Burada, fare intestinal dendritik hücrelerinin (DC'ler) ve makrofajların hızlı izolasyonu için bir metodolojiyi detaylandırıyoruz. İntestinal DC'lerin ve makrofajların fenotipik karakterizasyonu çok renkli akış sitometrik analiz kullanılarak gerçekleştirilirken, fonksiyonel çalışmalar için yüksek saflıkta popülasyonlar elde etmek amacıyla manyetik boncuk zenginleştirmesi ve ardından hücre ayıklama yöntemi kullanılır.
Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.
Yöntem makalesi
Fare Barsak ayrı dendritik hücreler ve makrofajlar İzolasyonu ve Karakterizasyonu
Bu makalede
Özet
Özet
Bağırsakta, komensal flora ve gıda antijenlerine karşı toleransı teşvik ederken, aynı zamanda istilacı patojenlere karşı inflamatuar yanıtlar oluşturmaya hazır durumda olan doğuştan gelen ve adaptif bağışıklık hücrelerinden oluşan benzersiz popülasyonlar bulunur1,2. Antijen sunan hücreler, özellikle DC'ler ve makrofajlar, mikrobiyotayı algılama ve buna uygun yanıt verme yetenekleri aracılığıyla intestinal immün homeostazın sürdürülmesinde kritik roller oynarlar3-14. İntestinal DC'lerin ve makrofajların etkili bir şekilde izole edilmesi, bu hücrelerin fenotipinin ve fonksiyonunun karakterize edilmesinde kritik bir adımdır. DC'ler ve makrofajlar dahil olmak üzere intestinal immün hücrelerin izolesi için birçok etkili yöntem tanımlanmış olsa da6,10,15-24, bunların çoğu, hücre yüzeyi antijen ekspresyonunu, hücre canlılığını ve/veya hücre verimini olumsuz etkileyebilen uzun sindirim sürelerine dayanmaktadır. Burada, çok sayıda canlı intestinal DC ve makrofajın hızlı izolasyonu için bir metodolojiyi ayrıntılandırıyoruz. İntestinal DC ve makrofajların fenotipik karakterizasyonu, izole edilen intestinal hücrelerin çok renkli akış sitometrik analiz için floresan işaretli spesifik monoklonal antikorlarla doğrudan boyanmasıyla gerçekleştirilir. Ayrıca, fonksiyonel çalışmalar için, CD11c ve CD11b manyetik aktive hücre ayıklama boncukları ve ardından hücre ayıklama kullanılarak yüksek saflıkta DC ve makrofaj popülasyonları izole edilir.
Protokol
1. Bağırsak Epitel Hücrelerinin Diseksiyonu ve Dissosiyasyonu
Reaktiflerin ve ekipmanların hazırlanması:
- Ca2+/Mg2+-içermeyen PBS'yi (CMF PBS) oda sıcaklığına getirin.
- %5 FBS içeren Ca2+/Mg2+-içermeyen HBSS'yi (CMF HBSS/FBS) ve 2mM EDTA'yı oda sıcaklığına getirin.
- Orbital çalkalayıcıyı 37 °C'ye ısıtın.
Not: Hücre ölümünü minimize etmek ve maksimum hücre verimi elde etmek için Adım 1.1 ile 1.7 arasındaki işlemler mümkün olduğunca hızlı gerçekleştirilmelidir.
- Fareleri CO2 haznesinde ötanize edin ve abdomen ile toraks üzerine %70 etanol püskürtün.
- Makasla abdomenin ortasında küçük bir yatay insizyon yapın ve peritonu açığa çıkarmak için deriyi geriye doğru soyun.
- Pilorik sfinkterden keserek mideyi ince bağırsağın üst kısmından ayırın. Mezenteriyi pensle ayırın ve tüm ince bağırsağı kalın bağırsaktan kurtarmak için ileo-çekal valften tekrar kesin. Anal verge bölgesinden bir kesi yapın ve kalın bağırsak serbest kalana kadar mezenteriyi tekrar ayırın.
