Summary
Denne artikkelen viser en ekstradural tilnærming til å utslette marsvin endolymphatic sac og skade endolymphatic kanal med en fin plukke for å indusere eksperimentelle endolymphatic hydrops.
Abstract
Endolymphatic hydrops er en utvidelse av scala media som oftest er forbundet med Menieres sykdom, selv om patofysiologiske mekanisme(er) forblir uklar. For å tilstrekkelig studere egenskapene til endolymphatic hydrops, for eksempel opprinnelsen til lavfrekvente hørselstap, er det nødvendig med en pålitelig modell. Marsvinet er en god modell fordi den hører i lavfrekvente regioner som er antatt påvirket av endolymphatic hydrops. Tidligere forskning har vist at endolymphatic hydrops kan induseres kirurgisk via intradural eller ekstradural tilnærminger som involverer boring på endolymphatic kanal og sac. Men om det var mulig å lage en endolymphatic hydrops modell ved hjelp av en ekstradural tilnærming som unngikk farlig boring på endolymphatic kanal og sac var ukjent. Målet med denne studien var å demonstrere en revidert ekstradural tilnærming til å indusere eksperimentelle endolymphatic hydrops på 30 dager postoperativt ved å utslette endolymphatic sac og skade endolymphatic kanal med en fin plukke. Prøvestørrelsen besto av syv marsvin. Funksjonelle målinger av hørsel ble gjort og temporale bein ble senere høstet for histologic analyse. Tilnærmingen hadde en suksessrate på 86% i å oppnå endolymphatic hydrops. Risikoen for cerebrospinalvæskelekkasje var minimal. Ingen perioperative dødsfall eller skader på den bakre halvsirkelformede kanalen skjedde i prøven. Den presenterte metoden viser en sikker og pålitelig måte å indusere endolymphatic hydrops på et relativt raskt tidspunkt på 30 dager. De kliniske implikasjonene er at den presenterte metoden gir en pålitelig modell for å utforske opprinnelsen til lavfrekvente hørselstap som kan knyttes endolymphatic hydrops.
Introduction
Endolymphatic hydrops er en utvidelse av scala media. Tilstedeværelsen av endolymphatic hydrops kan måles ved hjelp av tverrsnittsområdet av scala media. Det antas at kliniske endolymphatic hydrops kan være forbundet med lavfrekvent sensorineuralt hørselstap, slik som det sett i Menieres sykdom. Men opprinnelsen(e) av hørselstapet er fortsatt uklart. For å tilstrekkelig studere opprinnelsen til lavfrekvente hørselstap forbundet med endolymphatic hydrops, er det nødvendig med en pålitelig modell.
I 1965 beskrev Kimura og Schuknecht hvordan man induserer endolymphatic hydrops i marsvin ved hjelp av en intradural tilnærming1. Deres teknikk involverte å bruke en bakre kranial fossa tilnærming for å få tilgang til operculum og subarcuate fossa. Trinnene innebar å øke dura, trekke tilbake lillehjernen med en Ringers løsning gjennomvåt bomullsdott, og bore over den endolymphatic kanalen og den mellomliggende delen av endolymphatic sac. Benvoks ble deretter plassert i operculum for å skille endolymphatic kanalen fra distal endolymphatic sac. Kraniotomidefekten ble lukket ved å plassere absorberbart gelatinpulver (f.eks. Gelfoam) og reapproksimatere de overliggende musklene. Histologiske bevis på endolymphatic hydrops ble konsekvent funnet på postoperative dager 1, 3, 7, 14, 21 og 30, viser at intradural tilnærming var en pålitelig metode for å indusere histologisk bekreftet endolymphatic hydrops. Ved hjelp av samme intradural tilnærming som Kimura og Schuknecht, men med forskjellige tidspunkter bekreftet Salt og DeMott at skalarmedia i andre sving av sneglehuset ble betydelig forstørret på dag 4 og utover2. Mens den faktiske sykeligheten av å indusere en cerebrospinalvæske (CSF) lekkasje ved hjelp av Kimura og Schuknechts intradural tilnærming ikke ble rapportert i den opprinnelige studien, kan tilstedeværelsen av en CSF-lekkasje øke risikoen for meningitt. Det har blitt foreslått at tap av CSF kan føre til en utstrømning av perilymph, noe som resulterer i en samtidig midlertidig utvidelse av endolymphatic volum i marsvin3. En ekstradural tilnærming til å indusere endolymphatic hydrops ville være et tryggere alternativ.
