Summary
Modelos de progresión de la enfermedad espontánea carcinoma metastásico de células renales (CCR) pueden ser utilizados para la evaluación de los tratamientos en un entorno clínicamente relevante. Este protocolo demuestra diferentes procedimientos para la implantación de células tumorales de riñón ortotópico, nefrectomía adecuado, y finalmente describe una guía para la necropsia de puntuación visual y bioluminiscente de carga metastásica y la localización.
Abstract
Uno de los retos clave para la mejora de las pruebas de nuevas terapias experimentales en el carcinoma de células renales (CCR) es el desarrollo de modelos que fielmente recapitula progresión de la enfermedad metastásica temprana y tardía etapa. Modelos típicos implantación del tumor utilizan la implantación del tumor primario ectópico o ortotópico, pero pocos incluyen la enfermedad metastásica espontánea sistémica que imita el entorno clínico. Este protocolo describe los pasos clave para el desarrollo de la progresión de la enfermedad RCC en escena similar a los pacientes. En primer lugar, se utiliza un ratón línea celular de tumor altamente metastásica en un modelo singénico para mostrar la implantación de células del tumor ortotópico. Los métodos incluyen la implantación superficial e interna en el espacio subcapsular con células combinadas con Matrigel para evitar fugas y la propagación temprana. Siguiente que describe los procedimientos para la escisión de portador de un tumor de riñón (nefrectomía), con cuidado de ratón pre-y post-quirúrgico crítico. Por último, se describen los pasos necesarios para controlar y evaluarmicro y macro-evolución de la enfermedad metastásica, incluyendo imágenes bioluminiscentes, así proporciona una guía visual necropsia detallada para anotar distribución de la enfermedad sistémica. El objetivo de esta descripción del protocolo es facilitar el uso generalizado de los modelos CCR metastásico clínicamente relevantes para mejorar el valor predictivo de la futura prueba terapéutica.
Introduction
La causa principal de mortalidad en pacientes con carcinoma de células renales (RCC) es la enfermedad metastásica sistémica que se produce normalmente después de la extracción quirúrgica de un tumor primario de crecimiento en el riñón. Sin embargo, muy pocos modelos tumorales preclínicos que evaluaron terapéutica experimental en ratones incluyen la enfermedad metastásica, y menos aún recapitulan fielmente las etapas clínicas de crecimiento localizado, la cirugía, y el inicio de micro-metástasis espontánea y progresión 1-3. Esta brecha en la prueba se ha convertido cada vez más importante en la evaluación de nuevas terapias como a veces sorprendentes efectos antitumorales observados en modelos animales no siempre se tradujo en un éxito similar tratamiento de los pacientes 4. Estas diferencias en los resultados pueden deberse a eficacias de drogas diferenciales entre modelos de tumores localizados ectópicos o ortotópico primarios y la fase tardía de la enfermedad metastásica 5-7. En el caso de RCC, sólo unos pocos estudios han empleado establecieron unNimal protocolos que incluyen la enfermedad recurrente espontánea que imita los pacientes que típicamente han tenido riñones con tumores en su totalidad o parcialmente removidos 2,3. Las razones de esta escasez de pruebas de modelo de ratón varían. En primer lugar, es el alto costo de los animales y la variabilidad inherente de la selección de las células tumorales y el potencial metastásico. Por ejemplo, las líneas celulares de riñón humano tienden a hacer metástasis raramente, y deben ser seleccionados a través de múltiples rondas de implantación primaria ortotópico metastásico y selección para derivar las variantes que difunden de manera consistente y forman lesiones a distancia (véase la descripción de una línea celular tal derivación humana 8-10) . Por el contrario, las células de ratón en modelos inmunocompetentes tienden a comportarse de manera agresiva, y los números bajos de células deben ser inyectados con matrigel para reducir la diseminación sistémica inmediata 3. En segundo lugar, las dificultades técnicas para la realización de la implantación adecuada, la resección quirúrgica (nefrectomía), y el seguimiento (y cuantificar) metastati espontáneac del crecimiento puede ser un reto y varias variables críticas que plantearse cuando se emplea esta técnica (véase la discusión para más detalles). El objetivo de este protocolo es describir los pasos esenciales (así como los peligros potenciales) de la implantación ortotópica, la resección (nefrectomía), y el seguimiento de la enfermedad CCR metastásico espontánea y ofrecer una guía para estandarizada (y más extendido) utilizar los laboratorios científicos que evalúan la eficacia de la terapéutica experimental.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Ortotópico tumor de riñón Implantación
- Cultivo Celular
- Antes de la implantación ortotópica, crecer células de ratón RENCA LUC como una monocapa a 75% de confluencia.
