Методическая статья

Неинвазивная визуализация морфологии микрососудов ногтевого ложа у мышей с помощью капилляроскопии

DOI:

10.3791/67529

⸱

28 февраля 2025 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Ophthalmology and Visual Sciences, Vanderbilt Eye Institute, Vanderbilt University Medical Center, 2Department of Ophthalmology, Massachusetts Eye and Ear, Harvard Medical School, 3Department of Anesthesia and Critical Pain Medicine, Massachusetts General Hospital, Harvard Medical School, 4Department of Ophthalmology, Icahn School of Medicine at Mount Sinai

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Капилляроскопия является доступным инструментом для прямой, недорогой и неинвазивной визуализации микроциркуляторного русла. Цель этого протокола состоит в том, чтобы дать возможность исследователям использовать капилляроскопию для визуализации периферической микрососудистой морфологии в ногтевых ложах мышей.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Визуализация микрокапиллярных сетей кожи человека с помощью капилляроскопии ногтевых складок (НФК) подчеркнула важность микроциркуляции как системы органов-мишеней при критических системных заболеваниях. Ногтевая капилляроскопия применяется в клинической практике для выявления периферической микрососудистой дисфункции и аномалий при ряде системных состояний, включая ревматические, сердечные, глазные (например, глаукома) и эндокринные расстройства (например, гипертонию и сахарный диабет). ЯТК полезен не только для выявления нарушения периферического системного микроциркуляторного русла, но и для оценки эффективности препарата. Тем не менее, перенос клинических результатов ЯТК на модели болезней животных может быть сложной задачей. Выявление микрососудистой дисфункции или аномалий у животных часто является инвазивным (например, эндоскопическим), проводится ex vivo (например, посмертная визуализация тканей) или дорогостоящим, требующим специализированного оборудования, такого как то, которое используется в методах микрокомпьютерной томографии и фотоакустической визуализации. Разработка быстрых, неинвазивных и недорогих методов визуализации периферического микроциркуляторного русла на животных моделях заболеваний оправдана для снижения затрат на исследования и повышения переносимости в клинику.

Капилляроскопия ранее использовалась для визуализации микроциркуляторного русла ногтевой складки на животных моделях, в том числе на морских свинках и мышах, тем самым демонстрируя возможности капилляроскопии в качестве неинвазивного инструмента визуализации на животных моделях. В этом исследовании представлен протокол, который применяет капилляроскопию к ногтевому ложу мыши, что позволяет исследователям легко и недорого оценить морфологию ее микроциркуляторного русла. Представлены репрезентативные изображения типичной микрососудистой архитектуры ногтевого ложа у мышей дикого типа с использованием двух широко используемых лабораторных штаммов, SV129/S6 и C57/B6J. Дальнейшие исследования с использованием этого метода имеют важное значение для применения капилляроскопии ногтевого ложа к широкому спектру моделей заболеваний мышей с периферическими микрососудистыми аномалиями.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Визуализация периферических микрокапиллярных сетей у человека с помощью капилляроскопии ногтевых складок (НКЦ) подчеркнула важность микроциркуляции как системы органов-мишеней при широком спектре системных заболеваний1. Капилляроскопия включает в себя использование микроскопа для увеличения и визуализации сосудов в ногтевой складке in vivo. Таким образом, этот метод широко используется в клинике для выявления периферических микрососудистых дисфункций и аномалий при ряде системных состояний, включая ревматические 2,3, сердечные4, глазные (например, глаукому)5,6, и эндокринные заболевания (например, гипертонию и сахарный диабет 7,8). Морфологические изменения в капиллярах ногтевой складки, включая кровоизлияния, повышенную извитость сосудов и аваскулярные области, легко обнаруживаются с помощью НГЦ. Эти морфологические аномалии представляют собой патологические процессы, такие как чрезмерное или недостаточное микрососудистое ремоделирование 9,10. NFC является полезным диагностическим инструментом для выявления этих патологий. Кроме того, эта методика полезна при оценке эффективности препарата11.

