Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Глюкозо-стимулированная секреция инсулина путем перфузии через сосудистую сеть мышей с интактной поджелудочной железой

1.4K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/67701

⸱

25 июля 2025 г.

 ,  , 
1Joslin Diabetes Center, Harvard Medical School

В этой статье

Краткое содержание

В данной статье мы подробно описываем проведение глюкозостимулированной секреции инсулина (GSIS) путем перфузии через сосудистую сеть мышей с интактной поджелудочной железой в качестве дополнительного метода оценки эндокринной функции поджелудочной железы с уменьшением возможных искажающих факторов.

Аннотация

Современные методы глюкозостимулированной секреции инсулина (GSIS) у грызунов включают перифузию ex vivo или статическую инкубацию островков и срезов поджелудочной железы. Перфузия ex vivo и статическая инкубация позволяют быстро и эффективно отбирать несколько образцов. Тем не менее, эти процедуры подвергают островки травме, перемежающейся гипоксии и снижению паракринной передачи сигналов инсулина, что может повлиять на GSIS. Эти негативные эффекты могут быть сведены к минимуму с помощью перфузии через сосудистую сеть мышей с интактной поджелудочной железой, что обеспечивает еще один метод сравнения для различных моделей GSIS. Основа этой перфузионной процедуры включала в себя: 1) перевязку сосудов для изоляции поджелудочной железы и 2) канюляцию сосудистой сети поджелудочной железы. Эта модель включала семь точек лигирования и две канюляции. Полученная перфузионная сосудистая сеть включала нижнюю часть брюшной аорты, чревную и верхнюю брыжеечную артерию, ветвящиеся притоки и воротную вену.

Перфузат вводили в сосудистую сеть со скоростью ~2 мл/мин с помощью перистальтического насоса в трубку PE-50, которая канюлирует нижнюю часть брюшной аорты. Перфузаты проходили через изолированную сосудистую сеть и собирались через воротную вену с помощью канюляции с помощью трубки PE-30. Перфузат собирали с интервалом в 3 минуты раундами по 30 минут для каждого раствора перфузата из 2,6 мМ глюкозы, 16,8 мМ глюкозы и 2,6 мМ глюкозы с 3-изобутил-1-метилксантином (IBMX) в бикарбонатном буфере Кребса-Рингера (KRB, 16 мМ HEPES и 0,1% BSA, pH 7,4). Решению IBMX предшествовал обычный 2,6 мМ раствор глюкозы в качестве цикла стирки. Общее время проведения операции составило ~1 ч для хирургической процедуры и 2 ч для забора перфузата. Перфузаты замораживали до проведения ИФА для измерения секреции инсулина.

Этот список методов призван обеспечить подробную процедурную основу для измерения секреции инсулина через перфузию поджелудочной железы через сосудистую систему, что позволит исследователям успешно выполнять перфузию интактной поджелудочной железы в своих лабораториях.

Введение

Количественная оценка и понимание функции бета-клеток в основном достигались с помощью перифузии ex vivo, статической инкубации и, в последнее время, с помощью срезов поджелудочной железы. В то время как эти процедуры позволяют оценить изолированные островки, первые два могут подвергать островки стрессовым факторам, которые влияют на их способность функционировать. В исследовании Rosenberg et al. островки собак, выделенные стандартными методами, показали повышенный апоптоз бета-клеток, о чем свидетельствовали потеря базальной мембраны, появление пикнотических ядер и апоптотических тел1. Это исследование совпадает с другим сообщением об изоляции островков поджелудочной железы человека, где морфологические изменения, отражающие апоптоз, были продемонстрированы вскоре после выделения островков 2,3. Повышенный апоптоз бета-клеток привел к снижению высвобождения инсулина из этих островков, что подтверждает концепцию о том, что изоляция островков предрасполагает их к повреждению и функциональным нарушениям.

В дополнение к апоптозу, сосудистая сеть теряется при выделении островков, что приводит к нарушению транспортировки питательных веществ, метаболитов и гормонов 4,5. Это ограничение привело к появлению альтернатив, таких как трансплантация островковых клеток в глаз для поддержания некоторой формы сосудистой сети ииннервации. Изменение сосудистой архитектуры во время изоляции островков также создает более компактный островок, отличный от того, что ожидается in vivo 7,8.

