Yöntem makalesi

Mikro-Bilgisayarlı Tomografi ile Çıplak Fareler içine İnsan Yağ Enjeksiyonu Canlılığına Değerlendirilmesi

10.7K görüntüleme

⸱

DOI:

10.3791/52217

⸱

7 Ocak 2015

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Hagey Laboratory for Pediatric Regenerative Medicine, Department of Surgery, Plastic and Reconstructive Surgery Division, Stanford University School of Medicine, 2Institute for Stem Cell Biology and Regenerative Medicine, Stanford University School of Medicine

* These authors contributed equally

Bu makalede

Özet

Yağ grefti, yumuşak doku açıklarının yeniden yapılandırılması için önemli bir tekniktir. Bununla birlikte, değişken greft sağkalımı ile karakterize öngörülemeyen bir prosedür olmaya devam etmektedir. Amacımız, farklı yağ grefti hazırlama ve uygulama teknikleri arasındaki hacim tutulmasını karşılaştırmak için yeni bir görüntüleme yöntemi kullanan bir fare modeli tasarlamaktı.

Özet

Lipotransfer vücutta yumuşak doku eksikliklerinin tedavisinde cerrahın araçları arasında önemli bir araçtır. Yağ o, hazır kolayca elde ucuz ve doğal biyo-uyumlu olarak ideal bir yumuşak doku dolgu olduğunu. 1 Ancak, gelişen popülariteye rağmen, yağ grefti 10 yerde değişen yayınlanan tutma oranları ile, öngörülemeyen sonuçlara ve değişken greft sağkalım tarafından engellenmektedir -80%. 1-3

Yağ grefti ile ilgili soruşturma kolaylaştırmak için, biz bu nedenle enjekte yağ hacmi tutma gerçek zamanlı analiz için izin veren bir hayvan modeli geliştirdik. Kısaca, küçük bir kesik, bir CD-1 çıplak farenin derisi yapılır ve işlenmiş lipoaspirate 200-400 ul kafatası üzerine yerleştirilir. kafa derisi çünkü yardımları kafatasında tarafından sağlanan mükemmel arka plan kontrast, nedeniyle yerli deri altı yağ onun yokluğunda alıcı yeri olarak seçilen veAnaliz süreci. Mikro-bilgisayarlı tomografi (mikro-CT) başlangıçta greft ve bundan sonra her iki haftada bir tarama için kullanılır. BT görüntüleri yeniden inşa edilir ve bir görüntüleme yazılımı greft hacimlerini ölçmek için kullanılır.

Geleneksel teknikler ex vivo fiziksel ölçümleri ile greft ağırlık ve hacim sadece tek bir değerlendirme sağlamak için çalışma hayvanı euthanizing zorunlu olan yağ grefti hacmini değerlendirmek için. Biyokimyasal ve histolojik karşılaştırmaları aynı şekilde ötenazi için çalışma hayvanı gerektirmiştir. Bu tarif görüntüleme tekniği çalışması hayvan kurban zorunda kalmadan görselleştirme ve objektif ilk aşılama sonrası çoklu zaman noktalarında hacmi miktarının avantajı sunuyor. tekniği büyük greftler, risk deri ve yağ nekrozu olarak enjekte edilmesi mümkün greft boyutu ile sınırlıdır. Bu yöntem yağ grefti canlılığını ve hacim tutma değerlendiren tüm çalışmalar için yarar vardır. Özellikle providi çok uygundurYağ grefti bir görsel temsilini ng ve zamanla hacim değişiklikleri takip.

