Методическая статья

Животная модель пульпитиса, основанная на выводящем штамме мышей и его гистологическом анализе

261 просмотров

⸱

DOI:

10.3791/69786

⸱

27 февраля 2026 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Operative Dentistry, Dow Dental College, Dow University of Health Sciences, 2Dow Institute of Advanced Biological and Animal Research, Dow University of Health Sciences, 3Department of Pathology, Dow International Medical College, Dow University of Health Sciences, 4Department of Oral Pathology, Dow Dental College, Dow University of Health Sciences, 5Qatar University

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

Здесь мы представляем протокол создания модели пульпитиса у мышей ЯМРИ (Военно-медицинский исследовательский институт). Кроме того, описаны шаги по изготовлению зажима для втягивания челюсти и подготовки слайдов для гистологии челюсти животного. Следуя стандартному протоколу, можно избежать различий в методологии и результатах.

Аннотация

Мыши Военно-медицинского исследовательского института (NMRI) ранее не были сообщены за создание модели воспаления зубной пульпы. В этом протоколе мы представляем модель на животных с использованием мышей с ЯМРТ и предоставляем подробные гистологические процедуры для модели пульпита для обеспечения воспроизводимости. Мы включили 70 мышей ЯМРТ, случайным образом распределенных в две группы: группу A (n=35), где пульпит вызван только воздействием пульпы, и группу B (n=35), которая получила контакт с применением Zymosan. После обнажения правого верхнечелюстного моляра на пульпе животных приносили в жертву с определёнными временными интервалами (0, 6, 9, 12, 24, 48 и 72 часа). Верхнечелюстная челюсть была получена для гистологического и количественного гистоморфологического анализа. В гистологическом анализе для обеих групп наблюдалось временно-зависимое постепенное увеличение воспаления. Обе животные модели позволяли изучать воспаление до 72 часов. Техника, представленная в этой статье, воспроизводимая и поможет стандартизировать гистологическое исследование пульфита.

Введение

Для изученияпульпитов 1,2,3,4 использовались различные модели животных. Среди них модели мышей на основе C57BL/6 и BALB/c представлены исключительно в исследованияхпульпитизма 5,6,7,8. Оба являются инбредными и имеют строгие требования к разведению 7,9. Мыши ЯМРС, используемые в текущем протоколе, являются аутбридингом и обладают множеством преимуществ по сравнению с инбридными штаммами. У него низкие затраты на установку и обслуживание. Высокая размножаемость, лучшая иммунитет и низкая смертность приводят к более раннему и более быстрому обменуколоний 10. Поэтому это логистически и финансово болеецелесообразно 11. Кроме того, наши результаты показывают, что профиль воспаления пульпы, вырабатываемый в этой модели, схож с ранее описанными моделями на инбридныхмышах 5,6,8. Кроме того, мыши с ЯМР способны выдерживать воздействие целпулозы Зимосана до 72 часов, развивая наблюдаемый профиль заболевания. Это жизнеспособная альтернатива другим инбридным штаммам для изученияпульпитиса 12.

Зимосан — это экстракт клеточной стенки Saccharomyces cerevisiae , который в основном состоит из хитина, маннанов, маннопротеинов и ß-глюканов13. Zymosan и Candida albicans имеют схожую структуру клеточной стенки и обнаруживаются врожденным иммунитетом хозяина с помощью C-типа лектина, рецептора распознавания патогенов,Dectin-1 14. Дектин-1 в основном экспрессируется дендритными клетками и макрофагами. Он обнаруживает ß-глюканы у грибковых патогенов и использует путь Syk/CARD9 для формирования воспалительныхмедиаторов 15. Таким образом, Zymosan является жизнеспособной альтернативой для изучения влияния воздействия C. albicans на болезнь пульпы вместо использованияорганизма 16. Это подтверждается нашими ранее опубликованными результатами, которые показывают раннее обнаружение транскриптов Dectin-1 в пульпе, воздействованной Zymosan. Аналогично, были обнаружены макрофаги, экспрессирующие Dectin-1, CD68+ve12.