Тем не менее, перенос клинических результатов ЯТК на животные модели заболеваний является сложной задачей по многим причинам. Визуализация микроциркуляторного русла у животных обычно является инвазивной (например, эндоскопической), выполняется ex vivo (например, посмертная визуализация тканей) или дорогостоящей, требующей специализированного оборудования, такого как микрокомпьютерная томография12,13, когерентная томографияангиография 14 и методы фотоакустической визуализации15. Поскольку периферическая микрососудистая патология проявляется в широком спектре системных заболеваний и заболеваний центральной нервной системы, включая инфаркт миокарда16, гипертензию17, возрастные нейродегенерации центральной нервной системы, такие как болезнь Альцгеймера18, и оптические невропатии, такие как глаукома19, неинвазивный, экономически эффективный метод визуализации in vivo очень полезен.

Капилляроскопия была использована для оценки микроциркуляторного русла ногтевой складки на животных моделях, включая морских свинок20 и мышей21, тем самым продемонстрировав ее возможности в качестве неинвазивного инструмента визуализации. Здесь мы применяем капилляроскопию к другой части ногтя, к ногтевому ложу. Используя прозрачность ногтя мыши, гвоздевая капилляроскопия представляет собой новое место для визуализации периферического микроциркуляторного русла. По сравнению с NFC, который особенно полезен для мониторинга движения клеток крови 21,22, описанный здесь протокол капилляроскопии с гвоздевым стержнем обеспечивает большую площадь для лучшего наблюдения за морфологией и структурой микрососудов. Мы предоставляем протокол, который позволяет исследователям легко и недорого оценить морфологию микроциркуляторного русла мышиного ногтя, что является новым местом для неинвазивной визуализации периферических сосудов. Этот протокол обеспечивает репрезентативные изображения типичной микрососудистой архитектуры ногтевого ложа у мышей дикого типа с использованием двух широко используемых лабораторных штаммов (SV129/S6 и C57/B6J). Мы показываем, что гвоздевая капилляроскопия является недорогим, неинвазивным методом микрососудистой визуализации. Дальнейшие исследования с использованием этого исследовательского метода будут иметь важное значение для применения гвоздевой капилляроскопии к широкому спектру мышиных моделей заболеваний, где периферические микрососудистые аномалии очевидны при патологии.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Все описанные здесь методы были одобрены Комитетом по институциональному уходу за животными и их использованию (IACUC) Медицинского центра Университета Вандербильта и Массачусетской больницы общего профиля.

1. Подготовка ногтей мыши к визуализации

ПРИМЕЧАНИЕ: Для оптимальной прозрачности сосудов и восстановления кожи подождите не менее 24 часов перед визуализацией.

  1. Чтобы обеспечить беспрепятственную визуализацию ногтевого ложа мыши, удалите шерсть с лап грызунов не менее чем за 24 часа до капилляроскопии (Рисунок 1A). Чтобы удалить шерсть с лап мыши, выполните шаги 1.1.1-1.1.6.
    1. Успокоить животное с помощью ингаляционной изофлурановой анестезии (2% изофлуран в 5% углекислом газе/95% кислорода). Убедитесь, что мышь адекватно обезболивается, ущипнув подушечку лапы на обеих задних лапах. При правильном обезболивании не должно быть никаких дергательных движений (рефлекс отхода педалей). Если есть рефлекторное движение, дайте мыши больше времени под действием изофлурана, чтобы полностью обезболиться. Повторите тест на рефлекс отвода педали и продолжайте.
    2. После того, как мышь будет должным образом обезболивая, нанесите на оба глаза лубрикантный гель для глаз или стерильную немедикаментозную офтальмологическую мазь, чтобы предотвратить высыхание роговицы во время анестезии.
    3. Поддерживая животное под наркозом с помощью носового конуса, нанесите обильное количество крема для удаления волос на всю лапу с помощью аппликатора. Позаботьтесь о том, чтобы покрыть всю область лапы и ногтевого ложа, как показано на рисунке 1B.
    4. Оставьте крем для удаления волос на лапе на 2 минуты при комнатной температуре (RT).
    5. Тщательно смойте крем для эпиляции, аккуратно разтерев его чистой салфеткой.
    6. Вымойте лапу в теплой стерильной воде.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Лапы должны быть свободны от шерсти, а когти должны быть свободны для визуализации, как показано на рисунке 1C.
    7. Верните мышь в клетку, чтобы обеспечить безопасное восстановление после анестезии. Не оставляйте мышь без присмотра, пока она не придет в сознание. Как только мышь придет в сознание, верните ее в исходную клетку в компании других животных.

