Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

İskemi/Reperfüzyon Porsin Modelinde Omurilik Mikroperfüzyonunun Gerçek Zamanlı Değerlendirilmesi

2.9K görüntüleme

⸱

DOI:

10.3791/62047

⸱

10 Aralık 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Anesthesiology, Center of Anesthesiology and Intensive Care Medicine, University Medical Center Hamburg-Eppendorf, 2University Department for Vascular Surgery and Department of Operative Medicine, Medical University of Innsbruck, 3Department of Medical Biometry and Epidemiology, University Medical Center Hamburg-Eppendorf, 4Department of Vascular Medicine, University Heart and Vascular Center Hamburg (UHZ), 5Department of Cardiology, Rostock University Medical Center, 6University Department for Cardiac Surgery, Heart Center Leipzig

Bu makalede

Özet

Omurilik mikroskrkülasyonu omurilik yaralanmasında önemli bir rol oynar. Çoğu yöntem, mikroskrkülasyon hedefli tedavilerin geliştirilmesi için gerekli olan omurilik mikroskrkülasyonunun gerçek zamanlı değerlendirilmesine izin vermez. Burada, büyük bir iskemi /reperfüzyon hayvan modelinde Lazer-Doppler-Akış İğne probları kullanarak bir protokol öneriyoruz.

Özet

Omurilik yaralanması aort onarımının yıkıcı bir komplikasyonudur. Omurilik hasarının önlenmesi ve tedavisine yönelik gelişmelere rağmen, görülme sıklığı hala oldukça yüksektir ve bu nedenle hasta sonucunu etkiler. Mikroskrkülasyon doku perfüzyonu ve oksijen temininde önemli bir rol oynar ve genellikle makrohemodynamiklerden ayrışır. Bu nedenle, omurilik mikroskrkülasyonunun doğrudan değerlendirilmesi, mikrosilkülasyon hedefli tedavilerin geliştirilmesi ve omurilik mikroskrkülasyonu ile ilgili mevcut yaklaşımların değerlendirilmesi için gereklidir. Bununla birlikte, yöntemlerin çoğu omurilik mikroskrkülasyonunun gerçek zamanlı değerlendirmesini sağlamaz. Bu çalışmanın amacı, doğrudan omuriliğe yerleştirilen lazer-Doppler iğne probları kullanılarak gerçek zamanlı omurilik mikrosikülatör değerlendirmesi için standartlaştırılmış bir protokolü tanımlamaktır. Omurilik mikroserkülasyonunun bozulmasını sağlamak için bir porcine iskemi/reperfüzyon modeli kullandık. Ayrıca floresan mikrokürez enjeksiyon tekniği kullanılmıştır. Başlangıçta, hayvanlar uyuşturuldu ve mekanik olarak havalandırıldı. Daha sonra lazer-Doppler iğne probu yerleştirilmesi, ardından beyin omurilik sıvısı drenajının yerleştirilmesi gerçekleştirildi. Aort çapraz kenetleme yapmak için alçalan aortun maruz kalması için ortanca sternotomi yapıldı. İskemi/reperfüzyon, toplam 48 dk supra-çölyak aort çapraz kenetlenmesi ile indüklendi, ardından reperfüzyon ve hemodinamik stabilizasyon yapıldı. Lazer-Doppler Flux makrohemodynamik değerlendirmeye paralel olarak gerçekleştirildi. Ek olarak, stabil bir beyin omurilik basıncını korumak için otomatik beyin omurilik sıvı drenajı kullanılmıştır. Protokolün tamamlanmasının ardından hayvanlar kurban edildi, histopatolojik ve mikrosfer analizi için omurilik hasadı yapıldı. Protokol, lazer-Doppler probları kullanılarak omurilik mikroperfüzyon ölçümlerinin fizibilitesini ortaya koymakta ve iskemi sırasında belirgin bir azalmanın yanı sıra reperfüzyon sonrası iyileşme göstermektedir. Sonuçlar floresan mikroküreci değerlendirme ile karşılaştırılabilir davranış gösterdi. Sonuç olarak, bu yeni protokol iskemi/ reperfüzyon koşullarında gerçek zamanlı omurilik mikroperfüzyon değerlendirmesi kullanılarak gelecekteki çalışmalar için yararlı bir büyük hayvan modeli sağlayabilir.

Giriş

İskemi/reperfüzyon (SCI) ile indüklenen omurilik hasarı, aort onarımınınazaltılmış sonuç 1 , 2,3,4ile ilişkili en yıkıcı komplikasyonlarından biridir. SCI için mevcut önleme ve tedavi seçenekleri arasında makrohemodynamik parametrelerin optimizasyonu ve omurilik perfüzyon basıncını iyileştirmek için beyin omurilik sıvı basıncının (CSP) normalleştirilmesi 2 ,5,6,7,8,9bulunur. Bu manevraların uygulanmasına rağmen, SCI insidansı hala aort onarımının karmaşıklığına bağlı olarak% 2 ila%31arasında değişmektedir 10,11,12.

Son zamanlarda, mikrosirkülasyon artan dikkat kazanmıştır13,14. Mikroskrkülasyon hücresel oksijen alımı ve metabolik değişim alanıdır ve bu nedenle organ fonksiyonu ve hücresel bütünlükte kritik bir rol oynar13. Bozulmuş mikrosirkülatör kan akışı, artan mortalite15 , 16 , 17 , 18,19ile ilişkili doku iskemisinin önemli bir belirleyicisidir. Omurilik mikrosirkülasyonunun bozulması, nörolojik fonksiyonun azalması ve sonucu20 , 21,22,23ile ilişkilidir. Bu nedenle, SCI tedavisi için mikroperfüzyonun optimizasyonu en umut verici bir yaklaşımdır. Makrosikülatör optimizasyonuna rağmen mikro sirkülatör bozuklukların kalıcılığı26 , 27,28,29olarak tanımlanmıştır. Bu hemodinamik tutarlılık kaybı, iskemi/reperfüzyon dahil olmak üzere çeşitli koşullarda sıklıkla meydana gelir ve doğrudan mikro sirkülasyon hedefli tedavilere duyulan ihtiyacı vurgular26,27,30.