- Kolonu makas kullanarak boyuna kesin ve bağırsak lümenindeki fekal içerikleri ve mukusu oda sıcaklığında CMF PBS ile yıkayın.
- İnce bağırsağın anti-mezenterik yüzeyi boyunca bulunan Peyer plaklarını makroskobik olarak çıkarmak için makas ve pens kullanın ve ince bağırsağı boyuna kesin.
- İnce bağırsak lümenini oda sıcaklığında CMF PBS ile fekal içeriklerden ve mukusla yıkayın.
- İnce ve kalın bağırsakları ayrı ayrı yaklaşık 1,5 cm'lik parçalara bölün ve önceden ısıtılmış 30 ml CMF HBSS/FBS ve 2mM EDTA içeren ayrı 50 ml'lik konik tüplere yerleştirin. Her bir 50 ml'lik konik tüpe birden fazla bağırsak parçası eklemeyin.
- Her bir 50 ml'lik konik tüpü yatay olarak bir orbital çalkalayıcıya yerleştirin ve 37 °C'de 20 dk boyunca 250 rpm'de çalkalayın.
- Atık kovasının üzerine tek katlı tel bir süzgeç yerleştirin ve 1,5 cm'lik bağırsak parçalarını geri kazanmak için her bir 50 ml'lik konik tüpün içeriğini süzgeçten geçirin; ardından parçaları 30 ml önceden ısıtılmış 2 mM EDTA'lı CHBSS/FBS içeren ayrı 50 ml'lik konik tüplere yerleştirin.
- Adım 1.8'i tekrarlayın.
2. Doku Sindirimi ve Bağırsak Hücrelerinin İzolasyonu
Reaktiflerin ve ekipmanların hazırlanması:
- Kollagenaz çözeltisi: 40 μg/ml DNase I içeren, önceden ısıtılmış CMF HBSS/FBS içerisinde çözünmüş 1.5 mg/ml Tip VIII Kollagenaz.
- Önceden ısıtılmış CMF HBSS/FBS ve 2mM EDTA.
- 37 °C'de önceden ısıtılmış orbital çalkalayıcı.
- Buz gibi soğuk CMF HBSS/FBS.
- İkinci çalkalama aşamasından sonra, her bir 50 ml konik tüpün içeriğini süzgeçten geçirin ve fazla medyayı kağıt havluyla kuruladıktan sonra 1.5 cm'lik bağırsak parçalarını küçük plastik bir tartım kabına aktarın.
- 1.5 cm'lik bağırsak parçalarını doğrudan tartım kabı içerisinde makas kullanarak hızla ince parçalara ayırın ve parçalanmış bağırsakları 20 ml kollajenaz çözeltisine ekleyin. Her bir 50 ml konik tüpü yatay olarak orbital çalkalayıcıya yerleştirin ve 37 °C'de 200 rpm hızla 10-20 dk boyunca sindirin. Lütfen optimizasyonla ilgili aşağıdaki tartışma kısmına bakınız.
- Kalan bağırsak dokusunun tamamen ayrışmasını sağlamak için kısa süre vorteksleyin ve 100 μm'lik bir hücre süzgecinden doğrudan 50 ml'lik bir konik tüpe filtreleyin.
- Her bir 50 ml konik tüpü CMF HBSS/FBS ile tamamlayın ve 4 °C'de 1500 rpm hızla 5 dk boyunca santrifüjleyin. Santrifüjden sonra kolon örnekleri için katı bir pelet gözlemlenmezse, örnekler 3.5 dk daha santrifüjlenmelidir. Bu yıkama adımını bir kez daha tekrarlayın.
- Süpernatantı dökün ve hücre peletini buz gibi soğuk CMF HBSS/FBS içinde yeniden süspande ederek örnekleri buza yerleştirin.