I 1989 beskrev Andrews og Bohmer to utenomjordiske kirurgiske tilnærminger for å nå endolymphatic sac og kanal, via enten en mellomkranial fossa tilnærming eller bakre kranial fossa tilnærming, å utslette endolymphatic sac4. De beskrev fjerning av operculum med en diamant drill, og deretter enten bore av den mellomliggende delen av endolymphatic sac eller bruke en fin plukke for å forstyrre endolymphatic sac og kanal. I 1993 beskrev Lee, Wright og Meyerhoff en lignende tilnærming, som inkluderte boring gjennom endolymphatic sac og kanal, men skilte seg ved at de også samtidig hindret cochlea akvedukten5. De demonstrerte tilstedeværelsen av endolymphatic hydrops, som vurdert via histologi, fire uker etter å ha endolymphatic sac og hindrer cochlea akvedukten. Megerian et al. var den første til å publisere en videoartikkel som viste en utenomjordisk utslettelse av endolymphatic sac og kanal som involverte boring direkte på den mediale delen av operculum å gå inn i endolymphatic sac og kanal6. De demonstrerte histologiske bevis på endolymphatic hydrops i en marsvin ofret på 28 uker etter operasjonen, samt hørselstap i 16 kHz regionen6. Om det var mulig å indusere histologisk bekreftet endolymphatic hydrops og lavfrekvente hørselstap på et tidlig tidspunkt ved hjelp av ekstradural tilnærminger var ukjent.
Det overordnede målet med denne rapporten er å demonstrere en ekstradural tilnærming til å indusere eksperimentelle endolymphatic hydrops på 30 dager postoperativt ved å utslette endolymphatic sac og skade endolymphatic kanal med en fin plukke. Begrunnelsen bak bruken av denne teknikken er fordelen med å unngå behovet for å bore på petrous temporal bein, og dermed fjerne risikoen for å skade duraen ved et uhell og forårsake en CSF-lekkasje, noe som reduserer muligheten for å skade den bakre halvsirkelformede kanalen, og redusere risikoen for skade på sigmoid sinus.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle prosedyrer som er oppført nedenfor i protokollseksjonen ble utført som beskrevet i protokoller godkjent av Washington University i St. Louis Institutional Animal Care and Use Committee.
1. Bedøvelse induksjon og overvåking av vitale tegn
MERK: Denne studien brukte pigmenterte NIH-stamme marsvin hentet fra en in-house avlskoloni.
- Bruk marsvin av begge kjønn, veier minst 350 g.
- Plasser marsvinet i en neonatal oppvarming isolette og gi en ketamin/xylazine blanding intraperitonealt (50 mg/kg ketamin og 10 mg/kg xylazine) for induksjon anestesi. Vær oppmerksom på marsvinet til den mister tå-klemmerefleksen.
- Når tap av tå-klemme reflekser oppstår, barbere bakre nakke og hode av marsvin med en hårtrimmer vanligvis annonsert for menneskelig bruk.
- Injiser en subkutan bolus på 12 ml laktert Ringers løsning på baksiden av dyret.
- Plasser marsvinet liggende på en varmepute med bena hevet og plasser 27,5 G butterfly nål intraperitonealt. Kontroller at sommerfuglnålen er i riktig posisjon i det intraperitoneale rommet ved å sørge for at bare luft aspireres. Hvis blod eller væske aspireres, er det bekymring for levering i vaskulære eller tarmsystemet. Sommerfuglnålen brukes til gjentatt administrering av anestesi.
- Snu marsvinet over til utsatt posisjon og fest hodet til en stereotaktisk holder.
- Fest et pulsoksymeter til foten. Ved bruk av pigmenterte marsvin, kan pigmenterte poter forhindre lesing av oksygenmetning. Plasser derfor pulsoksymeteret på en pote som ikke er pigmentert.