Гистологические методы, описанные в предыдущих публикациях, часто недостаточны для начинающих исследователей с уверенностью. В результате происходят обширные методы проб и ошибок, что приводит к ненужным потерям животных при оптимизации гистологических процедур. Текущий протокол стандартизирует технику подготовки слайдов и успешно применяется ккрысам 17. Здесь подробно описаны все основные этапы модели пульпита, включая воспроизводимый метод втягивания челюсти, индукцию пульпита за счёт экспозиции пульпы, индукцию воспаления пульпы с помощью Зимосана и последующий гистологический анализ.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Текущее исследование на животных было разработано в соответствии с рекомендациями ARRIVE. Институциональный обзорный совет по исследованиям и этике животных Университета медицинских наук Доу одобрил это исследование на животных (Письмо No AR. IRB-06/DUHS/Одобрение/2016/05). В протокол было включено в общей сложности 70 мышей с ЯМР. Животные были получены в Центральном доме для животных Института Доу по передовым биологическим и животным исследованиям. Размер выборки этого протокола основан на предыдущемисследовании 8.

1. Животные

ПРИМЕЧАНИЕ: Отобранные для исследования животные весили 26-30 г и содержались в стандартных клетках при следующих условиях: температура ±21 °C, относительная влажность ±55%, соотношение света и темноты 12 часов с свободно доступной фильтрованной водой и стандартным кормом (обычный корм). Регулярно следили за признаками агрессии, дискомфорта или раздражения. Диклофенак натрия (200 мкл подкожно, 25 мг/мл) применялся при возникновении боли или дискомфорта. Им разрешали акклиматизироваться в течение двух недель перед началом экспериментов. В клетках с соответствующими этикетками содержались по десять животных. Для идентификации животных на хвосте наносили маркер.

  1. Случайным образом разделите животных (n=70) на две группы: Группа A (n=35), Группа B (n=35).
  2. В группе A вызывают пульпит только за счёт экспозиции пульпы (см. шаги 4.1.1–4.1.9).
  3. Для животных группы B наносят раствор Зимосана поверх открытой пульпы (см. шаги 4.2.1 — 4.2.3).

2. Раствор Зимосана

  1. Следуйте ранее опубликованному методу приготовления раствора Zymosan, описанном ниже18.
  2. Используйте фосфатно-буферный физиологический раствор (PBS) для получения раствора 1 мг/мл из 1 мл Зимосана.
  3. Автоклавировать раствор при 121 °C в течение 15 минут.
  4. Дайте раствору остыть до комнатной температуры в течение 1 часа.
  5. Центрифугуйте раствор при 4 °C и 300 x g в течение 10 минут.
  6. Сбросьте супернатант и трижды промой гранулу повторным центрифугированием с ледяной стерильной PBS.
  7. Храните раствор при 4 °C до дальнейшего использования.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Раствор должен быть использован в течение 30 дней, после чего он может быть выброшен.

3. Зажим для втягивания челюсти

  1. Используйте ортодонтическую проволоку из нержавеющей стали толщиной 0,7 мм, чтобы сделать зажим для втягивания челюсти.
  2. Возьмите проволоку длиной 100 мм и сделайте петлю диаметром 5 мм в центре.
  3. Поверните обе части проволоки на 5 мм от петли и всего на 15 мм под прямым углом без резких изгибов.
  4. На расстоянии 25 мм от поворота сделайте выемку и поверните оставшийся конец наружу. Используйте рисунок 1A для ориентира.