Şimdiye kadar, sadece birkaç çalışma omurilik mikro sirkülatör davranışının gerçek zamanlı değerlendirilmesi için lazer-Doppler probları kullandı20,31. Mevcut çalışmalar genellikle aralıklı kullanım ve ölüm sonrası analiz ile sınırlı olan mikroküreci enjeksiyon tekniklerini kullanmıştır32,33. Mikroküreç enjeksiyon tekniği kullanılarak yapılan farklı ölçümlerin sayısı, farklı dalga boylarına sahip mikrokürelerin mevcudiyeti ile sınırlıdır. Ayrıca, Lazer-Doppler tekniklerinin aksine, bu yöntem için ölüm sonrası doku işleme ve analize ihtiyaç duyulduğu için mikroperfüzyonun gerçek zamanlı olarak değerlendirilmesi mümkün değildir. Burada, bir porcine büyük hayvan modeli olan iskemi/reperfüzyonda omurilik mikroskrkülasyonunun gerçek zamanlı olarak değerlendirilmesi için deneysel bir protokol sunuyoruz.

Bu çalışma, kristaloidlerin ve kolloidlerin iskemi/reperfüzyondaki mikroserkülasyon üzerindeki etkisini karşılaştıran randomize bir çalışmanın yanı sıra sıvıların ve vazopresörlerin omurilik mikroperfüzyonu üzerindeki etkileri üzerine yapılan keşifsel randomize bir çalışmanın bir parçasıydı. Akış probu 2 noktalı kalibrasyon ve basınç ucu kateter kalibrasyonu daha öncetanımlanmıştır 34. Bildirilen protokole ek olarak, floresan mikroküreler, daha önce açıklandığı gibi, her hayvan için 12 omurilik dokusu örneği kullanılarak, üst omuriliği temsil eden 1-6 ve alt omuriliği temsil eden 7-12 örnekleri kullanılarak omurilik mikroperfüzyonunun ölçümü için kullanılmıştır35,36. Lazer-Doppler kayıtları ve makrohemodynamik değerlendirmenin tamamlanmasından sonra her ölçüm adımı için mikrosfer enjeksiyonu yapıldı. Histopatolojik değerlendirme daha önce açıklandığı gibi Kleinman-Score kullanılarak yapıldı37.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Çalışma Hamburg ŞehriNin Hayvanlarının Bakımı ve Kullanımı Hükümet Komisyonu tarafından onaylanmıştır (Referans-No. 60/17). Hayvanlar, 'Laboratuvar Hayvanlarının Bakımı ve Kullanımı Kılavuzu' (NIH yayını No. 86-23, revize edilmiş 2011) ve FELASA önerileri ve deneyleri ARRIVE yönergeleri24,25uyarınca yapılmıştır. Bu çalışma akut bir denemeydi ve protokolün sonunda tüm hayvanlar ötenaziye tabi tökezlendi.

NOT: Çalışma yaklaşık 40 kg ağırlığında altı üç aylık erkek ve dişi domuzlarda (Alman Landrace) gerçekleştirildi. Hayvanlar deneylerden en az 7 gün önce hayvan bakım tesislerine getirildi ve hayvan refahı önerileri doğrultusunda barındırıldı. Hayvanlara mama ve su ad libitum sağlandı ve sağlık durumları sorumlu veteriner tarafından düzenli olarak değerlendirildi. Deneylerden önce 12 saat oruç tutma süresi korunmuştu. Hayvanların tüm deneysel prosedürü ve kullanımı sorumlu veteriner tarafından denetlendi.

1. Anestezi indüksiyonu ve anestezinin bakımı

  1. Anestezi indüksiyonu ve anestezinin sürdürülmesi için, endotrakeal entübasyon yapmak için gerekirse intravenöz enjeksiyonlar ile takip edilen intramüsküler enjeksiyon kullanarak hayvanları önceden planlayın ve derinden yatıştırın. Bundan sonra, ek bir opioid bolus enjeksiyonu ile tamamlanan sürekli bir opioid uygulaması ile uçucu bir anestezi ajanının bir kombinasyonunu kullanarak anesteziyi teşvik edin ve koruyun.
  2. Premedikasyon ve sedasyon için ketamin 20 mg·kg-1, azaperone 4 mg·kg-1ve midazolam 0.1 mg·kg-1 kas içi enjeksiyonları gerçekleştirin.
  3. Bir kulak damarı içine venöz kateter yerleştirin, uygun sabitlemleri güvence altına alın ve 10 mL tuzlu su hızlı bir şekilde uygulanarak işlevselliği değerlendirin.
  4. Isı kaybını önlemek için hayvanı ısınan bir battaniyeye supine pozisyonuna yerleştirin.
  5. Hayvanların kardiyo-pulmoner durumunu izlemek için elektrokardiyografi (EKG) ve nabız oksimetresi ile temel izlemeyi oluşturun ve temel izleme donanımına bağlayın.
  6. Preoksijenasyon için domuz şeklinde bir maske ile 15 L·dk-1 oksijen verin.
  7. Gerekirse 0.1 mg·kg-1%1 propofol intravenöz boli enjekte edin ve endotrakeal entübasyon gerçekleştirin.
  8. Uç gelgit kapnografisi ve auscultation ile doğru yerleşimi sağlayın, 0,1 mg•kg-1 panküronyum verin ve endotrakeal tüpün uygun şekilde sabitlenmesini sağlayın.
  9. Anestezi makinesini kullanarak 10 mL·kg-1 vücut ağırlığı-1gelgit hacimleri, 10 cmH 2 O pozitif uç ekspirasyon basıncı ve0,3'lükilham verici oksijenin (FiO2)bir kısmını kullanarak hacim kontrollü havalandırma oluşturun. 35-45 mmHg'lik bir uç ekspiratuar karbondioksit gerilimini (etCO2)korumak için ventilatör frekansını ayarlayın.
  10. Bir mide tüpü tanıtın, mide sıvılarının emişini gerçekleştirin, tüpü düzgün bir şekilde sabitlayın ve bir toplama torbasına bağlayın. Anestezi sırasında gözlerin kurumasını önlemek için hayvanın gözlerini dikkatlice kapatın.
  11. Fentanil (10 μg·kg -1 ·h-1)ve sevoflurane (%3,0 süresi dolmuş konsantrasyon, buhar tarafından teslim edilir) sürekli infüzyonu ile anesteziyi koruyun. Tüm protokol sırasında herhangi bir hareketin olmamasının yanı sıra hayati belirtilerin ve ventilasyon parametrelerinin dikkatli bir şekilde gözlemlenmesi ve cerrahi uyaranın evrelerine özel dikkat larak yeterli anestezi seviyesini sağlayın. Ağrı veya sıkıntı belirtisi varsa ek bolus dozlarında fentanil (50 μg) verin.
    NOT: Tüm prosedür boyunca hayvan anestezisinde deneyimli araştırmacıların varlığını sağlayın ve uygun anesteziyi güvence altına almak için deneyimli bir veteriner tarafından gözetim kullanın.
  12. Anestezi, cerrahi hazırlık ve deneysel protokolün uygulanması sırasında sıvı kayıplarını telafi etmek için10mL·kg -1 ·h-1 dengeli kristaloidler taban çizgisi infüzyon oranı uygulanır. Isı kaybını önlemek için bir sıvı ısıtıcı kullanın.
  13. Sabun suyu kullanarak domuzun derisini hafifçe temizleyin. Cilt kirlenmesini azaltmak için povidon-iyot içeren bir cilt dezenfeksiyon çözeltisi kullanın. Cerrahi preparatlar için steril eldiven kullanın. Antimikrobiyal profilaksi olarak 300 mg klindamisin uygulayın ve 6 saat sonra dozrayı tekrarlayın.