В дополнение к анатомическим различиям, поведение статически инкубированных островков отличается от поведения изолированной перфузиции поджелудочной железы. Для статически инкубированных островков с низким содержанием глюкозы 77% от общего количества высвобожденного инсулина (3,31 нг из 4,34 нг) присутствовали в течение первых 30 минут и в небольшом количестве в течение последующего периода времени. Это резко контрастирует с изолированной перфузией поджелудочной железы при низких концентрациях глюкозы, где высвобождение инсулина практически отсутствовало во все моменты времени (всего <1,8 нг)9. Несмотря на то, что для полного выяснения этой разницы при низких концентрациях глюкозы необходимо провести дальнейшие исследования, эта разница в данных может представлять собой утечку из гипоксических умирающих клеток, которая была дополнительно изучена с помощью статической инкубации монослоев островковых клеток. Тем не менее, эти различия между существующими методами и средами in vivo могут привести к нарушению внешней валидности (Таблица 1).

Помимо возникновения гипоксии, как перифузия ex vivo, так и статическая инкубация включают культивирование и отделение островков из поджелудочной железы в чашки для культивирования тканей для поддержания их во взвешенном состоянии. Во время этого процесса коллагеназа обычно перфузируется через проток поджелудочной железы для обеспечения диссоциации ткани поджелудочной железы. Коллагеназа связывается с коллагеновыми фибриллами и распутывает их с помощью нейтральных протеаз, желатиназ и эндогенных протеаз поджелудочной железы. Вместе эти протеазы продолжают перевариваться до тех пор, пока островки не будут освобождены от своего внеклеточного матрикса и прикрепления ацинарных клеток. Балансировка этой смеси протеаз дает различные результаты как по чистоте, так и по функциональности изолированных островков10. Эффективность коллагеназы также зависит от характеристик животных, таких как напряжение, возраст, вес и статус диабета. Использование этих протеаз в сочетании со специфическими для животных признаками может нанести вред островкам поджелудочной железы в процессе изоляции. При введении коллагеназы эти протеазы также активируют эндогенные протеолитические ферменты поджелудочной железы, которые помогают перевариванию базальной мембраны. Однако контроль активации эндогенного фермента поджелудочной железы пока невозможен; Таким образом, это может играть роль в причинении вреда островкам в процессе культивирования 11,12,13. Один из отчетов из Эдмонтона показал, что эндогенная активность протеазы влияет на выход выделения островков при достижении достаточного уровня активности фермента для выделения14,15.

Было показано, что современные методы инфузии коллагеназы (внутрипротоковой) также проникают внутрь островков, что приводит к возможной фрагментации островков и, таким образом, к низкому выходу островков16. В исследовании Balamurugan et al. было обнаружено, что коллагеназа локализуется в островках и ацинарной ткани в поджелудочной железе мыши, что приводит к интенсивному воспалению и активации апоптотическихпутей. Островки, которые пережили фазу изоляции, также показали сниженную способность высвобождать инсулин.

Кроме того, другие факторы, такие как механическое напряжение во время подготовки островков и вызванный гипоксией некроз во время культивирования, играют рольв функционировании островков. Эти черты могут влиять на жизнеспособность островка при выделении поджелудочной железы и, следовательно, на результирующую функцию.

Помимо выделения островков и оценки с помощью перифузии ex vivo и статической инкубации, островки в живых срезах поджелудочной железы являются еще одним методом ex vivo, используемым для измерения реакций эндокринных клеток. В этой системе предотвращается химический стресс от процедур изоляции островков. Кроме того, микроокружение островков остается нетронутым, что позволяет изучать физиологию островков ближе к его состоянию in vivo 20. Подобно перифузии ex vivo и статической инкубации, этот метод будет продолжать играть важную роль в приобретении знаний о поджелудочной железе. Тем не менее, некоторые ограничения включают механическую нагрузку во время генерации среза, а также отсутствие общего целостного представления о неповрежденной поджелудочной железе с точки зрения патологии и физиологии. Срез представляет собой определенную область в поджелудочной железе, что снижает его обобщаемость из-за уменьшения размера выборки и ограниченного вида21.