Giriş

Yumuşak doku defektleri travma, tümör rezeksiyonu, yaşlanma ve konjenital anomali gibi çeşitli nedenlerle ortaya çıkar. Hastalar için zayıflatıcı olabilirler ve rekonstrüktif cerrahlar için en yaygın, ancak zorlu sorunlardan birini temsil ederler. Yumuşak doku eksikliklerini gidermek için lokal ve serbest flepler, kollajen enjeksiyonları ve sentetik dolgu maddeleri gibi birçok yöntem mevcuttur. 4-8 Bununla birlikte, 1893'te Neuber tarafından belgelenen ilk kullanımından buyana1, otolog yağ transferi, kullanıma hazır, toplanması kolay ve güvenli ve doğal olarak uyumlu olduğu için yumuşak doku açıklarının onarımı için altın standart olmaya devam etmektedir. 1,2

Bu avantajlara rağmen, otolog yağ greftleri, zaman içinde %10-80 arasında değişen tutma oranları ile öngörülemeyen ve değişken sağkalımdan muzdariptir. 1-3,9 Bu beklenen hacim ve simetri kaybını hesaba katmak için, cerrahlar yumuşak doku defektlerini doldururken genellikle aşırı düzeltme yapmalı veya birden fazla takip prosedürü uygulamalıdır.

Kötü vaskülarize greft yatakları bu doku rezorpsiyonundan kısmen sorumludur. Ek olarak, greft sağkalımını karşılaştırmak için bir kıyaslama analiz yönteminin olmaması da rapor edilen sonuçlardaki tutarsızlığa katkıda bulunabilir. Greft hacmini ölçmek için kesin bir yöntem, tutma oranlarını değerlendirirken ölçüm hatasını azaltacaktır. Bu da araştırmacıların greft sağkalımını etkileyen nedensel faktörleri daha doğru bir şekilde belirlemelerine yardımcı olacaktır. Birçok laboratuvar hayvanı modeli, insan yağ grefti sağkalımının hem nicel hem de kalitatif değerlendirmesini kolaylaştırmış olsa da, çoğu histolojik ve biyokimyasal araçlara dayanır ve tek bir ölçüm elde etmek için çalışma hayvanının feda edilmesini gerektirir. 3,10-12 İn vivo yağ grefti hacim retansiyonunu belirlemek için görüntüleme tekniklerinin kullanımı hakkında çok az şey bildirilmiştir.

Bir avuç klinik çalışma, görüntüleme kullanarak daha etkili ölçüm teknikleri göstermiştir. Manyetik Rezonans Görüntüleme (MRG) Hörl ve arkadaşları tarafından kullanıldı.yağ grefti sağkalımını ölçmek için13 ve BT Har-Shai ve ark. tarafından kullanıldı.ve Fontdevila ve ark. HIV'den muzdarip hastalarda aşılama sonrası hacim tutma analizlerinde. 14,15 Üç boyutlu (3D) görüntüleme yazılımı kullanan Meier ve ark. Otolog yağ grefti sonrası insanlarda preoperatif ve postoperatif döneme ait görüntüleri karşılaştırarak hacim kalıcılığı ölçüldü. 16

Ancak, yağ grefti sağkalımını ölçmek için görüntüleme kullanan standart bir yöntem temel bilim araştırmalarında eksiktir. Yağ greftlerinin hacimlerini değerlendirmek için yüksek çözünürlüklü bir görüntüleme yaklaşımı, yalnızca doğru ve tekrarlanabilir hacim ölçümlerine değil, aynı zamanda yağ grefti sağkalımının evriminin gerçek zamanlı bir şekilde görselleştirilmesine olanak tanıyan tekrarlanan ölçümlere de izin verecektir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

NOT: Deneysel protokoller ve yağ elde etmek için hasta onam formları gözden ve Stanford Üniversitesi Kurumsal Değerlendirme Kurulu (Protokol # 2188) tarafından onaylanmıştır. Tüm hayvan prosedürleri Protokol # 9999 kapsamında Laboratuar Hayvan Bakımı (APLAC) Stanford İdari Heyeti tarafından kabul edildi. Tüm deneyler hayvan güvenliği ve insani bakım kurallarına sıkı sıkıya bağlı kalmanın ile yapılmıştır.