4. Животная модель

  1. Группа A (n = 35)
    1. Анестезия животных с помощью внутрибрюшинной инъекции 0,1 мл/20 г коктейля кетамин-ксилазин (87,5 мг/кг кетамина + 12,5 мг/кг ксилазин).
    2. Для всех процедур используйте стереомикроскоп с наклоном длинной руки с 10-кратным наклоном (рисунок 1B). Поставьте наклонную руку так, чтобы было прямое видение на втянутые верхнечелюстные зубы животного. (Рисунок 1C)
    3. Сожмите зажим и разместите вырезанную часть между верхнечелюстным и нижнечелюстным резцами по обе стороны от зажимки.
    4. После освобождения клипса закрепите его концы с помощью скотча (рисунок 1C).
    5. Используйте зубной пинцет, чтобы расширить щёки животного неработающей рукой. (Рисунок 1D,E).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Избегайте чрезмерного давления. Травма от пинцета может привести к смертельной кровотечению и гибели животного.
    6. Используйте круглый карбидный бур размером #1/4 с низкоскоростной нагрузкой E-типа в электрическом микромоторе с увеличением в 10 раз до половины глубины в центре правого верхневерхнего моляра, чтобы получить полость класса 1. В этот момент может быть видна тень пульпы (рисунок 1D,E).
    7. Проведите бур плавно, медленно и размахивающим движением. Используйте электромотор для регулирования оборотов.
    8. Используйте эндодонтический файл K-типа No15 для открытия пульпы (рисунок 2B).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Использование эндодонтического ручного инструмента #15 должно быть чрезвычайно аккуратным, иначе возникнет перфорация фуркации, которая станет заметна только после подготовки гистологических слайдов. Диаметр круглого карбидного бура #1/4 составляет 0,25 мм, а напильник типа #15K — 0,15 мм в ширину. Таким образом, размер экспозиции в пульпу будет 0,15 мм (рисунок 2C).
    9. Оставьте открытую пульпу для индуцирования пульфита
  2. Группа B (n = 35)
    1. Повторите все шаги, приведённые на шаге 4.1, добавив следующее.
    2. Используйте микропипетку (0,2–2 мкл), чтобы нанести 0,2 мкл ранее приготовленного раствора Зимосана поверх открытой пульпы.
      ПРИМЕЧАНИЕ: При подаче раствора Зимосана необходимо проявлять осторожность. Непреднамеренное выливание раствора в ротовую полость может привести к гибели животного. Поэтому марля используется для драпировки зуба, чтобы избыток раствора Зимосана впитывался марлей (рисунок 2D).
    3. Оставьте обработанную мякоту открытой для индуцирования пульпита раствором Zymosan.

5. Подготовка образца

  1. Принесите в жертву пять животных из каждой группы на 0, 6, 9, 12, 24, 48 и 72 часа с помощью вдыхания углекислогогаза 19.
  2. Используйте камеру для эвтаназии объёмом 7,25 л.
  3. Не заряжайте камеруCO2 заранее.
  4. Поместите животных прямо в камеру.
  5. Добавьте 100%CO2 со скоростью заполнения от 30 до 70 % от объёма патронника в минуту.
  6. Держите расходCO2 на уровне 5 л/мин.
  7. ПрогрейтеCO2 и оставьте его смешаться с воздухом в камере.
  8. Наблюдайте за животными на предмет признаков потери сознания в течение 23 минут.
  9. Следите за животными на предмет прекращения дыхания и серого цвета глаз.
  10. Поддерживайте потокCO2 не менее одной минуты после прекращения дыхания.
  11. Подтвердите смерть животных перед тем, как вывести их из камеры. Убедитесь, что нет дыхания и глаза выглядят бледными.
  12. Сразу после эвтаназии отделяйте головы животных.
  13. Используйте необработанный первый моляр верхней челюсти левой стороны животного, принесённого в жертву на 0 часа, в качестве контроля.
  14. Используйте 10% буферизованный формалин в соответствующим образом маркированных конических трубках объёмом 15 мл для хранения челюстных челюстей в течение 2 дней.

6. Гистология

  1. Декальцифицируйте фиксированные челюсти в 10% муравьиной кислоте в течение 3 дней.
    ПРИМЕЧАНИЕ: После третьего дня проверьте, может ли хирургическое лезвие разрезать челюсть. Если он всё ещё недостаточно мягкий, снова погрузите её в 10% муравьиную кислоту и ежедневно проверяйте, пока не сможете разрезать хирургическим лезвием.
  2. Режьте челюсть лезвием No22. Сделайте разрез параллельно окклюзионной плоскости вдоль сагиттальной плоскости, держа лезвие непосредственно на небной стороне небных бугорков верхнечелюстных моляров (рисунок 3A).
  3. Отметьте окклюзионную поверхность всех зубов индийскими чернилами.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Эта маркировка поможет распознать окклюзионную поверхность во время сечения (рисунок 3B).
  4. Встраивайте секционный челюсть в парафиновый воск в корпус формы из нержавеющей стали, положив её плоско к основанию формы, а разрезанная поверхность обращена к основанию.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Вложение таким образом гарантирует, что срезаная поверхность сначала входит в микротом, правильная ориентация образца и что сагиттальные сечения получаются, как показано на рисунке 3E.
  5. Удалите кассету с встроенной челюстью из базовой формы и поместите её в микротом.
  6. Сделайте сагиттальные секции толщиной 3 мкм и разместите их на чистом, заряженном микроскопическом стекле (рисунок 3C).
  7. Наблюдайте за неокрашенными стеклами под составным микроскопом.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Продолжайте наблюдать за разрезанными участками, пока полость не станет видна на окклюзионной поверхности. Если срезы правильно выполнены вдоль сагиттальной плоскости вдоль длинной оси верхней челюсти первого моляра, можно наблюдать, что всё пространство пульпы показывает один или два корня и камеру целлюлозы (рисунок 3E). С этого момента теоретически можно сделать 50 слайдов из одного участка, так как размер экспозиции составляет 0,15 мм. (3 мкм = 0,003 мм, 0,003 x 50 = 0,15)
  8. Выполните стандартные этапы окрашивания гематоксилином и эозином для выбранных шлей, показывающих один или два корня, а также всю камеру целпулозы.
  9. Посмотрите на окрашенные стекла под составным микроскопом.
  10. Выберите пять лучших слайдов по каждому временному интервалу, которые позволят наблюдать максимальное пространство массы.