Эта изоляция островков и другие методы сопровождаются различными точками стрессоров, которые могут быть наложены на островки. Механическое напряжение, гипоксия, гиперактивность протеазы и ограниченный обзор — все это играет роль в результирующем выходе островков и общей внешней валидности. Эти факторы могут быть уменьшены за счет перфузии поджелудочной железы через сосудистую сеть мышей, что сводит к минимуму все вышеупомянутые стрессоры, а также позволяет исследовать эффекты других секретогов и фармакологических агентов, присутствующих в организме, благодаря поддержанию клеточнойцелостности. Предыдущие исследования показали влияние островкового кровотока на уровень инсулина в плазме23; В свою очередь, вазоактивные молекулы, такие как пептиды ангиотензина и симпатические агонисты, которые изменяют кровоток островков, изменяют функцию островков и высвобождение инсулина24,25. Перфузия поджелудочной железы позволит дополнительно оценить, как эти и другие различные молекулы могут влиять на реакцию эндокринных клеток. Эта система надеется обеспечить дальнейший концептуальный прогресс в нашем понимании биологии эндокринной поджелудочной железы в присутствии перекрестных помех в ее естественной микросреде с интактной сосудистой сетью и иннервацией. Кроме того, перфузия интактной поджелудочной железы в этом протоколе позволяет изолировать орган, уменьшая потенциальные искажающие факторы от других органов, таких как печень, которая выводит инсулин из кровообращения, по сравнению с перфузией всей мыши. Перфузия всей мыши позволила бы сократить хирургическую технику; Тем не менее, это все равно потребует сбора перфузата через сосуд после поджелудочной железы и до того, как он достигнет печени - вероятно, воротной вены. Забор воротной вены по-прежнему требует канюляции. В то время как перфузия всей мыши обеспечит преимущество в виде сокращения хирургических операций, будут ограничения из-за искажающих факторов, создаваемых такими органами, как почки и легкие, производящими пептиды ангиотензина. Тем не менее, это был бы новый подход, который может оказаться полезным при изучении влияния вазоактивных молекул, производимых другими органами, на островки поджелудочной железы, что является основным приоритетом.

Перфузия всей поджелудочной железы успешно выполнялась в прошлом другими специалистами 7,22,26. В этом обновленном протоколе использование мышей представляет собой повышенную техническую проблему из-за их меньшей анатомии по сравнению с крысами. Тем не менее, эта процедура успешно демонстрирует осуществимость данного протокола, демонстрируя хорошо охарактеризованный секреторный профиль инсулина из интактной поджелудочной железы 3 независимых мышей.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все исследования, проводимые на грызунах, проводятся в соответствии с рекомендациями Центра исследования диабета Джослина (номер одобрения 22-01).

1. Начало

  1. Ввести анестезию.
    1. Мышам натощак, страдающим нормогликемией (Flox/Cre 53-74 недельного M/F, используемого в экспериментах) вводили смесь кетамина/ксилазина (~75 мг/кг смеси кетамина HCl) внутримышечно через одно из задних бедер с помощью иглы 28 G для эвтаназии.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Использование нормогликемических мышей натощак важно для снижения эффектов кетамина; Тем не менее, анестетик может быть заменен.
    2. Убедитесь, что мышь правильно обезболивается, зажав заднюю часть стопы щипцами для проверки рефлекса.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Отсутствие рефлекса обозначается отсутствием движения защемленной ноги.
    3. Вводите стерильную офтальмологическую мазь в глаза, чтобы предотвратить сухость во время анестезии и предотвратить язвы роговицы.
  2. Закрепите объект съемки.
    1. Убедитесь, что мышь надежно закреплена и останется на месте во время процедуры, которая завершается с помощью магнитов, прикрепленных к резиновым лентам, которые соединяются с конечностями с магнитами, прикрепленными к магнитной доске.
  3. Очистите место разреза.
    1. Убедитесь, что мышь покрыта 70% этанолом, чтобы предотвратить загрязнение шерсти мыши.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Бритье мыши уменьшит вероятность загрязнения шерсти.
  4. Выполните разрез.
    1. С помощью щипцов/пинцета отщипните 2-3 см от анального отверстия и разрежьте вверх, прокалывая брюшину изогнутыми ножницами.
    2. Сделайте диагональный разрез от средней линии к ребрам и боковой части мыши.
    3. Сделайте идентичный разрез с противоположной стороны.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Цель состоит в том, чтобы создать адекватный обзор брюшной полости от области прямой кишки до диафрагмы