1. Yağ Toplama

  1. Coleman prosedür 17-19 kullanarak, seçmeli liposuction uygulanan sağlıklı kadın hastaların karın, kanadını, ve / veya uyluk bölgelerinden insan yağ dokusu edinin.
  2. Aşılama için lipoaspirate işlemek için, yağ 30 dakika yerleşmek için izin vererek başlar.
  3. Lipoaspirate genellikle altta üstündeki yağ, ortada yağ ve kan, üç katmanları içine yerleşir. Aspire ve üst petrol tabakası ve alt kan katmanı atın.
  4. Ayrıca kalan tumesc kaldırmak içinent akışkan ya da hücre döküntüsü, 350 x g'de 5 dakika 4 ° C yağ santrifüj ve alt sulu tabaka aspire.
  5. % 20 dağıtım hata sağlayan, aşılama için gerekli olan yağ miktarını hesaplayın ve 50 ml konik (lar) istenen yağ hacmi aktarın. Aşılama için gerekli olan yağ mikrolitre elde etmek için çalışma fare sayısı olarak 400 ile çarpın.
  6. Bu noktada, performans Celi Lipotransfer 20,21 Destekli ise, buz üzerinde aşılama için yağın yer hacmi. Sonra Zuk ve ark 22 tarafından tarif edilen standart tekniği kullanılarak, kalan yağdan yağ kaynaklı stromal hücreler (TSK) hasat.

2. Yağ Tırnak

  1. Kadın, deneysel çalışma için homozigot CD-1 çıplak fareler edinin. Yaş 12 hafta - 8 arası fareler seçin.
  2. Yaklaşık 10 dakika boyunca, 2 L / dakika ile% 2.5 izofluran / oksijen karışımı ile bir portatif kutu içine anestezi yer fare teşvik etmek için. Tavsiye isof unutmayınlurane doz fare suşu ile değişir.
  3. Fare solunum hızı yavaşladı zaman bir ayak tutam yeterli sedasyon onaylayın. Fare hem gözlere veteriner yağlama oftalmik merhem sürün.
  4. Fare ayak tutam yanıt olarak korkmak etmez, bu anestezi yeterli bir düzlem teyit etmektedir. / Dak 1-2 L% 2.5 izofluran / oksijen karışımı teslim bir roket ucu konisi içine farenin burnunu yerleştirin. Fare ayak tutam gelen çekilir ise, 5 dakika sonra yok etme kutusu ve tekrar test dönün.
  5. % 70 etanol solüsyonu ardından% 2.5 povidon-iyot ile kafa derisi sterilize sonra farenin altındaki steril alan ayarlayın ve. İki kez daha tekrarlayın.
  6. Fare üzerinde cerrahi perdeler yerleştirin ve steril alan korumak için dikkatli olun. Steril cihazlar, eldiven ve PPE her zaman kullanılmalıdır.
  7. Yağ hacmi, daha önce buz üzerine yerleştirildi aşılanmak için, önce teslim edilmeden önce oda sıcaklığına kadar ayarlamak için yağ sağlar.
  8. 1 ml ile 1 ml Luer-kilit şırınga Backloadşişman.
  9. Şırınganın ucuna bir 14 G, 8 cm uzunluğunda yağ grefti kanül bağlayın.
  10. Yağ 200 ila 400 ul kadar şırınga itme asal sistem şırınga içinde kalır. Şırınga itme yaparken kanül tamamen uzak kanül delik çıkan yağ gözlemleyerek yağ ile dolu olduğunu onaylayın.
  11. Ince forseps kullanarak, kafatasının kaudal-en yönü örten orta hatta dorsal cilt kaldırın. Ince makas kullanarak deride kesilmiş bir 1.5 mm yapın.
  12. Daha sonra aşılama gerçekleştirildikten sonra yara araya kenarları getirmek için kullanılacak kesme ortasından tek 6-0 naylon dikiş yerleştirin. Sütürü.
  13. Cilt kesisi ile kanül takılması ve örten deride herhangi bir bağ dokusu ekleri ücretsiz kafatası üzerinde bir yelpaze şeklinde desen ileri geri kanül geçirerek kafatası üzerinde deri altı cebe oluşturun.
  14. Cep oluşturulduktan sonra, c konumunaDoğrudan ucu kadar kafatası üzerinde fare orta hatta annula sadece göz arasında çizilen bir çizginin gerisinde olmalıdır cebinden rostral-en yönü yatıyor. (Şekil 1A)
  15. Yavaşça geri kanül çekerken pistonu ilerleyen, retrograd olarak yağ enjekte. Forseps kullanarak, bir araya yara kenarlarını getirmek ve cebinden sızmasını herhangi bir yağ tutmak için onları yukarı kaldırın.
  16. Daha önce ilk düğüm cilt hafifçe yatıyor emin, yerleştirildi dikiş kravat. Üç kare knot kravat ve 3 mm kuyruğu ile dikiş kesti. (Şekil 1B)
  17. Görselleştirme ve cep doldurulmadığından ve cep örten deri gergin değildir manuel palpasyon ile onaylayın. Cep doldurursanız, dikiş kesim ve cebinden içinde tüm yağ çıkarmak. Fosfat tamponlu tuzlu su (PBS), pH 7.4 ile cep yıkayın ve yağ daha küçük bir hacmi yeniden enjekte edilir.
  18. Bir fareyi çıkarınkendisi tarafından temiz bir kafes içinde onun arkasında veya yanında nesthesia ve yer. Düzenli nefes normal hareketler, kanama olmaması ve ağrı veya sıkıntı belirtileri hayvan izleyin. Hayvan acı ise kadar 48 saat boyunca buprenorfın 0.1 mg / kg subkutan her 6 saat yönetme.
  19. Hayvan katılımsız ayrılmadan önce sternum yatma korumak için yeterince uyandı emin olun. Tamamen iyileşene kadar diğer hayvanlarla bir kafese hayvan koymayın.
  20. 4 saat sonra, hayvan yemek ve içmek hareket ve normal nefes mümkün olduğundan emin olun ve ameliyat sitesinden kanama hiçbir olduğunu. Hayvan bakım tesisi için dönün.