7. Статистический анализ

  1. Проводите статистический анализ с использованием стандартного статистического программного обеспечения.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для количественного гистоморфологического анализа наблюдаемые слайды из каждого временного интервала оценивались по ранее опубликованному критерию (Таблица 1)8. Для сравнения баллов с разными временными интервалами использовался тест Крускаля-Уоллиса с коррекцией Бонферрони при p=0,0018. Тест Манна-Уитни U использовался при p ≤ 0,05 для сравнения групп A и B. Все сравнения проводились с использованием стандартного статистического программного обеспечения.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

В этом протоколе мы представляем подробную пошаговую процедуру для двух животных моделей воспаления зубной пульпы у мышей ЯМРТ, а также соответствующие гистологические методы. Использование соответствующего оборудования крайне важно для успешной реализации протокола. В этом отношении наиболее важным оборудованием является стереомикроскоп с длинным рычагом с наклоном 10x. Подготовка резонатора класса 1 проводилась с использованием электромикромотора примерно на треть максимальной скорости...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Текущий протокол впервые в опубликованной литературе представляет разработку модели зубной травмы типа 3 (необратимый пульпит) у мышей с ЯМР. Также подробно описывается гистологический анализ воспаления пульпы, вызванного Зимосаном, и приводится воспроизводимый метод получения гистологических слайдов из челюстей животных.

В соответствии с этим протоколом была разработана модель зубной травмы типа 3 на мышах с ЯМР. Предыдущие исследования проводились на крысах,...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

У авторов нет конфликта интересов, которые можно было бы заявлять.

Благодарности

Исследование финансировалось самостоятельно. Авторы выражают признательность г-ну Мухаммаду Адилу из кафедры гистологии Университета медицинских наук Доу в области гистологии.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Основная формаHisto-line Laboratories, ИталияR4166C2:D23Для вложения образца в парафин
Карбидный бур #1/4 патронаСредний Запад, Уичита-Фолс, Техас389101
Составный микроскоп Motic BA310Motic Inc. Co. Ltd, Гонконгhttps://moticmicroscopes.com/products/ba310e
Диклофенак натрия 25 мг/млIndus Pharma (DYCLO)https://sahar.ph/product/dyclo-diclofenac-sodium-25-mg-ml-im-iv/200µ L подкожно
Короткоскоростная ручка E Rose201-M4Быть Фошань, Китайhttps://www.beingfoshan.com/en/h-pd-353.html
Встраивание кассеты Histo-line Laboratories, ИталияR4004
Палата эвтаназииConductScience, Иллинойс, СШАCS-EUTH2AЁмкость 7,25 литра для мышей и крыс [до 500 г]
Трубки Falcon 15 млГнездо188271
Формалин Sigma-Aldrich, Сент-Луис, Миссури, США158127buffered 
Муравиная кислота BDH Laboratory Supplies в Пуле, Англия  2842810%
Гомогенизатор Омни Миксер Гомогенизатор, Omni International, Джорджия, СШАhttps://omni-inc.com/high-shear-lab-homogenizers/omni-th-0-2ml-100ml/omni-tissue-homogenizer-th
India InkSigma-Aldrich, Сент-Луис, Миссури, США198285
Эндодонтический файл типа K номер 15Мани, Японияhttps://www.mani.co.jp/en/product/dental_01.html
Коктейль кетамина и ксилазинаBrookes Pharma Pvt Ltd / Mylab (Pvt.) Ltd.87,5 мг/кг кетамина + 12,5 мг/кг ксилазина
Микротом HM 315 RМикром, Германия901100
Микромоторный марафон-IIIBT-Marathon, Saeyang Microtech Co., Ltd. Кореяhttps://www.saeyang.com/theme/basic/sub/product/view.php?it_id=1752202111Используйте на 1/3 максимальной скорости
Микропипетка 0.2-2 и микро; L Жильсон, Францияhttps://www.gilson.com/default/
pipetman-p2-0-2-2-micro-l-metal
-ejector.html?srsltid=AfmBOoobE
0iSWY_902ZHGZ7AoJ6wzN5PI
0H4V4vkxHQgK1mq7Wg2kkbS		0.2-2 и микро; L 
Фосфатный буферный физиологический раствор  Sigma-Aldrich, Сент-Луис, Миссури, СШАP4417
Статистический пакет для социальных наукIBM, Армонк, Нью-ЙоркSPSS для Mac версии 23.0   
Светодиод стереомикроскопа BMK-3Мэйдзи техно, Японияhttps://meijitechno.com/product/bmk-3-led-stereo-microscope/
Хирургическое лезвие No 22Хирургическое лезвие Feather, Feather Safety Razor Co Ltd., Осака, ЯпонияФейсбук. 12
Зимосан АSigma-Aldrich, Сент-Луис, Миссури, СШАКат-номер Z42501 мг/мл из 1 мл Зимосана