2. Лигирование

  1. Перевязка желудочной артерии.
    1. Переместите кишки справа от животного тупыми щипцами/пальцами. Поднимите желудок, чтобы найти желудочную артерию и вену.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Желудочная артерия и вена идентифицируются с помощью визуализации сосудов, идущих от нижнего пищевода к верхним слоям желудка.
    2. Возьмите шов 7-0 (без иглы) и поместите его под желудочную артерию с помощью тупых щипцов для подготовки к лигированию.
    3. Создайте хирургический узел и обеспечьте адекватное лигирование с помощью прочного узла.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Тип узла не имеет значения; Профилактика кровотока может быть определена по изменению цвета перевязанного органа на более бледный вид или удалению органа и мониторингу выталкивания крови из точки перевязки. Перевязка желудочной артерии не оказывает влияния со стороны желудочного содержимого. Это также уменьшает утечку в желудочные сосуды и направляет перфузат через чревную артерию.
  2. Лигат левых почечных сосудов.
    1. Повторите шаги 2.1.1-2.1.3 для левых почечных сосудов.
      1. Определите левые почечные сосуды, визуализировав ярко-красные и темно-фиолетовые сосуды, соединяющиеся с левой почкой. Этот этап предотвращает утечку в почечные сосуды и перенаправляет перфузат в чревную артерию.
  3. Перевязка верхней части брюшной аорты.
    1. Повторите шаги 2.1.1-2.1.3.
      1. Определите верхнюю часть брюшной аорты путем визуализации ярко-красного сосуда по средней линии с разветвленными сосудами чревной артерии, верхней брыжеечной артерии и левых почечных сосудов. Выполните перевязку выше чревной артерии, чтобы уменьшить утечку через верхнюю часть брюшной аорты и обеспечить приток к чревной артерии и, в конечном итоге, к поджелудочной железе.
  4. Перевязка сосудов правой почки.
    1. Переместите кишечник влево от животного. Пережмите ткань/жир, окружающий правую почку, в качестве рычага для идентификации сосудов правой почки.
    2. Повторите шаги 2.1.1-2.1.3.
      1. Определите сосуды правой почки, визуализировав фиолетовые/темно-красные сосуды (обе правые почечные вены с артерией, лежащей под ней, которая не видна), соединенные с правой почкой с соединением как с нижней полой веной, так и с брюшной аортой. Этот этап параллельен шагу 2.2 с левыми почечными сосудами, что позволяет дополнительно изолировать поджелудочную железу; Однако будьте осторожны с близостью этого сосуда к нижней полой вене.
  5. Перевязывайте брюшную часть нижней полой вены.
    1. Определите брюшную часть нижней полой вены путем визуализации более крупного фиолетового сосуда с разветвленным соединением с правой почечной веной.
    2. Повторите шаги 2.1.1-2.1.3.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Этот шаг уменьшает потенциальные искажающие факторы из крови, проходящей через воротную вену, где будет собираться перфузат.
  6. Перевязка нижней части брюшной аорты перед бифуркацией (Рисунок 1)
    1. Повторите шаги 2.1.1-2.1.3.
    2. После лигирования непосредственно перед бифуркацией поместите шовную нить под аорту примерно на 0,5 см выше первого узла. Используйте эту шовную нить, чтобы завязать канюляцию на место.
    3. Используйте пространство между нитью шовной нити и перевязанным швом для введения трубки для канюляции. Это лигирование гарантирует, что перфузат проходит вверх по нижней части брюшной аорты к чревной артерии.
  7. Перевязка воротной вены (рис. 2)
    1. Переместите кишечник влево от животного, чтобы обеспечить правильную визуализацию воротной вены.
    2. Сделайте разрез в диафрагме и ребрах, чтобы при необходимости создать больше пространства для обзора воротной вены и для соответствующего вытяжения для лигирования и канюляции.
    3. Лигируйте сосуд как можно выше (ближе к печени), чтобы обеспечить пространство для канюляции в дальнейшем.
    4. Наложите второй шов, расположенный ниже первого, но над поджелудочной железой. Шаг 2.7.2 приведет к тому, что субъект исчезнет. Кроме того, этот шаг важен для того, чтобы обеспечить сбор перфузата и предотвратить потенциальный обратный ток выше точки канюляции.