- FACS kazanımı/analizi için Bölüm 3'e veya yüksek hızlı hücre ayıklama için manyetik boncuk zenginleştirmesi için Bölüm 4'e geçin.
3. DC'lerin ve Makrofajların Çok Renkli Akış Sitometrik Analizi için Antikor Boyama
Reaktiflerin ve ekipmanların hazırlanması:
- Buz gibi CMF PBS.
- Buz gibi boyama tamponu (CMF PBS + %5 FBS).
- LIVE/DEAD Fixable Aqua Dead Cell Stain Kit kullanarak, buz gibi CMF PBS içerisinde 1:1000 dilüsyonunda ölü hücre boyası hazırlayın.
- Aşağıdaki floresan işaretli monoklonal antikorları (mAbs) buz gibi boyama tamponuna ekleyerek antikor boyama kokteylini hazırlayın: CD45-PerCP, CD103-PE, CD11c-APC, MHC-II (I-Ab)-Alexa Fluor 700, CD11b-eFluor 450, F4/80-PE-Cy7.
- Hücreleri 5 ml polistiren yuvarlak tabanlı (FACS) tüpe aktarın.
- Hücreleri buz gibi soğuk CMF PBS ile iki kez yıkayın.
- Numuneleri ölü hücre boyası ile karanlıkta, buz üzerinde 15 dk inkübe edin.
- Hücreleri buz gibi soğuk CMF PBS ile iki kez yıkayın.
- Hücreleri, buz gibi soğuk boyama tamponu içerisinde 2.4G2 anti-FcγRIII/II ile buz üzerinde 10 dk boyunca bloke edin.
- Hücreleri buz gibi soğuk boyama tamponu ile yıkayın.
- Numuneleri antikor boyama kokteyli ile karanlıkta, buz üzerinde 20 dk inkübe edin.
- Hücreleri buz gibi soğuk boyama tamponu ile iki kez yıkayın, numuneleri 400 μl buz gibi soğuk boyama tamponu içinde yeniden süspande edin ve FACS tüplerindeki 40 μm filtre kapaktan geçirin.
- Numuneleri, Bölüm 5 ve Şekil 1'deki kapılama (gating) stratejisinde tanımlandığı şekilde LSR II sitometrede (BD) analiz edin.
4. Bağırsaktan DC'lerin ve Makrofajların Zenginleştirilmesi
Reaktiflerin ve ekipmanların hazırlanması:
- Buz gibi soğuk boyama tamponu (CMF PBS + %5 FBS).
- Adım 2.5'ten elde edilen tek hücre süspansiyonunu, üreticinin talimatlarına göre CD11b ve CD11c MACS boncukları ile inkübe edin.
- Hücreleri buz soğukluğundaki boyama tamponu ile yıkayın ve ardından santrifüjleyin.
- Süpernatantı atın ve hücre peletini 1 mL buz soğukluğunda boyama tamponu içinde yeniden süspanse edin; ardından sırasıyla 100 μm'lik bir hücre süzgecinden ve 40 μm'lik bir hücre süzgecinden geçirin.
- MACS LS manyetik kolon kullanarak pozitif seleksiyon ile manyetik boncukla bağlanmış hücreleri zenginleştirin.
- Adım 4.2'yi tekrarlayın ve süpernatantı atın.
- Hücreleri, adım 3.7'de açıklanan şekilde yüzey belirteci mAbs ile inkübe edin.
- Manyetik boncukla zenginleştirilmiş hücreleri buz soğukluğundaki boyama tamponu ile iki kez yıkayın. Hücre peletlerini sodyum azid içermeyen 500 μL buz soğukluğunda boyama tamponu içinde yeniden süspanse edin ve 40 μm'lik hücre süzgecinden geçirerek bir FACS tüpüne aktarın.
- İlgilenilen intestinal DC ve/veya makrofaj alt kümelerini ayırmak için BD ARIA II Hücre Ayırıcı ile FACS-sıralama işlemine geçin.