- Sett inn en rektal temperaturprobe for å overvåke kroppstemperaturen. Rektalsonden er en del av et varmeteppesystem som opprettholder kroppstemperaturen ved 38 °C. Ikke slå på varmeteppet før rektalsonden er på plass for å unngå overoppheting av varmeteppet. Hvis det har problemer med å plassere rektalsonden, kan den legges sammen med marsvinets kropp.
- Påfør smøremiddel på begge øynene til marsvin for å hindre hornhinneslitaseringer.
- Administrer ekstra oksygen etter behov via en gummirør plassert nær nesen for å opprettholde oksygenmetningsnivåer over 90%.
- Gi enrofloxacin 0,5 mg/kg subkutan som antibiotikaprofylakse.
- Gi 0,25 mg/kg bupivakain med 1:100,000 adrenalin subkutant på det forventede snittstedet for lokalbedøvelse og vasokonstriktive effekter.
- Gi vedlikeholdsanestesi hver 20. Regelmessig overvåke dybden av anestesi etter kroppstemperatur, respirasjonshastighet, oksygenmetning, og hjertefrekvens.
- Overvåk vitale tegn hvert 15.
2. Kirurgisk forberedelse
- Når marsvinets hode er plassert sikkert i en stereotaktisk holder, plasser et stykke maskeringstape over baksiden for å gi tilstrekkelig spenning langs huden over gående nakkestøtten. Fest endene av tapen til stereotaktisk holder.
- Liberalt prep huden overlyding nakkestøtten og bakre nakke med jodoppløsning og 70% etanol på en steril måte tre ganger.
- På dette punktet, bruk sterile forholdsregler og autoklaverte instrumenter. Plasser sterile gardiner over marsvinet.
3. Kirurgisk prosedyre
- Bruk et 15 blad, lag et lite mellomtonesnitt langs bakre nakkeput som strekker seg ned i bakre nakke. En gang under huden, bruk iris saks for å løsne de riktige bakre livmorhalsmusklene fra occipital bein. Hvis noen blødning oppstår mens du kutter musklene, kontroll ved å bruke trykk med en steril bomullsdott.
-
Ved hjelp av en kombinasjon av en #3 mm, #2 mm, og #1 mm diamant burr med en 5-0 sutur og steril vanning, utføre en kraniotomi som er avgrenset av den ytre occipital crest, lamboidal ridge, occipitomastoid sutur linje, og dorsal margin av foramen magnum.
- Legg forsiktig et lite stykke saltvannsfuktet bomullsdott under beinet mens du skiller det occipitale beinet fra duraen.
- Skeletonize sigmoid sinus med en #0,5 mm diamant burr og forsiktig fjerne beinet overlyding det.
- Når sigmoid sinus er utsatt, trekk forsiktig sigmoid sinus medially ved hjelp av en bomullsdott og bytt til ved hjelp av en 3-0 suging.
- Identifiser operculumet som en spalte som struktur som ligger innenfor petroustempole bein. Subarcuate fossa vil bli plassert overlegent og sigmoid sinus vil være medial til det. Den ekstra osseous delen av endolymphatic sac blir deretter visualisert som en klar sac inn i operculum og festet til dura overlying sigmoid sinus. Operculumet er ovalt formet, ca. 3 til 4 mm med 1,5 til 2 mm. Men sett fra kirurgisk visning, operculum vises som en omtrentlig 1 mm spalte. Den synlige delen av sekken fra kirurgisk visning er omtrent samme størrelse som den synlige delen av operculum, om ikke mindre.
-
Påfør mild tilbaketrekking til sigmoid sinus medially for å tydelig visualisere den ekstra osseous delen av endolymphatic sac og øke spenningen mellom de utenomjordiske og intraosseous deler av endolymphatic sac.
- Bruk en fin vinklet plukking for å forsiktig expunge den mellomliggende delen av endolymphatic sac. Det er avgjørende at uttrengningsprosessen ikke etterlater noen synlig forbindelse mellom dura og operculum; deretter plassere en fin plukke inne i operculum å bredt skrape langs innsiden av beinet for å skade den.