3. Канюляция

  1. Канюляция нижней части брюшной аорты.
    1. Сделайте разрез ножницами 0,5-1,5 мм в нижней части брюшной аорты между нижним узлом и верхним швом.
    2. Используя самый нижний узел в качестве рычага, вставьте трубку в аорту через зазубрины, пока она не достигнет более верхнего шва; Следите за тем, чтобы не порвать.
    3. Завяжите более верхний шов в узел, чтобы зафиксировать трубку на месте.
      ПРИМЕЧАНИЕ: На этом этапе перфузат попадает в закрытую систему. После наложения лигирования перфузат должен пройти от точки входа в нижней части брюшной аорты через чревную артерию, затем к сосудам поджелудочной железы, заканчиваясь воротной веной печени, где может быть собран перфузат.
  2. Канюляция воротной вены.
    1. Сделайте разрез 0,5-1 мм в воротной вене сразу после того, как воротная вена выйдет из поджелудочной железы.
    2. Держа верхний узел в качестве рычага тупыми щипцами в одной руке, вставьте трубку в воротную вену с помощью щипцов, чтобы захватить трубку другой рукой.
    3. По возможности используйте второй шов, чтобы завязать трубку на место.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Этот этап является конечной точкой закрытой системы, откуда перфузат должен выйти при воздействии поджелудочной железы на присутствующую жидкость.

4. Сбор

  1. Проведите перфузию.
    1. Перед установкой трубки для нижней части брюшной аорты убедитесь, что перфузионная система началась с потоком перфузата с желаемой скоростью (~2 мл/мин).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Перфузат должен стекать из канюляции воротной вены в трубку для сбора. Для удобства хранения можно использовать пробирку для полимеразной цепной реакции (ПЦР). Здесь используются перфузатные растворы: 2,6 мМ глюкозы с 1,2 мМ 3-изобутил-1-метилксантином (IBMX), 16,8 мМ глюкозы и 2,6 мМ глюкозы с 3-изобутил-1-метилксантином (IBMX) в бикарбонатном буфере Кребса-Рингера (KRB, 16 мМ HEPES и 0,1% BSA, pH 7,4). Раствор перфузата начинался с раствора с низким содержанием глюкозы до высокого уровня глюкозы, затем до низкого уровня глюкозы, и заканчивался раствором IBX для контроля.
  2. Соберите перфузат.
    1. С интервалом в 30 минут набирайте перфузат в ПЦР-пробирки (заменяйте пробирки каждые 3 минуты).
    2. Через каждые 30-минутные интервалы меняйте раствор.
    3. Проведите иммуноферментный анализ (ИФА) с образцами. Это можно сделать позже, если хранить их надлежащим образом.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Результаты после ИФА должны демонстрировать секрецию инсулина из поджелудочной железы мышей в степени, зависящей от уровня перфузатной глюкозы. Из-за новизны этой процедуры на мышах, анализ исхода и ее успеха зависит от сравнения с многочисленными другими испытаниями перфузированной поджелудочной железы мышей. Двухфазный ответ инсулина на высокую концентрацию глюкозы считается физиологическим, что оценивается у людей и с помощью методов перифузии островковых клеток. Представленные результ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Описанный выше протокол направлен на создание закрытой системы, состоящей из интактной поджелудочной железы, двух входов (чревия и верхняя брыжеечная артерия) и одного выхода (воротной вены печени). Все остальные сосуды перевязываются для предотвращения утечки при пролете перфузата, а также для обеспечения изоляции самой поджелудочной железы с ее микроокружением. Этапы лигирования в этом протоколе также позволяют потоку перфузата проходить через поджелудочную железу без продвижения к дру...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы не сообщают о конфликте интересов.