2. Капилляроскопия ногтевого когтя in vivo

  1. По прошествии минимального 24-часового времени восстановления после удаления шерсти установите оборудование для капилляроскопии в помещении с регулируемой температурой (поддерживаемой в диапазоне 21,5-22,5 °C), как показано на рисунке 2A. Полный комплект оборудования для визуализации ногтевого ложа включает в себя: 1) оборудование для изофлурановой анестезии, 2) носовой конус для анестезии, 3) регулируемую сцену для животных, 4) капилляроскопический микроскоп и 5) ноутбук с программным обеспечением для видеовизуализации.
  2. Успокоить животное с помощью ингаляционной изофлурановой анестезии (2% изофлуран в 5% углекислом газе/95% кислорода).
    1. Убедитесь, что мышь адекватно обезболивается, ущипнув подушечку лапы на обеих задних лапах. При правильном обезболивании не должно быть никаких дергательных движений (рефлекс отхода педалей). Если есть рефлекторное движение, вернитесь к пункту 1.1.1 и дайте мыши больше времени для полного обезболивания. Затем повторно проверьте рефлекс отвода педали и продолжите.
    2. После того, как мышь будет должным образом обезболивая, нанесите на оба глаза лубрикантный глазной гель или стерильную немедикаментозную офтальмологическую мазь, чтобы предотвратить высыхание роговицы во время анестезии.
  3. Удерживая животное под действием седативных препаратов, расположите ладонную сторону задней лапы вверх на верхней части платформы для лабораторной ленты ниже объектива, как показано на рисунке 2B, увеличение.
  4. Аккуратно раздвиньте пальцы ног на отдельные ногти под объективом микроскопа с помощью аппликатора. Убедитесь, что гвоздевые ложа отделены друг от друга для оптимальной визуализации сосудов.
    ПРИМЕЧАНИЕ: На рисунке 2C показана полная конфигурация изображения, показывающая изображение судна на видеопрограммном обеспечении ноутбука.
  5. Чтобы уменьшить блики и улучшить концентрацию внимания, обильно нанесите на лапу иммерсионное масло (кукурузное масло), обеспечив полное покрытие ногтей. Добавьте белую ленту или что-то подобное под мышиную лапу для повышения контрастности и улучшения визуализации дна судна (Рисунок 3; стрелка 3).
  6. Сосредоточьтесь на когтем, на втором пальце задней лапы; У мышей это самый большой ноготь и его легче всего изобразить. Чтобы сфокусировать ноготь мыши, используйте регуляторы x и y (рисунок 3; стрелка 4) и колесо увеличения (до 280x на этом инструменте; Рисунок 3; стрелка 1).
  7. Поверните объектив, чтобы уменьшить положение бликов, чтобы увидеть сеть ногтевых сосудов (Рисунок 3; стрелка 2).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Если сосуды становятся плохо различимыми или время визуализации увеличивается, обильно нанесите иммерсионное масло повторно. Купельные лапы мышей меньше задних; Таким образом, рекомендуется проводить визуализацию на задних лапах.
  8. Подключите капилляроскоп к портативному компьютеру через соединение универсальной последовательной шины (USB).
  9. Откройте программное приложение Debut video на ноутбуке.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что устройство правильно подключено к ноутбуку в настройках.
  10. На экране ноутбука визуализируйте то, что увеличивается с помощью капилляроскопа, и сосредоточьтесь на ногтевом ложе, регулируя регуляторы X и Y и колесо увеличения для получения четкого изображения.
  11. После того, как микроскоп сфокусирован и вы увидите четкое изображение сети сосудов в ногтевом ложе, запишите видео, нажав красную кнопку записи в Debut или аналогичной видеопрограмме (рис. 2C).
  12. Сохраните каждое видео в соответствующую папку проекта и пометьте каждое видео соответствующим образом.