- Vri den fine plukke i retning av endolymphatic kanalen og blindt forstyrre fôr. På dette punktet kan det oppstå noen blødninger fra et fartøy i operculumet. Det kan styres med et lite stykke bomull.
- Tørk det tomme operculumet med et lite stykke bomull. Bruk 3-0-sugen etter behov for å holde bomullen tørr.
- Få beinstøv ved å bruke en liten curette til å skrape langs den squamosal delen av det temporale beinet. Pakk operculumet sjenerøst med beinstøv. Bruk en bomullsdott og suging for å holde området tørt mens du pakker det med beinstøv.
- Påfør beinvoks på operculum for å forsegle den. Sørg for at det ikke er overflødig beinvoks løsnet inn i skallen.
- Bruk beinvoks til å dekke skallen defekt.
- Omtrentlig bakre cervical muskler med 4-0 flettet, absorberbar sutur på en avbrutt måte.
- Utfør en subcuticular nedleggelse ved hjelp av en 4-0 flettet, absorberbar sutur.
4. Pleie etter prosedyren
- Fjern marsvinet fra den tilpassede stereotaktisk holderen og overfør til en oppvarming isolette.
- Gi 2 mg/kg Atipamezol og 24 ml laktert Ringers oppløsning (subkutært bort fra snittet). Gi lakterte Ringers løsning på grunn av vanndrivende effekter av xylazin. Administrer 0,2 mg/kg meloksikam subkutasjonsvæske til postoperativ smertestillende dekning.
- Få vitale tegn hvert 15.
- Gi ytterligere 12 ml væske bolus av laktert Ringers løsning ca 2 timer fra slutten av operasjonen i gjenopprettingsperioden.
- Når marsvinet er våken, ambulating, voiding, og har avføring, returnere marsvin til dyreanlegget. Omtrent 2 til 4 timer er nødvendig for at marsvinet skal komme helt ut av anestesi.
- Overvåk marsvin to ganger daglig i de tre første postoperative dagene. Hvis det observeres tegn på ubehag, administrer 0,2 mg/kg meloksikam subkutanalt hver 24. Alternativt kan buprenorfin (0,05 mg/kg) administreres subkutøst hvis symptomene ikke håndteres tilstrekkelig av meloksikam.
- Gi en 12 ml væske bolus av laktert Ringers løsning subkutuell to ganger om dagen i opptil tre dager til marsvinet når den preoperative vekten. Hvis marsvinet når sin preoperative vekt før den tredje postoperative dagen, så stopp væske boluser. Hvis marsvin fortsetter å gå ned i vekt etter de første tre dagene, bruk et supplement ernæring riste vanligvis annonsert for konsum blandet med knust marsvin mat pellets.
- Overvåk marsvin ukentlig til sluttpunktet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Den presenterte metoden brukte en ekstradural tilnærming til å utslette endolymphatic sac og skade endolymphatic kanal med en fin plukke i syv marsvin bestående av to menn og fem kvinner. Gjennomsnittlig varighet av operasjonen var 2 timer fra snitt til nedleggelse. Den totale boretiden varierte fra 5-10 minutter. Opptil 4 timer var nødvendig for marsvin å fullt ut dukke opp fra anestesi. Det var ingen intraoperative eller postoperative dødsfall i prøven. Det var ingen skader på den bakre halvsirkelformede kanalen eller dura i noen av marsvinene. Skade på sigmoid sinus skjedde i den ene marsvin (ekskludert fra dataanalysen).