- Después de tripsinización y resuspensión en 5% de FBS que contiene los medios de comunicación, centrifugar las células a 1000 rpm, 4 º C durante 5 min, repetir 3 veces para lavar en PBS. A continuación, volver a suspender las células en medio libre de suero a una concentración de 5 x 10 4 RENCA LUC / 5 medios libres de suero l.
Nota: En función de la variante o línea celular utilizada, las células pueden ser resuspendidas en una proporción de matrigel y medio libre de suero 1:01 para frenar el crecimiento de células de ratón altamente agresivo y difusión después de la implantación.
- La cirugía y la implantación de células
Nota: Todos los estudios con animales descritos en el mismo, incluyendo el mantenimiento y la determinación de los criterios de valoración experimentales, se llevaron a cabo de acuerdo con un Comité de Cuidado de Animales y el empleo Institucional (IACUC) protocol aprobado por el Instituto del Cáncer Roswell Park.- Anestesie un ratón Balb / c usando isoflurano (2-3%). Una pizca de pie y comprobar si el reflejo de asegurar una buena anestesia. Aplique un ungüento veterinario para los ojos para evitar que se sequen. Coloque el ratón en decúbito lateral derecho y afeitar lado izquierdo entre proa y de las extremidades posteriores. Aplicar el alcohol y yodo a lo largo de área lumbar dorsal para preparar asépticamente área para la incisión.
- Utilice tijeras quirúrgicas para iniciar una incisión en la piel 1 cm en una dirección longitudinal entre la última costilla y la articulación de la cadera. Aflojar tejido conectivo debajo de la piel utilizando una tijera disección roma. Con unas tijeras quirúrgicas para hacer una incisión de 0,5 cm en una dirección longitudinal en la pared abdominal. Utilice pinzas curvas para empujar suavemente hacia abajo alrededor de la herida abierta - esto exteriorizar el riñón y permitir la inmovilización suave de órgano antes de la inyección.
- Cargue la jeringa Hamilton con 5 l de la mezcla de células preparado. Para implan sub-capsularestaciones, dos métodos de implantación pueden ser empleados:
- Superficie: En paralelo a los riñones, la aguja de inserción longitudinalmente orientado bajo la cápsula renal (pero por encima del parénquima) con el borde biselado hacia arriba. Una vez que la aguja está en su lugar, se inyecta todas las células, hasta las formas pequeñas burbujas blancas. Quite lentamente la aguja de la cápsula y secar de inmediato sobre la inyección con un algodón con punta de aplicador estéril para absorber cualquier fuga y prevenir la difusión celular.
- Interna: Con borde biselado y hasta comenzando desde el lado opuesto de riñón para sitio de implantación final, insertar la aguja a través del interior de riñón hasta que la aguja es visible (pero no la punción) el espacio subcapsular. Inyectar todas las células hasta que se forme burbujas blancas y lugar de la inyección hisopo para evitar cualquier fuga.
- Regresar suavemente el riñón a la cavidad del cuerpo. Cierre de la pared corporal abdominal utilizando sutura absorbible 5-0 Vicryl. Una vez terminado, tire de la capa de la piel juntos y colocar 2-3 wound clips. Asegurar clips son firmes y uniformemente espaciadas para asegurar que no la exposición de la herida. Antes de la recuperación de administrar 500 l de NaCl al 0,9% y 100 l de buprenorfina (0,01 mg / ml) por vía subcutánea utilizando una aguja de 25. Monitorear rutinariamente la colocación y la estabilidad clip, y quitar después de 10 días.