Ссылки

  1. Haddad, M., Lefranc, G., Aftimos, G. Local application of IGF1 on dental pulp mechanically exposed; in vivo study on rabbit. Bull Group Int Rech Sci Stomatol Odontol. 45 (1), 12-17 (2003).
  2. Huang, J., et al. Dynamic Regulation of Delta-Opioid Receptor in Rat Trigeminal Ganglion Neurons by Lipopolysaccharide-induced Acute Pulpitis. J Endod. 41 (12), 2014-2020 (2015).
  3. Shahravan, A., Ghoddusi, J., Eslami, B., Rategar, A. F. A histopathological study of the pulp of dogs' teeth after induction of experimental pulp inflammation for different periods of time. J Microsc. 237 (2), 119-121 (2010).
  4. Siddiqui, Y. D., et al. Resolvin D2 Induces Resolution of Periapical Inflammation and Promotes Healing of Periapical Lesions in Rat Periapical Periodontitis. Front Immunol. 10, 307(2019).
  5. Mutoh, N., Tani-Ishii, N., Tsukinoki, K., Chieda, K., Watanabe, K. Expression of toll-like receptor 2 and 4 in dental pulp. J Endod. 33 (10), 1183-1186 (2007).
  6. Mutoh, N., Watabe, H., Chieda, K., Tani-Ishii, N. Expression of Toll-like receptor 2 and 4 in inflamed pulp in severe combined immunodeficiency mice. J Endod. 35 (7), 975-980 (2009).
  7. Sasaki, H., et al. Endodontic Infection-induced Inflammation Resembling Osteomyelitis of the Jaws in Toll-like Receptor 2/Interleukin 10 Double-knockout Mice. J Endod. 45 (2), 181-188 (2019).
  8. He, Y., et al. Pulpal Tissue Inflammatory Reactions after Experimental Pulpal Exposure in Mice. J Endod. 43 (1), 90-95 (2017).
  9. Patidar, A., et al. Barley beta-Glucan and Zymosan induce Dectin-1 and Toll-like receptor 2 co-localization and anti-leishmanial immune response in Leishmania donovani-infected BALB/c mice. Scand J Immunol. 92 (6), e12952(2020).
  10. Tuttle, A. H., Philip, V. M., Chesler, E. J., Mogil, J. S. Comparing phenotypic variation between inbred and outbred mice. Nat Methods. 15 (12), 994-996 (2018).
  11. Zhang, W., et al. Genome-Wide Association Mapping of Quantitative Traits in Outbred Mice. G3 Genes|Genomes|Genetics. 2 (2), 167-174 (2012).
  12. Hasan, A., et al. Expression of Toll-like receptor 2, Dectin-1, and Osteopontin in murine model of pulpitis. Clini Oral Investig. 27 (3), 1177-1192 (2023).
  13. Rogers, N. C., et al. Syk-dependent cytokine induction by Dectin-1 reveals a novel pattern recognition pathway for C-type lectins. Immun. 22 (4), 507-517 (2005).
  14. Ruiz-Herrera, J., Elorza, M. V., Valentin, E., Sentandreu, R. Molecular organization of the cell wall of Candida albicans and its relation to pathogenicity. FEMS Yeast Res. 6 (1), 14-29 (2006).
  15. Takeuchi, O., Akira, S. Pattern recognition receptors and inflammation. Cell. 140 (6), 805-820 (2010).
  16. Peters, B. M., Noverr, M. C. Candida albicans-Staphylococcus aureus Polymicrobial Peritonitis Modulates Host Innate Immunity. Infect Immun. 81 (6), 2178-2189 (2013).
  17. Niazi, F. H., et al. Dentin-Pulp Complex Response in Molars of Rats after Occlusal and Cervical Restorations with Conventional Glass Ionomer Cement and Nano-Hydroxyapatite Silica Glass Ionomer Cement. Appl Sci. 13 (5), 3156(2023).