Marsvinene gjennomgikk en ny prosedyre på offerdagen (postoperativ dag 30) for å gjøre auditive funksjonsmålinger som inkluderte Audity Nerve Overlapped Waveform (ANOW) og cochlea sammensatte tiltakspotensialer (CAPs). ANOW- og CAP-målinger ble gjort, og analyser utført, ved hjelp av metoder beskrevet tidligere7,,8,,9. ANOW er en rent nevrale måling som stammer fra neural eksitasjon i den apikale cochlear halvparten7,8,9. Etter hørselsfunksjonstestene ble ørene umiddelbart høstet og forberedt for histologanalyse ved hjelp av metoder som tidligere ble beskrevet10. Vellykket histologisk forberedelse ble fullført i seks ører, men ett øre viste tårer i Reisners membran. Øret med tårer ble eliminert fra histologisk analyse, men holdt i fysiologisk analyse. Det tverrsnittsområdet for skaleringsmedier ble målt ved hjelp av ImageJ11. Histologiske analyser av de temporale beinene viste endolymphatic hydrops i seks av de syv marsvinene i hele høyre cochlea sammenlignet med venstre cochlea (Figur 1). I figur 1forstørres skalermediets tverrsnittsområde på det opererte, høyre øret (rødt) sammenlignet med det kontralaterale, venstre øret (blått), som viser endokatiske hydropper i høyre øre. Det tverrsnittsområdet av skalarmedia over hver sving ble også kvantifisert og sammenlignet med kontroll marsvin (figur 2). Tiltak fra ett øre ble ikke inkludert i figur 2 på grunn av et histologisk forberedelsesproblem som fikk Reisners membran til å rive. Kontroll marsvin hadde enten gjennomgått sham kirurgi (der endolymphatic sekkene ble identifisert, men ikke forstyrret) eller hadde ikke gjennomgått noen kirurgi annet enn det som trengs for å gjøre auditive funksjonstiltak. Sammenlignet med kontrollen var tverrsnittsområdet generelt større i ørene som overlevde 30 dager etter utslettelse av endolymphatic sac (figur 2). ANOW-terskler (≤1 kHz) ble økt i seks av sju marsvin som viste endolymphatic hydrops sammenlignet med kontroll marsvin, som viser tilstedeværelsen av lavfrekvente hørselstap (figur 3). Bølge 1 av den auditive hjernestammens respons, eller cochlea sammensatte virkningspotensial (CAP), terskler var innenfor normalområdet ved frekvenser over 8 kHz i seks av de syv marsvin (Figur 3).
Figur 1: Histologiske bilder av et mid-modiolar kutt av marsvin cochlea. Dette marsvin overlevde 30 dager etter utslettelse av endolymphatic sac ved hjelp av en ekstradural tilnærming. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 2: Tverrsnittsområde i skalarmedia som en funksjon av cochlealengde. Tiltak fra seks av syv individuelle ører er i rødt. Grå stiplede linjer representerer ±1 standardavvik av tiltak fra kontrollørene. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 3: Auditive funksjonsmålinger (ANOW og CAPer) målt på postoperativ dag 30. ANOW-tiltak er ≤1 kHz og CAP-tiltak ble gjort >1 kHz. Tiltak fra individuelle ører er i rødt. Grå stiplede linjer representerer ±1 standardavvik av terskler for kontrollmarsvin. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Den presenterte ekstradurale metoden hadde en suksessrate på 86% i å oppnå histologisk bekreftet endolymphatic hydrops og lavfrekvent hørselstap. Metoden oppnådde pålitelig histologisk bevis på endostatiske hydropper etter postoperativ dag 30, i samsvar med tidligere studier som brukte en intradural tilnærming2. Betydningen av metoden med hensyn til eksisterende metoder er at en CSF-lekkasje ikke er nødvendig, og dermed fjerne en potensiell forvirrende variabel som har blitt foreslått å resultere i en kompenserende, midlertidig utvidelse av det endolymphatic volum3. Samlet sett demonstrerer metoden en rask, trygg og pålitelig måte å indusere eksperimentelle endolymphatic hydrops.
Den presenterte metoden har flere styrker sammenlignet med tidligere studier. Først var tilnærmingen utenomjordisk, og minimerer den potensielle sykeligheten og forvirrende effekten av en CSF-lekkasje. For det andre, ved hjelp av en fin hakke i stedet for en drill for å expunge endolymphatic sac og skade endolymphatic kanalen, metoden unngår eventuelle skader på bakre halvsirkelformet kanal. Et kritisk skritt er å sikre ingen synlig forbindelse mellom dura og operculum. For det tredje, ved hjelp av et fint valg i det temporale beinet i stedet for en drill, minimerte metoden potensialet for akustisk traumer forårsaket av boring på petroustempole bein. Til slutt gir metoden en optimalisert peri-operative dyreprotokoll for å sikre en rask gjenoppretting og vellykket postoperativ løpet av marsvin. En begrensning av metoden er bruk av ketamin/ xylazin, som kan overvinnes ved hjelp av en stereotaxic enhet som tillater isofluran levering.