5. LP APC'ler için Kapılama Stratejisi
Not: Pozitif ve negatif popülasyonları ayırmak için kapıların (gate) doğru yerleştirilmesine yardımcı olmak amacıyla, boyanmamış intestinal hücrelerin negatif kontrol olarak kullanılabileceğini lütfen unutmayın.
- Şekil 1'de gösterildiği gibi, bir nokta grafiği (dot plot) oluşturun ve önce ölü hücre boyası için pozitif olan hücreleri hariç tutun (Şekil 1A), ardından dublet olayları hariç tutun (Şekil 1B ve C). Sonrasında, döküntüleri (debris) hariç tuttuğunuzdan emin olarak ileri ve yan saçılmaya (forward and side scatter) göre ilgilenilen hücreleri kapılayın (gate) (Şekil 1D).
- Başka bir nokta grafiği oluşturun ve APC'leri fenotipik olarak karakterize eden CD45+ ve I-Ab+ hücrelerini daha detaylı kapılayın (Şekil 1E).
- Ayrı bir nokta grafiğinde, spesifik DC ve makrofaj alt kümelerini (R1, R2 ve R3; Şekil 1F) ayırt etmek için CD11b ve CD11c ekspresyonunu analiz edin. R1 hücreleri CD11c+ CD11bdull/- hücrelerdir. R2 bölgesi, bu hücrelerin R1 hücreleriyle benzer düzeylerde CD11c yüzey ekspresyonuna sahip olduğu ancak aynı zamanda CD11b eksprese ettiği şekilde belirlenmiştir. Bundan sonra, R3 bölgesi CD11b+ ve CD11cdull/- olan hücreler için atanmıştır.
- Makrofaj ve DC popülasyonlarını sırasıyla farklılaştırmak için R1, R2 ve R3 bölgelerini F4/80 ve CD103 ekspresyonu açısından daha detaylı analiz edin. R1'deki CD11c+ CD11bdull/- hücreleri, yüksek düzeylerde αE integrini olan CD103 ve düşük düzeylerde F4/80 eksprese eder (Şekil 1G). R2'deki CD11b+CD11c+ hücreleri, CD103 ve F4/80'in dikotomik ekspresyonuna dayanarak hem DC'lerden hem de makrofajlardan oluşur (Şekil 1H). Son olarak, R3'teki CD11b+CD11cdull/- hücreleri, F4/80+ ve CD103- fenotipik profiline dayanarak makrofajları oluşturur (Şekil 1I)16.
6. Temsili Sonuçlar
Şekil 1. İntestinal DC'ler ve makrofajlar için kapılama stratejisi. Analizden önce ölü hücreler (A) ve dubletler (B ve C) dışlandı, ardından ince bağırsak hücreleri ileri ve yan saçılıma göre kapılandı (D) ve APC'ler CD45+I-Ab+ (E) olarak tanımlandı. Makrofajlar ve DC'ler, CD11b ve CD11c ekspresyonu ile belirlendi (F). R1 (G), R2 (H) ve R3 (I) popülasyonları üzerinde ön kapılama yapılan hücreler için CD103 ve F4/80 ekspresyonu analiz edildi.
Şekil 2. Hücre verimi ve antikor boyama kalitesi sindirim süresine bağlıdır. Yetersiz (A, D), optimal (B, E) veya aşırı (C, F) sindirilmiş intestinal dokunun CD11b ve CD11c boyama örüntüsü ve toplam hücre verimi.