2. Nefrectomía / Extirpación de Primaria
- Siga el protocolo idéntico para anestesia ratón, inmovilización, incisión, y la exposición de los riñones, como se describe en las secciones 1.2.1 y 1.2.2 (arriba).
- Utilice un segundo par de pinzas para aislar el riñón mediante la eliminación suavemente el tejido graso de conexión desde el extremo caudal y la glándula suprarrenal desde el extremo craneal del riñón. Mientras sujeta suavemente el riñón, el uso de sutura absorbible 5-0 Vicryl para hacer un doble nudo alrededor del uréter, la arteria renal y la vena. Poco a poco seguro y luego se corta por encima del nudo para extraer el riñón. Si cualquier señal de inmediato la pérdida de sangre, o se corre el riesgo de retención insuficientede sutura en el uréter, la arteria y la vena, a continuación, utilizar cauterizador en lugar de tijeras para cortar por encima de nudo.
- Una vez que se elimina el riñón, revise cuidadosamente cualquier sangrado de la arteria atada y use cauterizador si es necesario. Cierre de la pared abdominal del cuerpo usando Vicryl 5-0. Tire de la capa de la piel juntos y colocar 2-3 grapas para heridas tras mismas precauciones como se describe en 1.2.4. Seguir de cerca los animales todos los días después de la cirugía para detectar signos de malestar, sangrado o movilidad reducida. Siga las directrices del centro para animales de manera segura.
3. Monitoreo metastásico Progresión y localización en el punto final
- Cuantificación de la enfermedad metastásica: monitoreo bioluminiscente
- Ver metodología descrita previamente en JOVE para el seguimiento de metástasis utilizando células transfectadas con luciferasa y se cuantifica utilizando el sistema de imágenes de Xenogen IVIS 11,12.
- Guía visual necropsia para la evaluación comparativa de la distribución metastásicación
- Sacrificar animales de acuerdo a las directrices institucionales que utilizan criterios de valoración que incluyen signos de sufrimiento, dificultad para respirar, pérdida de peso, etc
Nota: estrecha vigilancia de los animales es fundamental, ya la progresión metastásica espontáneo puede ser muy variable y rápida. - Utilice tijeras quirúrgicas para iniciar una incisión por encima de la uretra, que continúa hasta la cavidad torácica a la mandíbula inferior. Con unas tijeras de extremos romos para separar la piel del músculo de la pared abdominal.
- Iniciar incisiones a lo largo de los brazos y las piernas. Pelar la piel de distancia. Examine de cerca la fascia de la piel y la pared abdominal de los nódulos, entonces los ganglios linfáticos superficiales: inguinal, braquial, axilar y cervical superficial.
- Hacer una incisión en la pared abdominal y cortar a lo largo de los lados laterales izquierdo y derecho hasta el diafragma. Con un corte horizontal quitar la parte frontal de la pared abdominal para desnudar las vísceras.
- Examine la apariencia tranquila de las vísceras fo gravemente tumores notables. También tenga en cuenta el contenido del estómago y los intestinos; si están vacíos, el ratón puede no haber sido capaz de comer. Si el contenido es oscuro, esto puede indicar evidencia de hemorragia gastrointestinal superior / inferior.
- Visualmente la puntuación de cada órgano de la presencia o ausencia de tumor, la asignación de una puntuación total de cada grupo de ratones (4 animales por grupo se utiliza como ejemplo en la Figura 1D-i).
Notas: 1) La ampliación de los ganglios linfáticos no significa necesariamente que se trata de un crecimiento tumoral; si es muy grande, muy firme y un color blanquecino, es probable un nódulo metastásico. 2) lechosa excesivo o líquido turbio en el abdomen indica ascitis. La ascitis pueden incluir acumulaciones sólidas sobre los órganos abdominales, en particular entre los lóbulos del hígado y el estómago. 3) para los órganos como los pulmones, nódulos múltiples pueden estar presentes y contados para las comparaciones entre animales individuales (véase 13, por ejemplo). - Identificar los tumores brutos o anomalías de los órganos abdominales individuales: hígado, bazo, riñones y páncreas mediante la eliminación y el lavado con PBS cuidadosamente una botella con atomizador.