De vitenskapelige implikasjonene av resultatene er utviklingen av en sikker og pålitelig måte å indusere endolymphatic hydrops på et relativt raskt tidspunkt på 30 dager. De kliniske implikasjonene er at metoden gir en pålitelig modell av endolymphatic hydrops for å utforske opprinnelsen til det tilknyttede lavfrekvente hørselstapet. Fremtidige anvendelser av metoden vil bli brukt til å videre studere opprinnelsen(e) av lavfrekvente hørselstap forbundet med endolymphatic hydrops. Til slutt er den presenterte metoden en modifisert occipital, ekstradural tilnærming som innebærer å utslette endolymphatic sac og skade endolymphatic kanalen med et fint valg for å indusere eksperimentelle endolymphatic hydrops på 30 dager postoperativt i marsvin.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ingenting å avsløre.
Acknowledgments
Vi takker Shannon M. Lefler for hjelp med tall og Table of Materials. Forskning rapportert i denne publikasjonen ble støttet av National Institute of Døvhet og andre kommunikasjonsforstyrrelser i National Institutes of Health, gjennom "Utvikling av kliniker / forskere i akademisk ENT" opplæring stipend, prisnummer T32DC000022 (C.V.V.) og av R01 DC014997 (J.T.L). Innholdet er utelukkende forfatternes ansvar og representerer ikke nødvendigvis de offisielle synspunktene til National Institutes of Health.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 12 mL syringe | Henke-Sass Wolf | 5100-X00V0 | |
| 1 mL and 3 mL syringe | BD Precision(Ordered from Fischer Sci) | 14-826-87 15859152 | |
| 27.5 butterfly gauge needle | Terumo Surflo Winged Infusion Set, Terumo Corporation, Japan) (Ordered from McKesson) | 448407 | |
| 4-0 suture | McKesson | 1034507 | |
| 4 x 4 gauze sponges | Dukal (Ordered form McKesson) | 374454 | |
| 60 mL syringe | Fisher Sci | 22-031-375 | |
| Anspach otologic drill | Anspach | SC2100 | |
| atipamezole | Zoetis | 107204-6 | |
| autoclave | Fisher sci | 15-103-0508 | |
| autoclave bags | McKesson | 524881 | |
| bayonet separator | Olympus | AL 130564 | |
| bupivicaine | auro Medics Pharma | 555150-169-10 | |
| clear sterile drape | 3M | 1020 | |
| cotton balls | Fisherbrand (ordered from Fisher Sci) | 22-456-885 | |
| cotton swabs | McKesson | 508716 | |
| diamond burrs #3, #2, #1, and #0.5 mm | Anspach | QD8-3SD; QD8-2SD; QD8-1SD; QD8-05SD | |
| diaper pad | McKesson | 945330 | |
| disposable 15 blade | Swann-Morton | 0305 | |
| enrofloxacin | Hospira | 0409-4888-01 | |
| epinephrine | McKesson | 63739-0456 | |
| eye ointment | Dechra Vet Products | 17033-211-38 | |
| Freer elevator | Grace Medical | 215100FX | |
| gelfoam | Pfizer (Ordered from McKesson) | 82830 | |
| hair trimmers | Oster Power Pro Cordless (ordered from Amazon) | 078400-020-000 | |
| iodine scrub | Purdue Pharma (ordered from mcKesson) | 521243 | |
| iris scissors | Olympus | CL-542114 | |
| ketamine | Henry Schein Animal Health | 55853 | |
| lactated ringers | B. Braun Medical (ordered from McKesson) | 186662 | |
| lancet knife by Rosen | Grace Medical | 151100FX | referred to as curette in the text |
| lubricant | Milex (ordered from Cooper Surgical) | MX5030 | |
| masking tape | 3M (ordered from fisher sci | 19047259 | |
| metal rectangle basin | Amazon | B07NQDBC6T | |
| needle holder | Olympus | CR 213015-ENT | |