Bağırsak hücreleri bir C57BL/6 fare ince bağırsağından izole edildi ve DC'ler ile makrofajlar BD LSR II üzerinde FACS ile analiz edildi. Voltaj ve kompanzasyon, boyanmamış ve tek florokromla boyanmış splenositler kullanılarak ayarlandı. Ölü hücreler (Şekil 1A) ve dubletler (Şekil 1B ve C) öncelikle analiz dışı bırakıldı. İlgi duyulan hücreler daha sonra forward ve side scatter'a (Şekil 1D), ardından CD45+ ve I-Ab+ hücrelerin kapılanmasına (Şekil 1E) göre analiz edildi. Sonrasında, üç bölgeyi tanımlamak için (R1, R2 ve R3; Şekil 1F) CD45+I-Ab+ hücreler arasında CD11b ve CD11c ekspresyonu değerlendirildi. DC'leri ve makrofajları birbirinden ayırt etmek için bu üç bölgedeki CD103 ve F4/80 ekspresyonu sırasıyla değerlendirildi. R1'deki CD11c+ CD11bdull/- hücreler, yüksek düzeyde αE integrin ve CD103 ile düşük düzeyde F4/80 ekspresyonu gösterdi (Şekil 1G). R2'nin CD11b+CD11c+ hücreleri, CD103 ve F4/80'in dikotomik ekspresyonlarına dayanarak hem DC'lerden hem de makrofajlardan oluşuyordu (Şekil 1H); öte yandan R3'ün CD11b+CD11cdull/- hücreleri, F4/80+ ve CD103- fenotipik profiline dayanarak makrofajları oluşturmaktaydı (Şekil 1I)16. R2 kapısındaki makrofajlar ile R3 kapısındaki makrofajlar benzer forward ve side scatter özelliklerine sahiptir ve CD11c ekspresyonu ile ayırt edilebilirler. Bu alt kümelerin fonksiyonel dikotomisi henüz tam olarak anlaşılamamıştır.
Doku sindirim süresinin toplam hücre verimi ile CD11b ve CD11c ekspresyonu arasındaki ilişki Şekil 2'de gösterilmiştir. 3 dk boyunca sindirilen bağırsak dokusu (yetersiz sindirim), düşük toplam hücre sayısı (Şekil 2D) ve dolayısıyla karakterizasyon için uygun az sayıda DC ve makrofaj (Şekil 2A) sağlamıştır. 11 dk boyunca gerçekleştirilen doku sindirimi, yüksek düzeylerde CD11b ve CD11c eksprese eden ve fenotipik olarak belirgin DC ve makrofaj popülasyonları içeren (Şekil 2C) güçlü bir canlı hücre verimi üretmiştir (Şekil 2E). Buna karşılık, 50 dk boyunca sindirim (aşırı sindirim), optimize edilmiş sindirimle karşılaştırıldığında benzer bir hücre verimiyle sonuçlanmış (Şekil 2E ve F), ancak CD11c ekspresyonunun azalmasıyla (Şekil 2C) ve ölü hücre sayısının artmasıyla (veriler gösterilmemiştir), CD11b ve CD11c kullanılarak farklı hücre popülasyonlarının ayırt edilmesi daha belirsiz hale gelmiştir.
Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.
Tartışma
Şekil 3. Hücre veriminin ve yüzey antijen ekspresyonunun optimizasyonu için önemli faktörler. Hücre verimi ve yüzey antijen ekspresyonu; doku sindirim süresinden, kollajenazın spesifik özelliklerinden, doku parçalama derecesinden ve doku bütünlüğü ile hücreselliğini etkileyebilen inflamasyonun va...
Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.
Açıklamalar
Herhangi bir çıkar çatışması beyan edilmemiştir.
Teşekkürler
Hücre ayırma işlemi için Aaron Rae'ye (Emory Üniversitesi Pediatri Bölümü ve Atlanta Çocuk Sağlığı Merkezi Akış Çekirdeği) teşekkür ederiz. Bu çalışma, NIH hibe AA01787001, Crohn ve Kolit Vakfı Amerika'dan (Crohn's and Colitis Foundation of America) alınan bir Kariyer Geliştirme Ödülü ve T.L.D.'ye verilen bir Emory-Egleston Çocuk Araştırma Merkezi başlangıç hibesi ile desteklenmiştir.
Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.
Malzemeler
| Ad | Şirket | Katalog numarası | Yorumlar |
|---|---|---|---|
| 1X PBS, Ca2+2+- ve Mg2+-siz/suz | |||
| Fenol kırmızılı Hank dengeli tuz çözeltisi (HBSS) | Fisher Scientific | SH3001603 | |
| Sodyum bikarbonat | Sigma-Aldrich | S6014 | |
| %0,85'lik NaCl içinde 1M HEPES | Lonza Inc. | 17-737E | |
| Fetal bovine serum (FBS) (Fetal sığır serumu) | Atlanta Biologicals | S11150H | Isıyla inaktive edilmiş |
| 0,5M EDTA (pH 8,0) | Cellgro | 46-034-CI | |
| Kollagenaz tip VIII | Sigma-Aldrich | C2139 | |
| DNaz I | Roche Grubu | 14785000 | Stok çözelti: 100mg/ml |
| 405 nm eksitasyon için LIVE/DEAD Fixable Aqua Ölü Hücre Boyama Kiti | Invitrogen | L34957 | 1:1000 oranında kullanın |
| CD45-PerCP mAb (30F11) | BD Biosciences | 557235 | 1:100 oranında kullanın |
| CD103-PE mAb (M290) | BD Biosciences | 557495 | 1:100 oranında kullanın |
| FcγRIII/II mAb (2.4G2) | BD Biosciences | 553141 | 1:200 oranında kullanın |
| CD11c-APC mAb (N418) | eBioscience | 17-0114-82 | 1:100 oranında kullanın |
| MHC-II (I-Ab)-Alexa Fluor 700 mAb | eBioscience | 56-5321-82 | 1:100 oranında kullanın |
| CD11b-eFluor 450 mAb (M1/70) | eBioscience | 48-0112-82 | 1:200 oranında kullanın |
| F4/80-PE-Cy7 mAb (BM8) | eBioscience | 25-4801-82 | |
| CD11b mikroboncukları | Miltenyi Biotec | 130-049-601 | |
| CD11c mikroboncukları | Miltenyi Biotec | 130-052-001 | |
| 50 mL konik tüpler | BD Biosciences | 352098 | |
| Tek ağlı tel süzgeç | Chefmate | ||
| Küçük tartım kabı | Fisher Scientific | 08-732-116 | |
| 100 μhücre süzgeci | BD Biosciences | 352360 | |
| 40 μhücre süzgeci | BD Biosciences | 352340 | |
| 5 mL polistiren yuvarlak tabanlı tüpler | BD Biosciences | 352235 | 1:100 oranında kullanın |
| MaxQ 4450 tezgah üstü orbital çalkalayıcı | Thermo Fisher Scientific, Inc. | ||
| LS MACS kolonu | Miltenyi Biotec | 130-042-401 | |
| LSR II | BD Biosciences | ||
| FACSAria II | BD Biosciences |
Kaynaklar
- Maloy, K. J., Powrie, F. Intestinal homeostasis and its breakdown in inflammatory bowel disease. Nature. 474, 298-306 (2011).
- Nagler-Anderson, C., Terhoust, C., Bhan, A. K., Podolsky, D. K. Mucosal antigen presentation and the control of tolerance and immunity. Trends Immunol. 22, 120-122 (2001).
- Abraham, C., Medzhitov, R. Interactions between the host innate immune system and microbes in inflammatory bowel disease. Gastroenterology. 140, 1729-1737 (2011).
- Macdonald, T. T., Monteleone, I., Fantini, M. C., Monteleone, G. Regula tine. Gastroenterology. 140, 1768-1775 (2011).
- Rescigno, M. Intestinal dendritic cells. Adv. Immunol. 107, 109-138 (2010).