- Después de la eliminación de los órganos abdominales, inspeccionar los ganglios linfáticos abdominales, incluyendo la zona lumbar, sacra, renal, y ganglio linfático mesentérico.
- Evaluar diafragma para evidencias de diseminación metastásica.
Nota: Amplia difusión en el diafragma puede causar que pierda su contractilidad, lo que lleva a la dificultosa o pérdida de la respiración. - Retire el diafragma y hacer dos incisiones laterales en la cavidad torácica, la eliminación de la porción frontal para exponer los pulmones y el corazón.
- Eliminar pulmones y el corazón agarrando y levantando suavemente el esófago y el corte de la tráquea por encima del corazón. Evaluar los tejidos de nódulos. Apriete corazón. La falta de consistencia elástica puede indicar tumor presente.
- Utilice tijeras quirúrgicas para cortar linealmente a través del cráneo. Retire con cuidado los pequeños trozos de cráneo hasta ttodo él cerebro está expuesto. Busque en todo el cerebro en busca de nódulos visibles o anormalidades de las decoloraciones.
- Sacrificar animales de acuerdo a las directrices institucionales que utilizan criterios de valoración que incluyen signos de sufrimiento, dificultad para respirar, pérdida de peso, etc
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Figura 1A muestra un esquema delineando los procedimientos detallados en este resumen de protocolo. Varios factores importantes deben ser considerados para cada paso. Por ejemplo, en el paso 1 se muestran dos métodos para la sub-capsular implantación de células tumorales en el riñón. Las células tumorales se pueden implantar en el espacio subcapsular con un pequeño blanco-burbuja de confirmar la colocación localizada de células con fugas impedido por la eliminación cuidadosa de la aguja y limpiando el exceso de escape de fluido (Figura 1B-i). Para evitar las fugas, las células pueden ser implantadas internamente primero para alcanzar el espacio subcapsular (Figura 1B-II), y se combinan con Matrigel para evitar la distribución inicial de las células tumorales en el torrente sanguíneo. Para la extirpación quirúrgica de los riñones, el momento exacto depende del crecimiento y el potencial metastásico de la línea celular utilizada. Práctica óptima nefrectomía incluye un procedimiento rápido, pero controlada, cirugía para disminuir el sufrimiento del ratón y recuperación. Tanudar ight y seguro de Vicryl para cerrar el uréter, la arteria y la vena renal es clave para evitar la hemorragia (ver Figura 1 C). Cauterización se debe utilizar, pero sólo si el potencial de exceso de sangrado requiere una intervención. Por último, el seguimiento de la enfermedad espontánea por evaluación bioluminiscente no invasiva permite la monitorización continua de las lesiones y el crecimiento ocultas, así como la cuantificación en el punto final (véase la Figura 1D). Sin embargo, el uso de células de luciferasa marcado en modelos de metástasis espontáneas a veces puede conducir a la selección clonal de las células tumorales de las variantes que pueden no expresan el gen transfectadas, y por lo tanto no siempre es visible después de varias rondas de selección o el crecimiento tumoral a largo plazo. En este caso, el análisis histológico clínicamente relevante se puede realizar para identificar lesiones metastásicas de micro-o, si no técnicamente (de financieramente) factible, un método de puntuación visual para evaluar la enfermedad macro-metastásico visual puede ser utilizado como una medida superficial de preseNCE / ausencia de lesiones en tejidos de órganos (figuras 1D y 1D-i-ii).