Благодарности

Авторы благодарят Кристофера Кэхилла, Дженнифер Холлистер-Лок, докторов Сьюзан Боннер-Вейр, Канако Ивасаки, Франческо Хелу и Присцилу Карапето за полезные консультации, техническую помощь и наставничество на протяжении всего проекта. Исследование выполнено при поддержке гранта NIDDK R01 DK132535.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Оксигенатор с волоконной мембранойГарвардский аппарат73-3757Позволяет кислороду поступать в перфузат
ГрелкуНаучный брейнтри39ОМ
Кетамин/ксилазинВетеринарный клиника Паттерсона78908598
Магнитная доскаНаучный брейнтри39ОМ
Магниты с резинкамиНаучный брейнтри39ОМ
МикроскопияН/ДН/ДНет конкретной компании
Кислородный баллонН/ДН/ДНет конкретной компании
ПЦР-пробиркиТермоФишер/ИнвитрогенAM12225Используется для сбора перфузата
Трубка ПЭ-30Научный брейнтриПЭ30
Трубка ПЭ-50Научный брейнтриПЭ50
Перистальтический насосН/ДН/ДНет конкретной компании
Хирургические инструментыН/ДН/ДНет конкретной компании
ШовН/ДН/ДНет конкретной компании

Ссылки

  1. Rosenberg, L., Wang, R., Paraskevas, S. Structural and functional changes resulting from islet isolation lead to islet cell death. Surgery. 126 (2), 393-398 (1999).
  2. Paraskevas, S., et al. Apoptosis occurs in freshly isolated human islets under standard culture conditions. Transplant Proc. 29 (1-2), 750-752 (1997).
  3. Bottino, R., et al. Response of human islets to isolation stress and the effect of antioxidant treatment. Diabetes. 53 (10), 2559-2568 (2004).
  4. Burganova, G., Bridges, C., Thorn, P., Landsman, L. The role of vascular cells in pancreatic beta-cell function. Front Endocrinol. 12, 667170(2021).
  5. Jansson, L., Carlsson, P. -O. Graft vascular function after transplantation of pancreatic islets. Diabetologia. 45 (6), 749-763 (2002).
  6. Leibiger, I. B., Berggren, P. -O. Intraocular in vivo imaging of pancreatic islet cell physiology/pathology. Mol Metab. 6 (9), 1002-1009 (2017).
  7. Weir, G. C., Atkins, R. F., Martin, D. B. Glucagon secretion from the perfused rat pancreas following acute and chronic streptozotocin. Metabolism. 25 (11 Suppl), 1519-1521 (1976).
  8. Pisania, A., et al. Quantitative analysis of cell composition and purity of human pancreatic islet preparations. Lab Invest. 90 (11), 1661-1675 (2010).
  9. Weir, G. C., Leahy, J. L., Braunstein, L. P. Characteristics of insulin and glucagon release from the perfused pancreas, intact isolated islets, and dispersed islet cells. Horm Res. 24 (1), 62-72 (1986).
  10. Fathi, I., Goto, M. Collagenases in Pancreatic Islet Isolation. Transplantation, Bioengineering, and Regeneration of the Endocrine Pancreas. , Elsevier Academic Press. (2019).
  11. Heiser, A., Ulrichs, K., Müller-Ruchholtz, W. Isolation of porcine pancreatic islets: low trypsin activity during the isolation procedure guarantees reproducible high islet yields. J Clin Lab Anal. 8 (6), 407-411 (1994).
  12. Basir, I., et al. Improved outcome of pig islet isolation by Pefabloc inhibition of trypsin. Transplant Proc. 29 (4), 1939-1941 (1997).
  13. White, S. A., et al. A preliminary study of the activation of endogenous pancreatic exocrine enzymes during automated porcine islet isolation. Cell Transplant. 8 (3), 265-276 (1999).
  14. Lakey, J. R. T., et al. Serine-protease inhibition during islet isolation increases islet yield from human pancreases with prolonged ischemia. Transplantation. 72 (4), 565-570 (2001).