2. Prob yerleşimi

  1. Hayvanı sağ yanal konuma yerleştirin ve omurlar arasındaki boşluğu genişletmek için hayvanın sırtını esnetin.
  2. Dikenli proseslerin ve omur kemerlerinin hazırlanması için paravertebral alanı cerrahi olarak maruz bırakmak (Şekil 1A).
  3. Omurlara torasik omur (Th) 13/14 veya bel omur (L) 1/2 düzeyinde iki omur kemeri(Şekil 1B)arasında vasküler 14 G periferik kateter paramedian yerleştirin.
  4. İğneyi çıkarın, lazer/Doppler iğne probını damar kateterinin üzerine yerleştirin (Şekil 1C) ve belirlenen sert ve yazılıma bağlanarak sinyal kalitesini test edin. Orta derecede pulsatiliteli kararlı bir sinyal olduğundan emin olun.
  5. Probu dikişlerle dikkatlice sabitleyin (Şekil 1D) ve probun yerinden çıkmasını veya bükülmesini önlemek için dolgu kullanın.
  6. Beyin omurilik basıncını ölçmek ve kontrol etmek için beyin omurilik sıvı drenajının perkütan yerleşimi için L 4/5 veya L 5/6 seviyesini tanımlayın, cildi ve deri altı boşluğu indeksleyici iğne ile delin ve kakma iğnesini çıkarın.
  7. İğneye tuzlu su dolu bir şırınga yerleştirin ve iğneyi sıvı dolu şırıngaya sabit basınçla dikkatlice sokun.
  8. Bir direnç kaybı epidural pozisyon için kanıt olarak hissedildikten sonra, kakma iğnesini yeniden tanıtın ve dura mater'i delmek ve kakma iğnesini çıkarmak için iğneyi 2-3 mm daha sokun.
  9. Temiz likörün hızlı damlatılarak intratekal konumunu doğrulayın. Drenajı 20 cm derinliğe kadar tanıtın, Luer-lock adaptörünü takın ve dikkatli bir likör aspirasyonu ile pozisyonu doğrulayın.
  10. Drenajı dikişlerle dikkatlice sabitleyin ve beyin omurilik sıvısı drenaj sistemine bağlayın.
  11. Kafatasını sol kulağın arkasına maruz bırak ve 6 mm matkap ataşmanı kullanarak cildin matkap deliği trepanasyonunu dikkatlice gerçekleştirin.
  12. İkinci bir lazer doppler prob doğrudan beyne tanıtın. Probu dikişlerle dikkatlice sabitle ve belirlenen sert ve yazılıma bağlanarak sinyal kalitesini test edin. Yine, orta derecede pulsatiliteli kararlı bir sinyal olduğundan emin olun.
  13. Tüm probların bağlantısını kesin, hayvanı dikkatlice bir destek konumuna yerleştirin ve etkilenmemiş prob konumunu sağlayın. En az 4-5 araştırmacının bu manevrayı yaptığından emin olun.
  14. Probları yeniden bağlayın ve sinyal kalitesini yeniden kontrol edin.
  15. Lazer-Doppler donanımının çıkış kanallarını amplifikatöre ve senkronik alım donanımına ve yazılımına bağlayarak lazer/Doppler Flux'u makrohemodynamik sinyallerle aynı anda kaydedin.
  16. Akı'yı 2 noktalı kalibrasyon ile üniteye (PU) göre kalibre edin.
    1. Menüyü açmak ve analog çıkış ayarını seçmek için Enter tuşuna basın.
    2. Flux'u senkronik satın alma yazılımıyla kullanılmak üzere 2 nokta kalibrasyonla kalibre etmek için görüntülenen dönüştürme faktörünü (5.0 V = 1000 PU)kullanın.
    3. Önceki menüye dönmek için İade Et'i seçin ve ölçüme devam etmek için Ölçü'nün öğesini seçin.
    4. Senkronik alma yazılımını açın. Kurulum menüsünden tüm girişleri sıfır olarak seçin. Tüm girişleri kullanılan cihazlara ve problara bağlayın.
    5. Flux kanalınınaçılır menüsüne tıklayarak Flux için 2 noktalı kalibrasyon gerçekleştirin. 2 noktalı kalibrasyon seçin. Birimleri dönüştürmeyi açık olarak ayarlayın ve birim olarak BPU'yu seçin. Nokta 1için, 0 V'yi 0 BPU olarak ayarlayın. Nokta 2 için, 5.0 V'yi 1000 BPU olarak ayarlayın. Tüm ve yeni verileriçin birimleri ayarla 'yı seçin. Menüyü kapatmak için Tamam'a basın.
  17. 10 mmHg hedef basınç ve 20 mL·h-1drenaj hacmi ile sürekli beyin omurilik sıvı drenajı başlatın.