Figura 1. A) Esquema de procedimientos quirúrgicos, incluyendo la implantación (Paso 1), la resección quirúrgica / nefrectomía (Paso 2), y la evaluación de la enfermedad metastásica post-quirúrgica (Paso 3). B) Ejemplo de implantación subcapsular incluyendo (i) superficial y (ii) la técnica interna. C) Ejemplo de procedimiento quirúrgico nefrectomía (i) y la imagen representativa del riñón extirpado con tumor implantado (ii). D) La evaluación de la enfermedad metastásica espontánea post-quirúrgico utilizando i) un sistema de puntuación visual para evaluar distribución de la enfermedad (resultados representativos de 5 grupos de 4 animales), y ii) los datos bioluminiscentes inmediatamente antes y después del sacrificio para quevaluar antitatively lesiones micro y macro-metástasis. Haga clic aquí para ver la imagen más grande.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
El propósito de este protocolo es para evaluar la enfermedad metastásica espontánea clínicamente relevante utilizando un modelo de ratón del tumor singénico para describir las técnicas de implantación / resección. Actualmente, la mayoría de los estudios preclínicos evaluación de nuevas terapias experimentales no incluyen el estudio de la enfermedad metastásica y sólo unos pocos recapitular las etapas de crecimiento del tumor primario, la resección quirúrgica, y la eventual diseminación metastásica espontánea. Hasta la fecha, los modelos de ratón genéticamente modificados (GEMM) generados para obtener progresión de la enfermedad de células renales espontáneos (véase la sección 14 para el resumen) no incluyen metástasis etapa tardía y estrategias de intervención quirúrgica han por lo tanto no muy lejos han reportado. Por lo tanto, el estudio de la espontánea CCR metastásico está actualmente restringida a los modelos de implantación de células tumorales ortotópico. Aunque estos modelos han sido desarrollados con anterioridad 2,3, este protocolo no es ampliamente utilizado en la evaluación de nuevos tratamientos, en particular en elcontexto perioperatorio donde puede tener el valor más predictivo. Este protocolo tiene como objetivo detallar una guía paso a paso de los procedimientos necesarios que pueden facilitar un uso más generalizado en las evaluaciones terapéuticas. En cuanto a las posibles dificultades en la realización de las técnicas que se describen, hay varias consideraciones clave que podrían influir en los resultados. En primer lugar, la fuga de células del tumor después de la implantación podría dar lugar a la difusión de la enfermedad peritoneal y por lo tanto no representan crecimiento primario localizado inicial. En segundo lugar, los tiempos óptimos de resección deben ser establecidos para cada línea celular utilizada. Esto es importante porque la nefrectomía quirúrgica del riñón portador de un tumor demasiado pronto puede no permitir la difusión de la enfermedad (es decir, puede ser curativo), y la cirugía es demasiado tarde puede llevar a la enfermedad no localizada y órgano-fusión (normalmente para el bazo), por lo que la cirugía y la recuperación inicial del ratón no es factible. Por último, el seguimiento de la enfermedad metastásica espontánea con bioluminiscencia debe ser concurrente con sadherencia distrito de señales de monitoreo directrices institucionales de la morbilidad de los animales como la enfermedad puede ser muy variable en términos de la localización y la repercusión general. Alimentación estadístico adecuado de los experimentos con animales se tenga en cuenta la variabilidad que se incluirán y con mayor fidelidad recapitular progresión de la enfermedad y tratamiento de las respuestas clínicas. En conjunto, en este artículo hemos utilizado técnicas demostradas para recapitular éxito RCC ortotópico localizada y recurrencia de la enfermedad después de la cirugía, con el objetivo de mejorar la relevancia clínica en modelos preclínicos de tumor
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Los autores no tienen nada que revelar.