- Platt, A. M., Bain, C. C., Bordon, Y., Sester, D. P., Mowat, A. M. An independent subset of TLR expressing CCR2-dependent macrophages promotes colonic inflammation. J. Immunol. 184, 6843-6854 (2010).
- Coombes, J. L., Powrie, F. Dendritic cells in intestinal immune regulation. Nat. Rev. Immunol. 8, 435-446 (2008).
- Kelsall, B. Recent progress in understanding the phenotype and function of intestinal dendritic cells and macrophages. Mucosal Immunol. 1, 460-469 (2008).
- Pulendran, B., Tang, H., Denning, T. L. Division of labor, plasticity, and crosstalk between dendritic cell subsets. Curr. Opin. Immunol. 20, 61-67 (2008).
- Denning, T. L., Wang, Y. C., Patel, S. R., Williams, I. R., Pulendran, B. Lamina propria macrophages and dendritic cells differentially induce regulatory and interleukin 17-producing T cell responses. Nat. Immunol. 8, 1086-1094 (2007).
- Niess, J. H. CX3CR1-mediated dendritic cell access to the intestinal lumen and bacterial clearance. Science. 307, 254-258 (2005).
- Milling, S. W., Cousins, L., MacPherson, G. G. How do DCs interact with intestinal antigens. Trends Immunol. 26, 349-352 (2005).
- Bilsborough, J., Viney, J. L. Gastrointestinal dendritic cells play a role in immunity, tolerance, and disease. Gastroenterology. 127, 300-309 (2004).
- Stagg, A. J., Hart, A. L., Knight, S. C., Kamm, M. A. The dendritic cell: its role in intestinal inflammation and relationship with gut bacteria. Gut. 52, 1522-1529 (2003).
- Medina-Contreras, O. CX3CR1 regulates intestinal macrophage homeostasis, bacterial translocation, and colitogenic Th17 responses in mice. J. Clin. Invest. 121, 4787-4795 (2011).
- Denning, T. L. Functional Specializations of Intestinal Dendritic Cell and Macrophage Subsets That Control Th17 and Regulatory T Cell Responses Are Dependent on the T Cell/APC Ratio, Source of Mouse Strain, and Regional Localization. J. Immunol. , 187-733 (2011).
- Kim, Y. G. The Nod2 sensor promotes intestinal pathogen eradication via the chemokine CCL2-dependent recruitment of inflammatory monocytes. Immunity. 34, 769-780 (2011).
- Schulz, O. Intestinal CD103+, but not CX3CR1+, antigen sampling cells migrate in lymph and serve classical dendritic cell functions. J. Exp. Med. 206, 3101-3114 (2009).
- Jaensson, E. Small intestinal CD103+ dendritic cells display unique functional properties that are conserved between mice and humans. J. Exp. Med. 205, 2139-2149 (2008).
- Uematsu, S. Regulation of humoral and cellular gut immunity by lamina propria dendritic cells expressing Toll-like receptor 5. Nat. Immunol. 9, 769-776 (2008).
- Schenk, M., Bouchon, A., Seibold, F., Mueller, C. TREM-1--expressing intestinal macrophages crucially amplify chronic inflammation in experimental colitis and inflammatory bowel diseases. J. Clin. Invest. 117, 3097-3106 (2007).
- Sun, C. M. Small intestine lamina propria dendritic cells promote de novo generation of Foxp3 T reg cells via retinoic acid. J. Exp. Med. 204, 1775-1785 (2007).
- Kamada, N. Abnormally differentiated subsets of intestinal macrophage play a key role in Th1-dominant chronic colitis through excess production of IL-12 and IL-23 in response to bacteria. J. Immunol. 175, 6900-6908 (2005).
- Denning, T. L. CD4+ Th cells resembling regulatory T cells that inhibit chronic colitis differentiate in the absence of interactions between CD4 and class II MHC. J. Immunol. 171, 2279-2286 (2003).
Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.
Yeniden basım ve izinler