3. Kateter yerleşimi

  1. Her iki uyluk atardamarını da açığa çıkar.
  2. Sağ femoral arterin distal kısmını bağlayın, bir damar döngüsü kullanarak atardamarın proksimal lümenini geçici olarak tıkayın, bir Potts makası kullanarak damarın 2 mm'lik bir kesimini gerçekleştirin ve kılavuz teli tanıtın.
  3. Kılavuz teli daha fazla tanıtın, dirençsiz yerleştirme sağlayın ve telin bükülmesini önleyin; kateteri telin üzerine tanıtın.
  4. Kateteri dikişlerle sabitle.
  5. Kan basıncına uygun bağlantı ve trans-kardiyopulmoner izleme sert ve yazılımdan sonra kan gazı analizi ve arteriyel sinyal ölçümü ile doğrulanan arteriyel kanın aspirasyonu ile doğru pozisyonu sağlayın.
  6. Sol uyluk atardamarı üzerine 5 mm'lik bir akış probu yerleştirin ve akış cihazına bağlanarak sinyal kalitesini test edin.
  7. Her iki kasıkları dikişlerle kapatın.
  8. 8 Fr. indeksleyici kılıtların yerleştirilmesi için doğru şahdamarının yanı sıra sağ iç juguler damarı da açığa çıkarın.
  9. Kateter yerleşimi için, 3.2-3.4'te açıklanan şekilde devam edin.
  10. Şahdamar indirgisi kılıbının yan lümenini, arteriyel basınç ölçümü için temel basınç izleme ve pulmoner termodilüzasyon donanımına bağlayın.
  11. Yükselen aort içine bir basınç ucu kateteri sokun ve amplifikatöre ve senkron alım sert ve yazılıma bağlanarak konumu doğrulayın.
  12. Balonu 20 cm derinlikte hava ile şişirerek ve hemodinamik eğride kama basıncı görülene kadar hafifçe yerleştirerek pulmoner arterdeki venöz kılıt üzerinden bir Swan-Ganz pulmoner arter kateteri yerleştirin. Balonu söndür ve kateteri 2 cm geri çekin. Pulmoner arter basıncının tatmin edici sinyal kalitesini sağlayın. Termistörleri temel basınç izleme ve pulmoner termodilüzyon donanımına bağlayın.
  13. İlaç kullanımı için 12 Fr. 5-Lumen merkezi venöz kateterin perkütan yerleşimi ve dış sağ şahdamarına merkezi venöz basınç ölçümü için sonografik rehberlik kullanın. Sonografik yerleştirme için 6 adım yaklaşımını kullanın38
  14. Kateterin distal lümenini kan basıncına ve trans-kardiyopulmoner izleme sert ve yazılıma bağlayın. Tüm ilaçları ve infüzyonları merkezi venöz katetere geçirin. Analjezikler, sıvılar ve katekolaminler için farklı lümenler kullanın ve hacim yükleme adımları sırasında kolloidlerin yönetimi için büyük lümeni ayırın.

4. Cerrahi hazırlık

  1. Mini laparotomi gerçekleştirin, mesaneyi harekete geçirin, idrar drenajı için bir foley kateteri yerleştirin, balonu salinle şişirin ve kateteri kese dikişleriyle sabitleyin.
  2. Kateteri idrar miktarını mL olarak gösteren bir idrar toplama torbasına bağlayın.
  3. FiO2'yi 1.0'a çıkarın ve 0.1 mg·kg-1 panküronyumu intravenöz olarak yeniden uygulayın.
  4. Sternuma hazırlık için elektrokoter kullanarak ortanca sternotomi gerçekleştirin. Sternumu çevre dokudan hafifçe parçalara temizleyin. Yaralanmaları önlemek için kompresin retrosternal yerleşimini gerçekleştirin.
  5. Havalandırmayı durdurun ve kemiği salınımlı bir testere ile bölün. Havalandırmaya devam edin ve FiO2'yi 0,3'e düşürün. Kanamayı azaltmak için elektrokoter kullanın ve sternumu kemik balmumu ile kapatın.
  6. Sol akciğerin tepesini dikkatlice harekete geçirin ve cerrahi maruziyeti kolaylaştırmak için diyaframın sol yan kısmını bölün.
  7. Sol akciğerin hafifçe geri çekilmesiyle azalan aort proksimalini çölyak gövdesine maruz bırakarak bozulmamış havalandırmayı sağlayın ve sol akciğerde travmayı önleyin (Şekil 2A) ve çevre dokuyu bölün (Şekil 2B). Hemodinamik stabilizasyon gerekiyorsa 7 mL·kg-1 hidroksiyetil nişaste kolloidi uygulayun.
  8. Uygun pozlamayı sağlamak için azalan aortun etrafına bir fazla tutma yerleştirin (Şekil 2C).
  9. Azalan torasik aortun etrafına bir akış probu takın (Şekil 2D). Akış modülüne ve senkron alım sert ve yazılıma bağlanarak uygun sinyal kalitesini sağlayın. Gerekirse sinyal kalitesini artırmak için kontak jeli kullanın.
  10. Aort çapraz sıkıştırma alanını işaretlemek için akış probuna distal olarak alçalanın aortunun etrafına bir damar halkası takın.

