
  2. Miyai, M., et al. Current trends in mouse models of glioblastoma. Journal of Neuro-Oncology. 135 (3), 423-432 (2017).
  3. Raj, D., Agrawal, P., Gaitsch, H., Wicks, E., Tyler, B. Pharmacological strategies for improving the prognosis of glioblastoma. Expert Opinion on Pharmacotherapy. 22 (15), 2019-2031 (2021).
  4. Alomari, S., et al. Drug repurposing for Glioblastoma and current advances in drug delivery-a comprehensive review of the literature. Biomolecules. 11 (12), 1870(2021).
  5. Serra, R., et al. Combined intracranial Acriflavine, temozolomide and radiation extends survival in a rat glioma model. European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics : Official Journal of Arbeitsgemeinschaft fur Pharmazeutische Verfahrenstechnik eV. 170, 179-186 (2022).
  6. Tang, B., Foss, K., Lichtor, T., Phillips, H., Roy, E. Resection of orthotopic murine brain glioma. Neuroimmunology and Neuroinflammation. 8 (1), 64-69 (2021).
  7. Ozawa, T., James, C. D. Establishing intracranial brain tumor xenografts with subsequent analysis of tumor growth and response to therapy using bioluminescence imaging. Journal of Visualized Experiments. (41), e1986(2010).
  8. Poussard, A., et al. In vivo imaging systems (IVIS) detection of a neuro-invasive encephalitic virus. Journal of Visualized Experiments. (70), e4429(2012).
  9. Lachin, J. M. Nonparametric statistical analysis. JAMA. 323 (20), 2080-2081 (2020).
  10. Louis, K. S., Siegel, A. C. Cell viability analysis using trypan blue: manual and automated methods. Methods in Molecular Biology. 740, 7-12 (2011).
  11. Spina, R., Voss, D. M., Asnaghi, L., Sloan, A., Bar, E. E. Flow cytometry-based drug screening system for the identification of small molecules that promote cellular differentiation of Glioblastoma stem cells. Journal of Visualized Experiments. (131), e56176(2018).
  12. Rodgers, G., et al. Virtual histology of an entire mouse brain from formalin fixation to paraffin embedding. Part 2: Volumetric strain fields and local contrast changes. Journal of Neuroscience Methods. 365, 109385(2022).
  13. Connolly, N. P., et al. Elevated fibroblast growth factor-inducible 14 expression transforms proneural-like gliomas into more aggressive and lethal brain cancer. GLIA. 69 (9), 2199-2214 (2021).
  14. Stall, B., et al. Comparison of T2 and FLAIR imaging for target delineation in high grade gliomas. Radiation Oncology. 5, 5(2010).
  15. Das, A., et al. Establishing a standardized method for the effective intraoperative collection and biological preservation of brain tumor tissue samples using a novel tissue preservation system: a pilot study. World Neurosurgery. , (2022).
  16. Zusman, E., et al. Tissues harvested using an automated surgical approach confirm molecular heterogeneity of Glioblastoma and enhance specimen's translational research value. Frontiers in Oncology. 9, (2019).
  17. McLaughlin, N., et al. Side-cutting aspiration device for endoscopic and microscopic tumor removal. Journal of Neurological Surgery Part B. 73 (1), 11-20 (2012).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Похожие статьи