3. Mikro-BT

  1. Tarama ameliyat sonrası 3. günde başlangıç ​​hacmi fareler ve ameliyat sonrası 2, 4, 6 ve 8 taramalar tekrarlayın.
  2. Her zaman noktasında fareler görüntüleme yaparken, S daha önce belirtildiği gibi öncesi ve işlem sonrası sedasyon ve hayvan bakım yönergeleri izleyin2,2-2,4 ve 2,17-2,19 Teps'in.
  3. 100 mm veya daha iyi bir rekonstrüksiyon voksel boyutu ile bir mikro-CT tarayıcı taramalar yapın.
  4. 80 kVp bir tepe X-ışını kilovoltajin 450 uA bir anot akımı, her bir fare için bir 9 dakika tarama sırasında yaklaşık 5 centiGy bir katyon dozunun tatbik edilmesi. Bu değerler tarama protokolü bağlı olarak değişebilir unutmayın.
  5. İlk tarama yapmadan önce, hava, su ve kemik yoğunluğu arasında ayırım bir görüntüleme fantom mikro-BT kalibre.
  6. İki üst fareler ve altta iki ile ventral pozisyonda tarayıcı içine dört fareler yerleştirin. Bir tarama yatak kolayca fare gövdesini ve burun konileri gibi 10 ml şırınga tutmak için 60 ml şırınga kullanılarak inşa edilebilir. 23
  7. Dakika başına 1-2 L% 2.5 izofluran / oksijen karışımı ile anestezi altında fareler koruyun.
  8. Izci görüntü ile onaylayın ilk servikal vertebra için burundan ve kafatasının üst SKU tabanına fare tüm kafatası,ll, görüntülü edilecektir.