5. Değerlendirme ve veri toplama

  1. Doğru atriyal seviyeye yerleştirilmiş sıvı dolu çizgiler kullanarak tüm kateterleri ve seviye kateterlerini sıfır.
  2. İğne EKG elektrotlarını yerleştirin ve senkronik edinme sert ve yazılıma bağlayın.
  3. Trans-kardiyopulmoner termodilüzasyonun yanı sıra aort akışı ve basınç ölçümlerinin değerlendirilmesi daha önce tanımlanmıştır 34.
  4. Pulmoner arter termodilüsyon kullanarak kardiyak çıkış ölçümü için 10 mL soğuk salin ile 3 enjeksiyon yapın ve temel izleme donanımı tarafından görüntülenen ortalama değeri not edin.
  5. Sadece Başlat tuşuna basarak lazer-Doppler yazılımını başlatınve adımları M0 ila M5olarak dikkatlice etiketleyerek her ölçüm adımı için bir işaret ayarlayın.

6. Deneysel protokol

  1. Taban çizgisi ölçümleri (M0) gerçekleştirin.
  2. 7 mL·kg-1 hidroksiyetil nişaste kolloid hacim yükleme adımlarını kullanarak hemodinamik optimizasyon gerçekleştirin. Basınçlı infüzyonları kullanarak 5 dakika boyunca her birim yükleme adımlarını gerçekleştirin. Her hacim yükleme adımı tamamlandıktan sonra, denge için 5 dakika bekleyin. Kardiyak çıkıştaki artış %15 < olana kadar hacim yüklemeye başlayın.
  3. Hemodinamik optimizasyonun tamamlanmasından sonra ölçümleri (M1) tekrarlayın.
  4. İşaretli bölgeye aort kelepçesi yerleştirerek toplam 48 dk supra-çölyak aort çapraz sıkma için iskemi/reperfüzyon indükleyin.
  5. Çalışma protokolü sırasında hayvanların hayatta kalmasını iyileştirmek için aort bağlamayı 1,2, 5, 10 ve 30 dakikalık aralıklarla artan sırayla uygulayın.
  6. En fazla 5 dakika sonra veya femoral arter akışının normalleştirilmesinden sonra her aralık sonra aort çapraz kenetleme devam edin.
  7. 100 mmHg'lik kan basıncı artışlarını önlemek için alt vena kavanın manuel giriş tıkanıklığını gerçekleştirin > arteriyel basınç anlamına gelir.
  8. 40 mmHg'nin altındaki ortalama arteriyel basınçtaki düşüşleri önlemek için gerekirse, sıkma aşamasında norepinefrin veya epinefrin bolus enjeksiyonlarını verin.
  9. Reperfüzyondan (M2) önce 30 dakikalık sıkıştırma aralığının sonunda ölçümleri tekrarlayın.
  10. Hemodinamik stabiliteyi sağlamak için kelepçeyi yavaş yavaş açın. Kan basıncı çok hızlı düşerse kelepçeyi kapatın ve stabilizasyona izin verin.
  11. Stabilizasyon için 7 mL·kg-1 hidroksiyetil nişasta kolloidinin yanı sıra 10-20 μg norepinefrin ve/veya epinefrin ilave bolus enjeksiyonları verin. pH 7.1'in altına düşerse 2 mL kg-1% 8.4 sodyum bikarbonatın 1'ini izleyin. Normocapnia'yı sağlamak için solunum hızının uygun şekilde ayarlanmasından emin olun.
  12. Reperfüzyondan 1 saat sonra (M3) ölçümleri tekrarlayın.
  13. 6.2 altında açıklandığı gibi hemodinamik optimizasyonu tekrarlayın ve ölçümleri (M4) tekrarlayın.
  14. İskemi/reperfüzyon indüksiyonu (M5) sonrasında 4,5 saat son ölçümleri gerçekleştirin.

7. Ötenazi

  1. Ventriküler fibrilasyon ve asystole indüklenmesi için ötanazi için intravenöz olarak 40 mmol potasyum klorür sürün.
  2. Havalandırmayı sonlandır ve tüm kateterleri çıkarın.

8. Organ hasadı

  1. Hayvanı eğilimli bir konuma getirin ve iğne problarını ve drenajı çıkarın.
  2. Neşter ve tostlar kullanarak deri kesisi ve kas dokusunun alınması ile omurgayı açığa çıkarın.
  3. Omur kemeri paramedianını her iki tarafa bölmek için salınımlı bir testere kullanın ve kalan bağlantıları gevşetmek için dikenli işlemi dikkatlice yan hareket ettirerek omur kemiğinin dorsal kısmını çıkarın.
  4. Omuriliği kaudalden kranial uçlara dikkatlice kaldırmak için ön ayak kullanın ve omuriliği çıkarmak için omurilik sinirlerini kesmek için bir neşter kullanın.
  5. Histopatolojik değerlendirme veya mikrokürez nicelemesi için daha fazla kullanıma kadar omuriliği% 4 formalinde saklayın.