  18. Erdo, F., Torok, K., Aranyi, P., Szekely, J. I. A new assay for antiphlogistic activity: zymosan-induced mouse ear inflammation. Agents Actions. 39 (3-4), 137-142 (1993).
  19. Underwood, W., Raymond, A. AVMA guidelines for the euthanasia of animals. , 2020 edition, (2020).
  20. Bernardino, ÍdM., Farias, ÍdL., Cardoso, A., Xavier, A., Cavalcanti, A. Use of Animal models in Experimental Research in Dentistry in Brazil. Pesqui Bras Odontopediatria Clin Integr. 14 (1), 17-21 (2014).
  21. Alzarea, B. Selection of Animal Models in Dentistry: State of Art Review Article. J Anim Vet Adv. 13 (18), 1080-1085 (2014).
  22. Hasan, A., et al. A novel experimental model to investigate fungal involvement shows expression of Dectin-1 in periapical lesion pathogenesis. J Oral Rehab. 50 (10), 1043-1057 (2023).
  23. Song, M., et al. Development of a Direct Pulp-capping Model for the Evaluation of Pulpal Wound Healing and Reparative Dentin Formation in Mice. J Vis Exp. (119), e54973(2017).
  24. Balto, K., White, R., Mueller, R., Stashenko, P. A mouse model of inflammatory root resorption induced by pulpal infection. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod. 93 (4), 461-468 (2002).
  25. De Rossi, A., Rocha, L. B., Rossi, M. A. Interleukin-10, Intercellular adhesion molecule-1, and chemokine receptor 5, but not interleukin-4, attenuate the development of periapical lesions. J Endod. 34 (1), 31-38 (2008).
  26. da Silva, R. A., Ferreira, P. D., De Rossi, A., Nelson-Filho, P., Silva, L. A. Toll-like receptor 2 knockout mice showed increased periapical lesion size and osteoclast number. J Endod. 38 (6), 803-813 (2012).
  27. Kawashima, N., Stashenko, P. Expression of bone-resorptive and regulatory cytokines in murine periapical inflammation. Arch Oral Biol. 44 (1), 55-66 (1999).
  28. Balto, K., Müller, R., Carrington, D. C., Dobeck, J., Stashenko, P. Quantification of periapical bone destruction in mice by micro-computed tomography. J Dent Res. 79 (1), 35-40 (2000).
  29. Ramirez, I., et al. Is dental pulp inflammation capable of causing central inflammation, behavioral, and sensory alterations? A pre-clinical study. Arch Oral Biol. 177, 106320(2025).
  30. Li, J. G., et al. Melatonin attenuates inflammation of acute pulpitis subjected to dental pulp injury. Am J Transl Res. 7 (1), 66-78 (2015).
  31. Shi, X., Li, Z., He, Y., Jiang, Q., Yang, X. Effect of different dental burs for experimental induction of pulpitis in mice. Arch Oral Biol. 83, 252-257 (2017).
  32. Kim, S., Lee, S., Jung, H. S., Kim, S. Y., Kim, E. Development of a mouse model for pulp-dentin complex regeneration research: a preliminary study. Restor Dent Endod. 44 (2), e20(2019).
  33. Mohaved, S. B., et al. Apical periodontitis-induced mechanical allodynia: A mouse model to study infection-induced chronic pain conditions. Molecular Pain. 16, 1744806919900725(2020).
  34. Chung, M. K., Lee, J., Duraes, G., Ro, J. Y. Lipopolysaccharide-induced pulpitis up-regulates TRPV1 in trigeminal ganglia. J Dent Res. 90 (9), 1103-1107 (2011).