Acknowledgments
Estamos muy agradecidos con el laboratorio del Dr. Robert S. Kerbel (Universidad de Toronto, el Instituto de Investigación Sunnybrook, Toronto, Canadá) para la ayuda técnica y la experiencia en el desarrollo de este procedimiento. También nos gustaría dar las gracias a la Dra. Sandra Sexton y el Roswell Park Departamento de Recursos Animales de Laboratorio del Instituto del Cáncer. Este trabajo fue apoyado por un premio de la Fundación Alianza Roswell Park (a JMLE).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| DMEM-high glucose with Pyr. And L-Glutamine | Corning | 10-013-CV | |
| FBS | Invitrogen | 10437-028 | |
| 0.25% Trypsin EDTA | Corning | 25-053-CL | |
| 1x DPBS without Calcium & Magnesium | Corning | 21-031-CV | |
| Matrigel | BD Biosciences | 354234 | must be kept on ice |
| Artifical tears-lubricant opthalmic ointment | Akorn Animal Health | 17478-162-35 | |
| Pocket pro pet trimmer | Braintree scientific | CLP9931B | |
| Alcohol swab | VWR | 326895 | |
| Betadine solution swab | VWR | 67618-152-01 | |
| MICRO DISSECTING sissors straight,blunt - 25 mm blades - 4.5" | Southpointe surgical | RS-5982 | |
| Iris Forceps, serrated, curved, 10 cm long | Kent scientific | INS15915 | need two of these |
| 10 µl Hamilton syringe | Hamilton | 7635-01 | |
| 30 G, 45 degree, RN needle | Hamilton | 7803-07 | |
| Sterile cotton tipped appicator | VWR | 10805-144 | |
| High temperature cautery kit | Kent scientific | INS500392 | |
| 5-0 coated Vicryl, conventional cutting needle | Ethicon | J834 | |
| Reflex clip applier for 7 mm clips | Kent scientific | INS500343 | |
| Reflex clips, 7 mm, non-sterile | Kent scientific | INS500344 | |
| Removing forceps, 12 cm long | Kent scientific | INS500347 | |
| 0.9% Sodium Chloride | Baxter Healthcare | 2B1322 | |
| Buprenorphine 0.01 mg/ml | |||
| 25 G 5/8" needle | VWR | BD305122 | |
| 1 ml syringe w/out needle | VWR | BD309659 | |
| D-Luciferin | Gold Bio technology | LUCK-1G |
References
- Francia, G., Cruz-Munoz, W., Man, S., Xu, P., Kerbel, R. S. Mouse models of advanced spontaneous metastasis for experimental therapeutics. Nat. Rev. Cancer. 11, 135-141 (2011).
- Souza, B. M., Chaves, K. B., Chammas, R., Schor, N., Bellini, M. H. Endostatin neoadjuvant gene therapy extends survival in an orthotopic metastatic mouse model of renal cell carcinoma. Biomed. Pharmacother. 66, 237-241 (2012).
- Amagai, Y., et al. Combination therapy of interleukin-2 and sorafenib improves survival benefits and prevents spontaneous pulmonary metastasis in murine renal cell carcinoma models. Jpn. J. Clin. Oncol. 40, 503-507 (2010).
- Steeg, P. S., et al. Preclinical Drug Development Must Consider the Impact on Metastasis. Clin. Cancer Res. 15, 4529-4530 (2009).
- Guerin, E., Man, S., Xu, P. A model of postsurgical advanced metastatic breast cancer more accurately replicates the clinical efficacy of antiangiogenic drugs. Cancer Res. 73, 2743-2748 (2013).
- Day, C. P., Carter, J., Bonomi, C., Hollingshead, M., Merlino, G. Preclinical therapeutic response of residual metastatic disease is distinct from its primary tumor of origin. Int. J. Cancer. 130, 190-199 (2012).
- Ebos, J. M., Kerbel, R. S. Antiangiogenic therapy: impact on invasion, disease progression, and metastasis. Nat. Rev. Clin. Oncol. 8, 210-221 (2011).
- Naito, S., Walker, S. M., Fidler, I. J. In vivo selection of human renal cell carcinoma cells with high metastatic potential in nude mice. Clin. Exp. Metastasis. 7, 381-389 (1989).
- Fidler, I. J., Naito, S., Pathak, S. Orthotopic implantation in essential for the selection, growth and metastasis of human renal cell cancer in nude mice. Cancer Metastasis Rev. 9, 145-165 (1990).
- Saiki, I., et al. Characterization of the invasive and metastatic phenotype in human renal cell carcinoma. Clin. Exp. Metastasis. 9, 551-566 (1991).
- Mohanty, S., Xu, L. Experimental metastasis assay. J. Vis. Exp. 42 (1942), (2010).
- Nunez-Cruz, S., Connolly, D. C., Scholler, N. An orthotopic model of serous ovarian cancer in immunocompetent mice for in vivo tumor imaging and monitoring of tumor immune responses. J. Vis. Exp. (45), (2010).
- Ebos, J. M., et al. Accelerated metastasis after short-term treatment with a potent inhibitor of tumor angiogenesis. Cancer Cell. 15, 232-239 (2009).
- Yang, O. C., Maxwell, P. H., Pollard, P. J. Renal cell carcinoma: translational aspects of metabolism and therapeutic consequences. Kidney Int. 84 (4), 667-681 (2013).