9. İstatistiksel analiz

  1. İstatistiksel yazılım kullanın.
  2. Gerekirse histogramların ve log-transform değişkenlerinin incelenmesiyle normal dağılımı sağlayın.
  3. Bağımlı değişkenleri-omurilik Akısını tabi edin, kardiyak çıkış, kalp atış hızı, inme hacmi, sistolik arteriyel basınç, ortalama arteriyel basınç, diyastolik arteriyel basınç, merkezi venöz basınç, sistemik vasküler direnç - ayrıca istenirse floresan mikroküreciklerle değerlendirildiği gibi üst ve alt omurilik mikroperfüzyonu - genel doğrusal karışık model analizlerine, kimlik bağlantı işlevine sahip sürekli veriler için GENLINMIXED rutinini kullanarak.
  4. Taban çizgisi ayarlamalarını kullanın.
  5. Değişken taban çizgisi ve ölçüm noktası için sabit efektli modeller belirtin. Ölçüm noktasını hayvanlar içinde tekrarlanan önlemler olarak düşünün.
  6. Her parametre için ölçüm noktası için sabit efektlerin p değerlerini rapor edin.
  7. Omurilik floresan mikrosfer analizi için, bölgeler ve ölçüm noktası arasındaki etkileşimleri değerlendirmek ve etkileşim için sabit etkilerin p değerlerini raporlamak için bölge ve ölçüm noktası arasında sabit etki ve etkileşim olarak bölge (alt omurilik, üst omurilik) kullanın.
  8. M1-M5 ölçüm noktalarındaki tüm bağımlı değişkenler için %95 güven aralığı (CI) ile temel olarak ayarlanmış marjinal araçları hesaplayın ve ardından en az önemli fark testleri ile çift yönlü karşılaştırmalar yapın.
  9. Değişkenleri ortalama olarak ifade eder (%95 CI). Hayvan ağırlığını standart sapma ± ortalama olarak ifade edin.
  10. Haksız p-değerlerini sanın.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Altı hayvan da protokolün tamamlanmasına kadar hayatta kaldı. Hayvan ağırlığı 48.2 ± 2.9 kg; beş hayvan erkekti ve bir hayvan dişiydi. Omurilik iğnesi probu takılması ve omurilik Flux ölçümü tüm hayvanlarda mümkündü.

İskemi indüksiyonu için aort çapraz kenetleme sırasında ve unclamping ve reperfüzyon sırasında serebral mikro sirkülatör ve makrohemodynamik kayıtlarla birlikte gerçek zamanlı omurilik mikro sirkülatör kayıtlarının ...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Omurilik iskemisi tarafından indüklenen SCI, hasta sonucu 1 , 2 , 3 , 4,10,11,12üzerinde muazzam bir etkisi olan aort onarımının önemli bir komplikasyonudur. SCI'yı önlemek ve tedavi etmek için mikrosilkülasyon hedefli tedaviler en umut verici olanıdır. Protokol, gerçek zamanlı omurilik mikr...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Constantin J.C. Trepte, Maquet'in dersleri için onur ödülü aldı. Diğer tüm yazarlar çıkar çatışması olmadığını beyan eder. Bu çalışma Avrupa Anesteziyoloji Derneği Genç Araştırmacı Start-Up Grant 2018 tarafından desteklendi.

Teşekkürler

Yazarlar Lena Brix, V.M.D, Hayvan Araştırmaları Enstitüsü, Hannover Tıp Fakültesi'nin yanı sıra Bayan Jutta Dammann'a, Araştırma Hayvan Bakım Tesisi, Hamburg-Eppendorf Üniversitesi Tıp Merkezi, Almanya'ya, ameliyat öncesi ve perioperatif hayvan bakımı ve hayvan işleme konusundaki teknik yardımları için teşekkür ediyor. Yazarlar ayrıca, Lüksemburg'daki Hôpital Kirchberg Vasküler Cerrahi Bölümü'nden Dr. Daniel Manzoni'ye teknik yardımı için teşekkür eder.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
CardioMed FlowmeterMedistim AS, Oslo, NorveçFlow-Probe Femoral Arter içinCM4000
CardioMed Flow-Probe, 5mmMedistim AS, Oslo, NorveçPS100051Flow-Probe Femoral Arter
COnfidence probu, Transonic Systems Inc., Ithaca, NY, ABDMA16PAUAkış Probu Aort
16 mm gömlekleri
DIVA Sevofluran Buhar Drä ger Medikal, Lü beck, AlmanyaBuhar
Yardım Hattı Seviye 1 Sıvı IsıtıcıSmiths Medical Germany GmbH, Grasbrunn, AlmanyaHL-90-DE-230Sıvı Isıtıcı
Infinity DeltaDrä ger Medikal, Lü beck, AlmanyaTemel İzleme Donanımı
Infinity HemoDrä ger Medikal, Lü beck, AlmanyaTemel Basınç İzleme ve Pulmoner Termodilüsyon Donanım LabChart
ProADInstruments Ltd., Oxford, İngilterev8.1.16Senkron Lazer-Doppler, Kan Basıncı, EKG ve Kan Akışı Talep Yazılımı
LiquoGuard 7Mö ller Medical GmbH, Fulda, AlmanyaBeyin Omurilik Sıvısı Drenaj Sistemi
Millar Mikro Uçlu Basınç Kateteri (5F, Tek, Kavisli, 120cm, PU/WD)ADInstruments Ltd., Oxford, Birleşik KrallıkSPR-350Basınçlı Tip Kateter Aort
moor VMS LDFmoor Instruments, Devon, Birleşik KrallıkBelirlenmiş Lazer-Doppler Donanım
moor VMS Araştırma Yazılımımoor Instruments, Devon, Birleşik KrallıkBelirlenmiş Lazer-Doppler Yazılımı
Perivasküler Akış ModülüTransonic Systems Inc., Ithaca, NY, ABDTS 420Akış Probu Aort
PiCCO 2 için Akış Modülü, Bilim SürümüGetinge AB, Gö teborg, İsveçv. 6.0Kan Basıncı ve Transkardiyopulmoner İzleme Sabit ve Yazılım
PiCCO 5 Fr. 20cmGetinge AB, Gö teborg, İsveçTermisör Uçlu Arteriyel Hattı 
PowerLabADInstruments Ltd., Oxford, İngilterePL 3516Senkron Lazer-Doppler, Kan Basıncı, EKG ve Kan Akışı Talep Donanımı
QuadBridgeAmpADInstruments Ltd., Oxford, İngiltereFE 224Lazer-Doppler ve İnvaziv Kan Basıncı Talebi için Dört Kanallı Köprü Amplifikatörü
SilverlineSpiegelberg, Hamburg, AlmanyaELD33.010.02Beyin Omurilik Sıvısı Drenajı
SPSS istatistik yazılım paketi IBM SPSS Statistics Inc., Armonk, New York, ABDv. 27İstatistiksel Yazılım
Twinwarm Isınma SistemiMoeck & Moeck GmbH, Hamburg, Almanya12TW921DEIsıtma Sistemi
Evrensel II Isıtma BattaniyesiMoeck & Moeck GmbH, Hamburg, Almanya906Isıtıcı Battaniye
VP 3 Probu, 8 mm uzunluk (ayrı ayrı üretilmiştir)moor Instruments, Devon, İngiltereLazer-Doppler Probu
ZeusDrä ger Medikal, Lü beck, AlmanyaAnestezi Makinesi
Flowmeter