  35. Tang, Y., Yu, C., Li, F., Wang, H., Ye, L. Establishment of a Murine Pulp Exposure Model with a Novel Mouth-Gag for Pulpitis Research. J Vis Exp. (200), (2023).
  36. Xiao, Z., Xu, M., Lan, L., Xu, K., Zhang, Y. R. Activation of the P2X7 receptor in the dental pulp tissue contributes to the pain in rats with acute pulpitis. Mol Pain. 18, 17448069221106844(2022).
  37. Gantner, B. N., Simmons, R. M., Canavera, S. J., Akira, S., Underhill, D. M. Collaborative induction of inflammatory responses by dectin-1 and Toll-like receptor 2. J Exp Med. 197 (9), 1107-1117 (2003).
  38. Monroe, L. L., et al. Zymosan-Induced Peritonitis: Effects on Cardiac Function, Temperature Regulation, Translocation of Bacteria, and Role of Dectin-1. Shock. 46 (6), 723-730 (2016).
  39. Olynych, T. J., Jakeman, D. L., Marshall, J. S. Fungal zymosan induces leukotriene production by human mast cells through a dectin-1-dependent mechanism. J Allergy Clin Immunol. 118 (4), 837-843 (2006).
  40. Rosenzweig, H. L., Clowers, J. S., Nunez, G., Rosenbaum, J. T., Davey, M. P. Dectin-1 and NOD2 mediate cathepsin activation in zymosan-induced arthritis in mice. Inflamm Res. 60 (7), 705-714 (2011).
  41. Chattipakorn, S. C., Sigurdsson, A., Light, A. R., Narhi, M., Maixner, W. Trigeminal c-Fos expression and behavioral responses to pulpal inflammation in ferrets. Pain. 99 (1-2), 61-69 (2002).
  42. Kawanishi, H. N., Kawashima, N., Suzuki, N., Suda, H., Takagi, M. Effects of an inducible nitric oxide synthase inhibitor on experimentally induced rat pulpitis. Eur J Oral Sci. 112 (4), 332-337 (2004).
  43. Kawashima, N., Nakano-Kawanishi, H., Suzuki, N., Takagi, M., Suda, H. Effect of NOS inhibitor on cytokine and COX2 expression in rat pulpitis. J Dent Res. 84 (8), 762-767 (2005).
  44. Li, M., et al. Histology-based profile of inflammatory mediators in experimentally induced pulpitis in a rat model: screening for possible biomarkers. Int Endod J. 54 (8), 1328-1341 (2021).
  45. Rutherford, R. B., Gu, K. Treatment of inflamed ferret dental pulps with recombinant bone morphogenetic protein-7. Eur J Oral Sci. 108 (3), 202-206 (2000).
  46. Renard, E., et al. Immune Cells and Molecular Networks in Experimentally Induced Pulpitis. J Dent Res. 95 (2), 196-205 (2015).
  47. Cleaton-Jones, P., Duggal, M., Parak, R., Williams, S., Setzer, S. Pulpitis induction in baboon primary teeth using carious dentine or Streptococcus mutans. Sadj. 59 (3), 119-122 (2004).
  48. Eba, H., et al. The anti-inflammatory effects of matrix metalloproteinase-3 on irreversible pulpitis of mature erupted teeth. PLoS One. 7 (12), e52523(2012).
  49. Fuks, A. B., Jones, P. C., Michaeli, Y., Bimstein, E. Pulp response to collagen and glutaraldehyde in pulpotomized primary teeth of baboons. Pediatr Dent. 13 (3), 142-150 (1991).
  50. Oliveira, L. A., Barbosa, S. V. The reaction of dental pulp to Escherichia coli lipopolysaccharide and Enterococcus faecalis lipoteichoic acid. Braz J Microbiol. 34 (2), 179-181 (2003).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

NMRI
Видео скоро будет доступно

Похожие статьи