3. Сохранение изображений ногтевого ложа

  1. Откройте видео с ногтевым ложем в программном обеспечении и вручную выберите кадр на видео, где суда находятся в четком фокусе.
  2. С помощью инструмента «Скриншот» на компьютере сделайте скриншот экрана дебютного видео, на котором видна прозрачная сосудистая сеть в ногте. Сохраните изображение.
  3. Откройте изображение скриншота в программе ImageJ, нажав «Файл » и «Открыть»; Выберите файл из папки назначения.
  4. При необходимости отрегулируйте яркость и контрастность, выбрав Изображение > Настроить > Яркость/Контрастность. Этот инструмент может помочь изменить контраст изображений для лучшей визуализации морфологии сосуда.
  5. После того, как изображение будет настроено, нажмите «Установить » в инструменте «Яркость/контрастность ».
  6. Сохраните изображение как файл TIFF, нажав « Файл », а затем «Сохранить как».

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

С помощью описанного здесь метода капилляроскопии можно легко визуализировать морфологию сосудов ногтевого ложа, как показано на рисунке 4A. Типичная сосудистая сеть ногтевого отверстия у мыши обладает тремя постоянными особенностями, как показано на рисунке 4B: каждое ногтевое ложе имеет 1) афферентный сосуд, 2) эфферентный сосуд и 3) сеть капилляров, соединяющих как афферентные, так и эфферентные сосуды. Чтобы продемонстрировать последовательность морфологии н...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Таким образом, мы предоставляем протокол, позволяющий исследователям легко и недорого оценить морфологию микроциркуляторного русла мышиного ногтя, нового места для неинвазивной визуализации периферических сосудов. Как и методы NFC, используемые на морских свинках20 и мышах21, основное преимущество описанного здесь протокола заключается в том, что он позволяет быстро и неинвазивно оценить периферический микроциркуляторный русло на мышиных мо...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Не имея отношения к этой работе, доктор Паскуале был оплачиваемым консультантом Twenty Twenty. Не связанная с этой работой, Клара Казинс является оплачиваемым консультантом Cartography Biosciences. Остальным авторам нечего раскрывать.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Эта работа финансировалась из неограниченных ведомственных фондов, предоставленных Лорен К. Уэрхэм. Доктор Паскуале получает поддержку от Фонда глаукомы (Нью-Йорк) и неограниченного гранта от Исследования по предотвращению слепоты (Нью-Йорк).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Обезболивающий угольный фильтр канистрыReFreshEZ-258
Капилляроскоп Jiahua Electronic Instrument Co., Цзянсу, КитайJH-1004
Сжатый газ (5% углекислого газа, 95% кислорода)Воздушный газUN3156
Кукурузное маслоSigmaC8-267 
Дебютная программа для захвата видеоDebutдоступна бесплатно онлайн.
Глазные копьяBVI Weck-Cel0008680Для нанесения и снятия крема для эпиляции.
Крем для эпиляцииNair 
Изофлуран 250 мл флаконPiramal critical careNDC  
Lab jack Fisherbrand14-673-52Используется в качестве платформы для удержания мыши.
Носовой конус (низкопрофильная маска для анестезии)Kent ScientificSOMNO-0801
Переносные пипеткиFisherbrand13-711-9AMОбильно нанесите кукурузное масло на мышиную лапу в качестве иммерсионного масла.
USB-карта видеозахватаVIXLWBR116
VetequipVWR89012-492Изофлуран оборудование
Белая этикеточная лента Fisherbrand15-958Используется для создания белого/контрастного фона под лапой мыши при съемке.
6103703236496679401725