4. Mikro-BT Analizi

  1. Piksel yoğunluğu için eşikler kullanarak vokselleri seçerek İlgi Bölgeler oluşturulmasını sağlayan bir mikro-BT görüntüleme analiz yazılımı (ROI) ile yeniden görüntüleri açın. Yazılım ayrıca 3D oluşturulması seçilen voksellerin enterpolasyon yoluyla yüzeyleri ve hacim analizi için izin verir.
  2. İki boyutlu (2D) koronal, aksiyel, sagital ve görünümlerde yeniden BT görüntüleri yükleyerek başlayın. (Şekil 2A)
  3. Bir kılavuz olarak eksenel dilim kullanarak, yağ grefti en sol yanına gelir sagital dilim gidin. Yağ grefti karşılık gelen tüm vokselleri yakalar piksel yoğunluğu için bir üst ve alt eşiği seçin, ama bu çevredeki doku ve kemik dışlar. (Şekil 2B)
  4. Daha önce tanımlanmış piksel yoğunluğu eşik kullanarak yağ grefti karşılık sagital görünümde bir ROI tanımlayın. Rgreft sağ-en-boy ulaşana kadar navigasyon, bu prosedürü her beşinci sagital dilim EPEAT. (Şekil 2C)
  5. Tek bir birleşik 3D ROI içine tüm 2D ROI yıllardan seçilen vokselleri enterpolasyon. (Şekil 2B)
  6. Yazılım tarafından hesaplanan Kayıt ROI hacmi.
  7. Nihai yağ grefti hacmi görselleştirmek için 3D isosurface Render. (Şekil 2E)
  8. Sonraki analizlerde, piksel yoğunluğu maksimum ve minimum eşik değerleri temel analizi için kullanılan aynı tutmak için emin olun.

5. Yağ Hasat

  1. Fareler hafta 8 24,25 zaman noktası için tarandıktan sonra, daha önce Steps 2,2-2,4 ve 2,17-2,19 yukarıda açıklandığı gibi fareler uyutmak.
  2. APLAC yönergeleri izleyerek, onların omurilik sütunları ayırarak fareler euthanize.
  3. Operatif alanda fare yerleştirin. Tenotominin makas kullanarak dikkatlice cep açın ve t teşrihO yağ grefti gelen deri ve bağ dokusu ekleri örten.
  4. Bu noktada, greft ekstre yardımcı olmak için üstteki sırt derisi yaması çıkarılması için yardımcı olabilir. (Şekil 3A)
  5. Hafifçe forseps ile greft üzerindeki çekişi muhafaza ve makas ile serbest gereken gerginlik ardışık noktaları görselleştirmek için bir taraftan diğerine greft çevirin.
  6. Greft ile çekilen bağ dokusu en aza indirmek için eksize mümkün olduğu greft olarak yakın kalmak. (Şekil 3B)
  7. Greft eksize sonra, en az 0.01 gram doğru bir daralı ölçekte kitle ölçün.
  8. Ölçülen kütle değeri kullanılarak yağ greft hacmi ve bir dönüşüm oranı, insan yağ ortalama yoğunluğu (0.9 g / mi) hesaplayın.
  9. Mikro-CT kullanılarak elde edilen yağ grefti hesaplanan hacmi karşılaştırın.
  10. Gerekirse yağ greft histoloji veya daha fazla analiz için işlenebilir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Yağ greftler giderek Hafta 8 tarama bitiminde 8. Hafta (Şekil 4A) tarafından% 62.2 ortalama sağkalım 24 sonuçlanan, çalışma boyunca hacmi azaldı, her yağ grefti tek parça ekstre edildi. Bir Wilcoxan rank sum testi ya mikro-BT ile elde edilen veya fiziksel kitle hesaplanan yağ greft hacmi ölçümleri arasındaki farkı karşılaştırmak için kullanıldı. Anlamlı bir fark bu iki yöntem (iki taraflı p-değeri = 0,9362) arasında bulunmuştur. (Şekil 4B)

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Bu noktaya kadar, pek çok araştırmacı yağ greftlerinin uzun süreli sağkalım ölçmek olmayan görüntüleme yöntemleri dayanıyordu, ancak bu yöntemler çalışma hayvanın kurban gerektirir ve sadece tek bir ölçüm elde var. 3,10-12 Çalışmamız temsil bir fare modelinde yağ aşı yaşamda kalması amacı, gerçek zamanlı kantitatif izin geliştirilmiş bir analiz metodu.