  15. Rose, N. L., Palcic, M. M., Helms, L. M. H., Lakey, J. R. T. Evaluation of Pefabloc as a serine protease inhibitor during human-islet isolation. Transplantation. 75 (4), 462-466 (2003).
  16. Cross, S. E., et al. Collagenase penetrates human pancreatic islets following standard intraductal administration. Transplantation. 86 (7), 907-911 (2008).
  17. Balamurugan, A. N., et al. Harmful delayed effects of exogenous isolation enzymes on isolated human islets: relevance to clinical transplantation. Am J Transplant. 5 (11), 2671-2681 (2005).
  18. Li, W. Functional analysis of islet cells in vitro, in situ, and in vivo. Semin Cell Dev Biol. 103, 14-19 (2020).
  19. Marciniak, A., et al. Using pancreas tissue slices for in situ studies of islet of Langerhans and acinar cell biology. Nat Protoc. 9 (12), 2809-2822 (2014).
  20. Cohrs, C. M., et al. Bridging the gap: pancreas tissue slices from organ and tissue donors for the study of diabetes pathogenesis. Diabetes. 73 (1), 11-22 (2024).
  21. Panzer, J. K., et al. Pancreas tissue slices from organ donors enable in situ analysis of type 1 diabetes pathogenesis. JCI Insight. 5 (8), e134525(2020).
  22. Wargent, E. T. Measurement of insulin secretion using pancreas perfusion in the rodent. Methods Mol Biol. 2076, 281-297 (2020).
  23. Tamayo, A., et al. Pericyte control of blood flow in intraocular islet grafts impacts glucose homeostasis in mice. Diabetes. 71 (8), 1679-1693 (2022).
  24. Yuan, L., Li, Y., Li, G., Song, Y., Gong, X. Ang(1-7) treatment attenuates β-cell dysfunction by improving pancreatic microcirculation in a rat model of type 2 diabetes. J Endocrinol Invest. 36 (11), 931-937 (2013).
  25. Carlsson, P. -O., Berne, C., Jansson, L. Angiotensin II and the endocrine pancreas: effects on islet blood flow and insulin secretion in rats. Diabetologia. 41 (2), 127-133 (1998).
  26. Penhos, J. C., et al. A rat pancreas-small gut preparation for the study of intestinal factor(s) and insulin release. Diabetes. 18 (11), 733-738 (1969).
  27. Ma, Y. H., et al. Differences in insulin secretion between the rat and mouse: role of cAMP. Eur J Endocrinol. 132 (3), 370-376 (1995).
  28. Aynsley-Green, A., Biebuyck, J. F., Alberti, K. G. Anaesthesia and insulin secretion: the effects of diethyl ether, halothane, pentobarbitone sodium and ketamine hydrochloride on intravenous glucose tolerance and insulin secretion in the rat. Diabetologia. 9 (4), 274-281 (1973).
  29. Chen, H., Li, L., Xia, H. Diabetes alters the blood glucose response to ketamine in streptozotocin-diabetic rats. Int J Clin Exp Med. 8 (7), 11347-11351 (2015).
  30. Lehmann, R., et al. Effects of ketamine sedation on glucose clearance, insulin secretion and counterregulatory hormone production in baboons (Papio hamadryas). J Med Primatol. 26 (6), 312-321 (1997).
  31. Sharif, S. I., Abouazra, H. A. Effect of intravenous ketamine administration on blood glucose levels in conscious rabbits. Am J Pharm Toxicol. 4 (2), 38-45 (2009).
  32. Komatsu, M., Takei, M., Ishii, H., Sato, Y. Glucose-stimulated insulin secretion: a newer perspective. J Diabetes Investig. 4 (6), 511-516 (2013).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Глюкозо-стимулированная секреция инсулина путем перфузии через сосудистую сеть мышей с интактной поджелудочной железой
Свяжитесь с нами
Рекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

Авторские права © 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.