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. El Miedany, Y., Ismail, S., Wadie, M., Hassan, M. Nailfold capillaroscopy: tips and challenges. Clin Rheumatol. 41 (12), 3629-3640 (2022).
  2. Etehad Tavakol, M., Fatemi, A., Karbalaie, A., Emrani, Z., Erlandsson, B. -E. Nailfold capillaroscopy in rheumatic diseases: Which parameters should be evaluated. BioMed Res Int. 2015 (1), 974530(2015).
  3. Cutolo, M., Smith, V. Detection of microvascular changes in systemic sclerosis and other rheumatic diseases. Nat Rev Rheumatol. 17 (11), 665-677 (2021).
  4. Lim, M. W. S., et al. Nailfold video-capillaroscopy in the study of cardiovascular disease: a systematic review. Blood Press Monit. 28 (1), 24-32 (2023).
  5. Philip, S., Najafi, A., Tantraworasin, A., Pasquale, L. R., Ritch, R. Nailfold capillaroscopy of resting peripheral blood flow in exfoliation glaucoma and primary open-angle glaucoma. JAMA Ophthalmol. 137 (6), 618-625 (2019).
  6. Taniguchi, E. V., et al. Peripheral microvascular abnormalities associated with open-angle glaucoma. Ophthalmol Glaucoma. 6 (3), 291-299 (2023).
  7. Maldonado, G., Guerrero, R., Paredes, C., Ríos, C. Nailfold capillaroscopy in diabetes mellitus. Microvasc Res. 112, 41-46 (2017).
  8. Gurfinkel, Y. I., Sasonko, M., Priezzhev, A. Digital capillaroscopy as important tool for early diagnostics of arterial hypertension Proc. SPIE 9448, Saratov Fall Meeting 2014: Optical Technologies in Biophysics and Medicine XVI; Laser Physics and Photonics XVI; and Computational Biophysics. , 944804(2015).
  9. Santamaría, R., González-Álvarez, M., Delgado, R., Esteban, S., Arroyo, A. G. Remodeling of the microvasculature: May the blood flow be with you. Front Physiol. 11, 586852(2020).
  10. Pries, A. R., Secomb, T. W. Making microvascular networks work: angiogenesis, remodeling, and pruning. Physiology. 29 (6), 446-455 (2014).
  11. Cutolo, M., Smith, V. State of the art on nailfold capillaroscopy: a reliable diagnostic tool and putative biomarker in rheumatology. Rheumatology. 52 (11), 1933-1940 (2013).
  12. Bentley, M. D., Ortiz, M. C., Ritman, E. L., Romero, J. C. The use of microcomputed tomography to study microvasculature in small rodents. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 282 (5), R1267-R1279 (2002).
  13. Zagorchev, L., et al. Micro computed tomography for vascular exploration. J Angiogenes Res. 2, 7(2010).
  14. Untracht, G. R., et al. Pilot study of optical coherence tomography angiography-derived microvascular metrics in hands and feet of healthy and diabetic people. Sci Rep. 13 (1), 1122(2023).
  15. Mirg, S., Turner, K. L., Chen, H., Drew, P. J., Kothapalli, S. -R. Photoacoustic imaging for microcirculation. Microcirculation. 29 (6-7), e12776(2022).
  16. Gkontra, P., et al. Dynamic changes in microvascular flow conductivity and perfusion after myocardial infarction shown by image-based modeling. J Am Heart Assoc. 8 (7), e011058(2019).
  17. Laurent, S., Agabiti-Rosei, C., Bruno, R. M., Rizzoni, D. Microcirculation and macrocirculation in hypertension: A dangerous cross-link. Hypertension. 79 (3), 479-490 (2022).
  18. Kisler, K., Nelson, A. R., Montagne, A., Zlokovic, B. V. Cerebral blood flow regulation and neurovascular dysfunction in Alzheimer disease. Nat Rev Neurosci. 18 (7), 419-434 (2017).
  19. Wareham, L. K., Calkins, D. J. The neurovascular unit in glaucomatous neurodegeneration. Front Cell Dev Biol. 8, 452(2020).
  20. Mandujano, A., Golubov, M. Animal models of systemic sclerosis: using nailfold capillaroscopy as a potential tool to evaluate microcirculation and microangiopathy: a narrative review. Life. 12 (5), 703(2022).
  21. Kim, M. Nail fold capillaroscopy as a potential tool to evaluate breast tumor. J Anal Sci Technol. 15 (1), 35(2024).
  22. McKay, G. N., et al. Visualization of blood cell contrast in nailfold capillaries with high-speed reverse lens mobile phone microscopy. Biomed Opt Express. 11 (4), 2268-2276 (2020).
  23. Zhang, X., Qian, X., Tao, C., Liu, X. In vivo imaging of microvasculature during anesthesia with high-resolution photoacoustic microscopy. Ultrasound Med Biol. 44 (5), 1110-1118 (2018).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

ImageJ

Похожие статьи