Bu süreçte kritik bu sağlam bağışıklık sistemine sahip fare kullanıldığında ortaya çıkabilecek greft reddini engellemektedir yeter...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarların hiçbirinin rapor edecek herhangi bir rakip mali çıkarı yoktur.

Teşekkürler

Bu çalışma, ACS Franklin H. Martin Fakültesi Araştırma Bursu, Hagey tarafından desteklenen Meşe Vakfı, Pediatrik Rejeneratif Tıp Hagey Laboratuvarı ve MTLDCW Ulusal Sağlık, Hibeler NIHR21DE019274, NIHR01DE019434, NIHR01DE021683 Enstitüsü ve NIHU01HL099776 tarafından desteklenen Pediatrik Rejeneratif Tıp ve Stanford Üniversitesi Çocuk Sağlığı Araştırma Enstitüsü Fakültesi Akademik Ödülü için laboratuvar. Mikro-CT İn Vivo Görüntüleme Yenilik Stanford Merkezi'nde gerçekleştirildi.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
SAL lipoaspirat
SantrifüjBeckman Coulter, Inc., Pasadena, CA
50 ml konik tüplerBD Biosciences, San Jose, CA
CD-1 çıplak fareler (Crl: CD1-Foxn1 nu< / sup>)Charles River Laboratories, Inc., Wilmington, MA
IsofluranHenry Schein, Dublin, OH
% 2.5 BetadinePurdue Pharma, LP, Stamford, CT
70 Etanol çözeltisi Altın Kalkan, Hayward, CA
1cc luer-lock şırıngaBD Biosciences, San Jose, CA
14 gauge kanülShippert Medical, Centennial, CO
ForsepsGüzel Bilim Araçları, Heidelberg, Almanya
Tenotomi makasıGüzel Bilim Aletleri, Heidelberg, Almanya
6-0 naylon sütürEthicon, Mavi Kül, OH
Fosfat tamponlu salinGibco, Carlsbad, CA
mikro-CT tarayıcı Siemens Sağlık, Pleasanton, CA
Fantom TriFoil Imaging, Northridge, CA
Görüntüleme analiz yazılımıIRW, Siemens Healthcare, Pleasanton, CA
Scale Mettler-Toledo Uluslararası Uluslararası, Inc., Columbus, OH
%