Kaynaklar

  1. Etz, C. D., et al. Contemporary spinal cord protection during thoracic and thoracoabdominal aortic surgery and endovascular aortic repair: a position paper of the vascular domain of the European Association for Cardio-Thoracic Surgerydagger. The European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 47 (6), 943-957 (2015).
  2. Schraag, S. Postoperative management. Best Practice & Research Clinical Anaesthesiology. 30 (3), 381-393 (2016).
  3. Cambria, R. P., et al. Thoracoabdominal aneurysm repair: results with 337 operations performed over a 15-year interval. Annals of Surgery. 236 (4), 471-479 (2002).
  4. Becker, D. A., McGarvey, M. L., Rojvirat, C., Bavaria, J. E., Messe, S. R. Predictors of outcome in patients with spinal cord ischemia after open aortic repair. Neurocritical Care. 18 (1), 70-74 (2013).
  5. McGarvey, M. L., et al. The treatment of spinal cord ischemia following thoracic endovascular aortic repair. Neurocritical Care. 6 (1), 35-39 (2007).
  6. Fukui, S., et al. Development of collaterals to the spinal cord after endovascular stent graft repair of thoracic aneurysms. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 52 (6), 801-807 (2016).
  7. Augoustides, J. G., Stone, M. E., Drenger, B. Novel approaches to spinal cord protection during thoracoabdominal aortic interventions. Current Opinion in Anesthesiology. 27 (1), 98-105 (2014).
  8. Bicknell, C. D., Riga, C. V., Wolfe, J. H. Prevention of paraplegia during thoracoabdominal aortic aneurysm repair. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 37 (6), 654-660 (2009).
  9. Feezor, R. J., Lee, W. A. Strategies for detection and prevention of spinal cord ischemia during TEVAR. Seminars in Vascular Surgery. 22 (3), 187-192 (2009).
  10. Heidemann, F., et al. Incidence, predictors, and outcomes of spinal cord ischemia in elective complex endovascular aortic repair: An analysis of health insurance claims. Journal of Vascular Surgery. , (2020).
  11. Rizvi, A. Z., Sullivan, T. M. Incidence, prevention, and management in spinal cord protection during TEVAR. Journal of Vascular Surgery. 52 (4), Suppl 86-90 (2010).
  12. Wortmann, M., Bockler, D., Geisbusch, P. Perioperative cerebrospinal fluid drainage for the prevention of spinal ischemia after endovascular aortic repair. Gefasschirurgie. 22, Suppl 2 35-40 (2017).
  13. Saugel, B., Trepte, C. J., Heckel, K., Wagner, J. Y., Reuter, D. A. Hemodynamic management of septic shock: is it time for "individualized goal-directed hemodynamic therapy" and for specifically targeting the microcirculation. Shock. 43 (6), 522-529 (2015).
  14. Moore, J. P., Dyson, A., Singer, M., Fraser, J. Microcirculatory dysfunction and resuscitation: why, when, and how. British Journal of Anaesthesia. 115 (3), 366-375 (2015).
  15. De Backer, D., Creteur, J., Preiser, J. C., Dubois, M. J., Vincent, J. L. Microvascular blood flow is altered in patients with sepsis. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 166 (1), 98-104 (2002).
  16. De Backer, D., Creteur, J., Dubois, M. J., Sakr, Y., Vincent, J. L. Microvascular alterations in patients with acute severe heart failure and cardiogenic shock. American Heart Journal. 147 (1), 91-99 (2004).
  17. Sakr, Y., Dubois, M. J., De Backer, D., Creteur, J., Vincent, J. L. Persistent microcirculatory alterations are associated with organ failure and death in patients with septic shock. Critical Care Medicine. 32 (9), 1825-1831 (2004).
  18. Trzeciak, S., et al. Early microcirculatory perfusion derangements in patients with severe sepsis and septic shock: relationship to hemodynamics, oxygen transport, and survival. Annals of Emergency Medicine. 49 (1), 88-98 (2007).
  19. Donati, A., et al. From macrohemodynamic to the microcirculation. Critical Care Research and Practice. 2013, 892710(2013).
  20. Hamamoto, Y., Ogata, T., Morino, T., Hino, M., Yamamoto, H. Real-time direct measurement of spinal cord blood flow at the site of compression: relationship between blood flow recovery and motor deficiency in spinal cord injury. Spine. 32 (18), Phila Pa 1976 1955-1962 (2007).
  21. Soubeyrand, M., et al. Real-time and spatial quantification using contrast-enhanced ultrasonography of spinal cord perfusion during experimental spinal cord injury. Spine. 37 (22), Phila Pa 1976 1376-1382 (2012).
  22. Han, S., et al. Rescuing vasculature with intravenous angiopoietin-1 and alpha v beta 3 integrin peptide is protective after spinal cord injury. Brain. 133, Pt 4 1026-1042 (2010).
  23. Muradov, J. M., Ewan, E. E., Hagg, T. Dorsal column sensory axons degenerate due to impaired microvascular perfusion after spinal cord injury in rats. Experimental Neurology. 249, 59-73 (2013).
  24. Guillen, J., , FELASA guidelines and recommendations. J Am Assoc Lab Anim Sci. 51, 311-321 (2012).
  25. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: the ARRIVE guidelines for reporting animal research. Osteoarthritis Cartilage. 20, 256-260 (2012).
  26. Ospina-Tascon, G., et al. Effects of fluids on microvascular perfusion in patients with severe sepsis. Intensive Care Medicine. 36 (6), 949-955 (2010).
  27. Pottecher, J., et al. Both passive leg raising and intravascular volume expansion improve sublingual microcirculatory perfusion in severe sepsis and septic shock patients. Intensive Care Medicine. 36 (11), 1867-1874 (2010).