| needles: 27 gage, 18 gauge | BD Precision(Ordered from Fischer Sci) | 14-826-48 14-826-5D | |
| neonatal warming isollete | Air Borne Life Support Systems | 731-1800 | |
| operating microscope | Carl Zeiss | OPMI pico | |
| oxygen tank | AirGas | OX USP200 | |
| pulse ox | CapnoTrue (Ordered from Medacx) | M-3090112001 | |
| rectal probe with heating blanket | Harvard Apparatus | probe: PY2 50-7217 Heating Blanket: PY2 50-7214 | |
| red body holder | Lichtenhan Lab | N/A | In-house product |
| right angle | Olympus | BV-230337 | |
| rosen needle | Olympus | AM-130566 | customized, it is the instrument I use to tear the sac |
| rubber tubing for O2 administration | Fisher Sci | 14-171-104 | |
| saran wrap | Fisher Sci | NC9617977 | |
| stereotactic head holder | WUSTL Instrument Machine Shop | N/A | In-house product |
| sterile drapes | Cardinal Health | 7553 | |
| suction tube by Baron | Grace Medical | 034903FX 034905FX | #3 and #5 Suction |
| tissue forceps adson brown | Grace Medical | 325112FX | |
| Weitlander retractor | Olympus Grace Medical | BL200011 100313FX | |
| xylazine | Akorn | 59399-110-20 |
References
- Kimura, R. S., Schuknecht, H. F. Membranous Hydrops in the Inner Ear of the Guinea Pig after Obliteration of the Endolymphatic Sac. Pract oto-rhino-laryng. 27, 343-354 (1965).
- Salt, A. N., DeMott, J. Time course of endolymph volume increase in experimental hydrops measured in vivo with an ionic volume marker. Hearing Research. 74 (1-2), 165-172 (1994).
- Walsted, A., Garbarsch, C., Michaels, L. Effect of craniotomy and cerebrospinal fluid loss on the inner ear. An experimental study. Acta Oto-Laryngologica. 114 (6), 626-631 (1994).
- Andrews, J. C., Bohmer, A. The surgical approach to the endolymphatic sac and the cochlear aqueduct in the guinea pig. American Journal of Otolaryngology. 10 (1), 61-66 (1989).
- Lee, J. R., Wright, C. G., Meyerhoff, W. L. Modified occipital approach to the endolymphatic sac and cochlear aqueduct of the guinea pig. American Journal of Otolaryngology. 14 (2), 165-169 (1993).
- Megerian, C. A., et al. Surgical induction of endolymphatic hydrops by obliteration of the endolymphatic duct. Journal of Visualized Experiments. (35), (2010).
- Lichtenhan, J. T., Cooper, N. P., Guinan, J. J. Jr A new auditory threshold estimation technique for low frequencies: proof of concept. Ear and Hearing. 34 (1), 42-51 (2013).
- Lichtenhan, J. T., Hartsock, J., Dornhoffer, J. R., Donovan, K. M., Salt, A. N. Drug delivery into the cochlear apex: Improved control to sequentially affect finely spaced regions along the entire length of the cochlear spiral. Journal of Neuroscience Methods. 273, 201-209 (2016).
- Lichtenhan, J. T., Hartsock, J. J., Gill, R. M., Guinan, J. J. Jr, Salt, A. N. The auditory nerve overlapped waveform (ANOW) originates in the cochlear apex. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 15 (3), 395-411 (2014).
- Lichtenhan, J. T., Hirose, K., Buchman, C. A., Duncan, R. K., Salt, A. N. Direct administration of 2-Hydroxypropyl-Beta-Cyclodextrin into guinea pig cochleae: Effects on physiological and histological measurements. PloS One. 12 (4), e0175236 (2017).
- Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis. Nature Methods. 9 (7), 671-675 (2012).