Kaynaklar

  1. Gir, P., et al. Fat grafting: evidence-based review on autologous fat harvesting, processing, reinjection, and storage. Plast Reconstr Surg. 130 (1), 249-258 (2012).
  2. Kaufman, M. R., et al. Autologous fat transfer national consensus survey: trends in techniques for harvest, preparation, and application, and perception of short- and long-term results. Plast Reconstr Surg. 119 (1), 323-331 (2007).
  3. Smith, P., et al. Autologous human fat grafting: effect of harvesting and preparation techniques on adipocyte graft survival. Plast Reconstr Surg. 117 (6), 1836-1844 (2006).
  4. Eppley, B. L., Dadvand, B. Injectable soft-tissue fillers: clinical overview. Plast Reconstr Surg. 118 (4), 98e-106e (2006).
  5. Yarborough, J. M. The treatment of soft tissue defects with injectable collagen. Am J Med Sci. 290 (1), 28-31 (1985).
  6. Baumann, D. P., Butler, C. E. Soft tissue coverage in abdominal wall reconstruction. Surg Clin North Am. 93 (5), 1199-1209 (2013).
  7. Tukiainen, E. Chest wall reconstruction after oncological resections. Scand J Surg. 102 (1), 9-13 (2013).
  8. Zan, T., et al. Surgical treatment of facial soft-tissue deformities in postburn patients: a proposed classification based on a retrospective study. Plast Reconstr Surg. 132 (6), 1001e-1014e (2013).
  9. Bucky, L. P., Percec, I. The science of autologous fat grafting: views on current and future approaches to neoadipogenesis. Aesthet Surg J. 28 (3), 313-321 (2008).
  10. Lee, J. H., et al. The effect of pressure and shear on autologous fat grafting. Plast Reconstr Surg. 131 (5), 1125-1136 (2013).
  11. Kirkham, J. C., et al. The impact of liposuction cannula size on adipocyte viability. Ann Plast Surg. 69 (4), 479-481 (2012).
  12. Medina, M. A., et al. 3rd et al. Polymer therapy: a novel treatment to improve fat graft viability. Plast Reconstr Surg. 127 (6), 2270-2282 (2011).
  13. Horl, H. W., Feller, A. M., Biemer, E. Technique for liposuction fat reimplantation and long-term volume evaluation by magnetic resonance imaging. Ann Plast Surg. 26 (3), 248-258 (1991).
  14. Har-Shai, Y., Lindenbaum, E. S., Gamliel-Lazarovich, A., Beach, D., Hirshowitz, B. An integrated approach for increasing the survival of autologous fat grafts in the treatment of contour defects. Plast Reconstr Surg. 104 (4), 945-954 (1999).
  15. Fontdevila, J., et al. Assessing the long-term viability of facial fat grafts: an objective measure using computed tomography. Aesthet Surg J. 28 (4), 380-386 (2008).
  16. Meier, J. D., Glasgold, R. A., Glasgold, M. J. Autologous fat grafting: long-term evidence of its efficacy in midfacial rejuvenation. Arch Facial Plast Surg. 11 (1), 24-28 (2009).
  17. Coleman, S. R. Structural fat grafts: the ideal filler. Clin Plast Surg. 28 (1), 111-119 (2001).
  18. Coleman, S. R. Structural fat grafting: more than a permanent filler. Plast Reconstr Surg. 118 (3 Suppl), 108S-120S (2006).
  19. Pu, L. L., Coleman, S. R., Cui, X., Ferguson, R. E., Vasconez, H. C. Autologous fat grafts harvested and refined by the Coleman technique: a comparative study. Plast Reconstr Surg. 122 (3), 932-937 (2008).
  20. Matsumoto, D., et al. Cell-assisted lipotransfer: supportive use of human adipose-derived cells for soft tissue augmentation with lipoinjection. Tissue Eng. 12 (12), 3375-3382 (2006).
  21. Yoshimura, K., Suga, H., Eto, H. Adipose-derived stem/progenitor cells: roles in adipose tissue remodeling and potential use for soft tissue augmentation. Regen Med. 4 (2), 265-273 (2009).
  22. Zuk, P. A., et al. Multilineage cells from human adipose tissue: implications for cell-based therapies. Tissue Eng. 7 (2), 211-228 (2001).
  23. Habte, F., et al. Impact of a multiple mice holder on quantitation of high-throughput MicroPET imaging with and without Ct attenuation correction. Mol Imaging Biol. 15 (5), 569-575 (2013).
  24. Chung, M. T., et al. Micro-computed tomography evaluation of human fat grafts in nude mice. Tissue Eng Part C Methods. 19 (3), 227-232 (2013).
  25. Thanik, V. D., et al. A murine model for studying diffusely injected human fat. Plast Reconstr Surg. 124 (1), 74-81 (2009).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya şekillerini yeniden kullanmak için izin iste

İzin iste

Etiketler

Ya A sMikro BTHacim KorunumuGreft Sa kal mLipoaspirat lemeKafa Derisi EnjeksiyonuG r nt leme AnaliziHistolojik De erlendirmeCanl l k De erlendirmesi

İlgili makaleler