  28. De Backer, D., Ortiz, J. A., Salgado, D. Coupling microcirculation to systemic hemodynamics. Current Opinion in Critical Care. 16 (3), 250-254 (2010).
  29. van Genderen, M. E., et al. Microvascular perfusion as a target for fluid resuscitation in experimental circulatory shock. Critical care medicine. 42 (2), 96-105 (2014).
  30. Ince, C. Hemodynamic coherence and the rationale for monitoring the microcirculation. Critical care. 19, Suppl 3 8(2015).
  31. Kise, Y., et al. Directly measuring spinal cord blood flow and spinal cord perfusion pressure via the collateral network: correlations with changes in systemic blood pressure. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 149 (1), 360-366 (2015).
  32. Haunschild, J., et al. Detrimental effects of cerebrospinal fluid pressure elevation on spinal cord perfusion: first-time direct detection in a large animal model. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 58 (2), 286-293 (2020).
  33. Wipper, S., et al. Impact of hybrid thoracoabdominal aortic repair on visceral and spinal cord perfusion: The new and improved SPIDER-graft. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 158 (3), 692-701 (2019).
  34. Kluttig, R., et al. Invasive hemodynamic monitoring of aortic and pulmonary artery hemodynamics in a large animal model of ARDS. Journal of Visualized Experiments. (141), e57405(2018).
  35. Detter, C., et al. Fluorescent cardiac imaging: a novel intraoperative method for quantitative assessment of myocardial perfusion during graded coronary artery stenosis. Circulation. 116 (9), 1007-1014 (2007).
  36. Wipper, S., et al. Distinction of non-ischemia inducing versus ischemia inducing coronary stenosis by fluorescent cardiac imaging. International Journal of Cardiovascular Imaging. 32 (2), 363-371 (2016).
  37. Etz, C. D., et al. Spinal cord blood flow and ischemic injury after experimental sacrifice of thoracic and abdominal segmental arteries. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 33 (6), 1030-1038 (2008).
  38. Saugel, B., Scheeren, T. W. L., Teboul, J. L. Ultrasound-guided central venous catheter placement: a structured review and recommendations for clinical practice. Critical care. 21 (1), 225(2017).
  39. Marty, B., et al. Partial inflow occlusion facilitates accurate deployment of thoracic aortic endografts. Journal of Endovascular Therapy. 11 (2), 175-179 (2004).
  40. Matyal, R., et al. Monitoring the variation in myocardial function with the Doppler-derived myocardial performance index during aortic cross-clamping. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 26 (2), 204-208 (2012).
  41. Miller, R. D. Miller'sanesthesia. 8th Edition. , Elsevier. Philadelphia. (2015).
  42. Martikos, G., et al. Remote ischemic preconditioning decreases the magnitude of hepatic ischemia-reperfusion injury on a swine model of supraceliac aortic cross-clamping. Annals of Vascular Surgery. 48, 241-250 (2018).
  43. Lazaris, A. M., et al. Protective effect of remote ischemic preconditioning in renal ischemia/reperfusion injury, in a model of thoracoabdominal aorta approach. Journal of Surgical Research. 154 (2), 267-273 (2009).
  44. Ince, C., et al. Second consensus on the assessment of sublingual microcirculation in critically ill patients: results from a task force of the European Society of Intensive Care Medicine. Intensive Care Medicine. 44 (3), 281-299 (2018).
  45. Edul, V. S., et al. Dissociation between sublingual and gut microcirculation in the response to a fluid challenge in postoperative patients with abdominal sepsis. Annals of intensive care. 4, 39(2014).
  46. Schierling, W., et al. Sonographic real-time imaging of tissue perfusion in a porcine haemorrhagic shock model. Ultrasound in Medicine and Biology. 45 (10), 2797-2804 (2019).
  47. Jing, Y., Bai, F., Chen, H., Dong, H. Using Laser Doppler Imaging and Monitoring to Analyze Spinal Cord Microcirculation in Rat. Journal of Visualized Experiments. (135), e56243(2018).
  48. Jing, Y., Bai, F., Chen, H., Dong, H. Meliorating microcirculatory with melatonin in rat model of spinal cord injury using laser Doppler flowmetry. Neuroreport. 27 (17), 1248-1255 (2016).
  49. Jing, Y., Bai, F., Chen, H., Dong, H. Melatonin prevents blood vessel loss and neurological impairment induced by spinal cord injury in rats. Journal of Spinal Cord Medicine. 40 (2), 222-229 (2017).
  50. Phillips, J. P., Cibert-Goton, V., Langford, R. M., Shortland, P. J. Perfusion assessment in rat spinal cord tissue using photoplethysmography and laser Doppler flux measurements. Journal of Biomedical Optics. 18 (3), 037005(2013).
  51. Glenny, R. W., Bernard, S. L., Lamm, W. J. Hemodynamic effects of 15-microm-diameter microspheres on the rat pulmonary circulation. Journal of Applied Physiology. 89 (1985), 499-504 (2000).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

Lazer Doppler ProbuMikrosirk lasyon De erlendirmesiSerebrospinal S v DrenajAortik Kros KlemplemeFloresan MikrosferMakrohemodinamik De erlendirmeOmurilik Yaralanmas
İskemi/Reperfüzyon Porsin Modelinde Omurilik Mikroperfüzyonunun Gerçek Zamanlı Değerlendirilmesi
Bize ulaşın
Kütüphaneye tavsiye et

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Telif hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.