Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Reçine Destekli Yakalama, Protein Thiol Oksidasyonunun Çoklanmış Niceliği için İzobarik Tandem Kütle Etiketi Etiketleme ile Birleştirildiğinde

1.8K görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/62671

⸱

21 Haziran 2021

 ,  ,  , 
1Integrative Omics, Biological Sciences Division, Pacific Northwest National Laboratory, 2Bioproducts Sciences and Engineering Laboratory, Department of Biological Systems Engineering, Washington State University

Bu makalede

Özet

Protein tiol oksidasyonunun normal fizyolojik ve patofizyolojik koşullar altında önemli etkileri vardır. Reçine destekli yakalama, izobarik etiketleme ve kütle spektrometrisini kullanan, proteinlerin geri dönüşümlü olarak oksitlenmiş sistein kalıntılarının bölgeye özgü tanımlanmasını ve nicelleştirilmesini sağlayan kantitatif bir redoks proteomik yönteminin ayrıntılarını açıklıyoruz.

Özet

Protein tiolleri üzerindeki geri dönüşümlü oksidatif modifikasyonlar son zamanlarda hücresel fonksiyonun önemli aracıları olarak ortaya çıkmıştır. Burada, proteom seviyesinde oksitlenmiş protein tiyollerinin çoklanmış stokiyometrik nicelleştirilmesine izin vermek için tandem kütle etiketi (TMT) izobarik etiketleme ve sıvı kromatografi-tandem kütle spektrometrisi (LC-MS / MS) ile birlikte reçine destekli yakalama (RAC) kullanan kantitatif bir redoks proteomik yönteminin ayrıntılı prosedürünü açıklamaktayız. Oksitlenmiş sistein kalıntıları hakkındaki bölgeye özgü kantitatif bilgiler, bu tür modifikasyonların fonksiyonel etkileri hakkında ek bilgi sağlar.

İş akışı, kültürlenmiş hücreler (örneğin, memeli, prokaryotik) ve başlangıçta lize edilen / homojenize edilen ve yapay oksidasyonu önlemek için alkillenen serbest tiollerle birlikte tüm dokular (örneğin, kalp, akciğer, kas) dahil olmak üzere birçok numune türüne uyarlanabilir. Oksitlenmiş protein tiolleri daha sonra indirgenir ve bir tiol-afinite reçinesi tarafından yakalanır, bu da devam eden sindirim, etiketleme ve yıkama prosedürlerinin ek protein / peptit transferi olmadan gerçekleştirilmesine izin vererek iş akışı adımlarını kolaylaştırır ve basitleştirir. Son olarak, etiketli peptitler, tüm proteom boyunca tiol oksidasyonu ile ilgili kapsamlı stokiyometrik değişiklikleri ortaya çıkarmak için LC-MS / MS tarafından salınır ve analiz edilir. Bu yöntem, protein tiol oksidasyonu ile ilgili fizyolojik ve patofizyolojik durumlar altında redoksa bağımlı regülasyonun rolünün anlaşılmasını büyük ölçüde geliştirir.

Giriş

Homeostatik koşullar altında, hücreler hem prokaryotlara hem de ökaryotlara uzanan metabolizma ve sinyal 1,2,3 gibi süreçleri kolaylaştırmaya yardımcı olan reaktif oksijen, azot veya kükürt türleri üretir. Bu reaktif türlerin fizyolojik seviyeleri, 'eustress' olarak da bilinen düzgün hücresel fonksiyon için gereklidir1,4. Buna karşılık, oksidanlarda oksidanlar ve antioksidanlar arasında dengesizliğe yol açan bir artış, oksidatif strese veya hücresel hasara yol açan "sıkıntıya" neden olabilir1. Oksidanlar, protein, DNA, RNA ve lipitler dahil olmak üzere farklı biyomolekülleri değiştirerek sinyalleri biyolojik yollara dönüştürür. Özellikle, proteinlerin sistein kalıntıları, farklı oksidan türlerine karşı reaktif olan sistein üzerindeki tiol grubu nedeniyle oksidasyona eğilimli oldukça reaktif bölgelerdir5. Bu, nitrosilasyon (SNO), glutatyonilasyon (SSG), sülfenilasyon (SOH), persülfidasyon (SSH), polisülfidasyon (SSnH), asilasyon ve disülfidler dahil olmak üzere sistein için çeşitli geri dönüşümlü redoks bazlı posttranslasyonel modifikasyonlara (PTM'ler) yol açar. Sistein oksidasyonunun geri dönüşümsüz formları arasında sülfinilasyon (S02H) ve sülfonilasyon (S3H) bulunur.

Sistein kalıntılarının geri dönüşümlü oksidatif modifikasyonları, daha fazla geri dönüşümsüz oksidasyonu önleyen koruyucu rollere hizmet edebilir veya aşağı akış hücresel yolları için sinyal molekülleri olarak işlev görebilir 6,7. Bazı tiol redoks PTM'lerinin geri dönüşümlülüğü, sistein bölgelerinin "redoks anahtarları" olarak işlev görmesine izin verir8,9, burada bu bölgelerin redoks durumundaki değişiklikler, geçici süreçlerdeki rollerini düzenlemek için protein fonksiyonunu değiştirir. Redoks PTM'lerin10'un modülatör etkileri, kataliz 12, protein-protein etkileşimleri 13, konformasyon değişikliği 14, metal iyonu koordinasyonu 15 veya farmakolojik inhibitör bağlama 16 dahil olmak üzere protein fonksiyonu 11'in birçok alanında gözlenmiştir. Ek olarak, redoks PTM'ler, transkripsiyon17, translasyon18 veya metabolizma19 gibi yolları düzenleyen proteinlerin sistein bölgelerinde rol oynar. Redoks PTM'lerinin protein fonksiyonu ve biyolojik süreçler üzerindeki etkisi göz önüne alındığında, redoks durumunun bozulmasına yanıt olarak bir sistein bölgesinin maruz kaldığı oksidasyonun derecesini ölçmek önemlidir.

Değişmiş redoks durumlarına sahip sistein bölgelerinin tanımlanması, normal ve bozulmuş koşullar arasında bölgeye özgü düzeyde oksidasyon durumunun karşılaştırılmasına odaklanmıştır. Katlama değişimi ölçümleri genellikle hangi bölgelerin önemli ölçüde değiştirildiğini belirlemek için kullanılır, çünkü bu, kullanıcıların hangi sistein bölgelerinin çalışma için fizyolojik olarak önemli olabileceğini yorumlamalarına yardımcı olur. Alternatif olarak, belirli bir numune tipi boyunca geri dönüşümlü tiol oksidasyonunun stokiyometrik ölçümleri, hücresel oksidasyona ilişkin fizyolojik durumun genel bir resmini verir, bu da genellikle göz ardı edilen ve az kullanılan önemli bir ölçümdür. Modifikasyon stokiyometrisi, modifiye tiyolün yüzdesinin toplam protein tiol (modifiye edilmiş ve değiştirilmemiş) 20,21'e oranı olarak ölçülmesine dayanır. Sonuç olarak, stokiyometrik ölçümler, özellikle kütle spektrometrisi kullanıldığında, kıvrım değişiminden daha hassas bir ölçüm sunar. Oksidasyondaki artışın önemi, belirli bir sistein bölgesinin PTM doluluğunu belirlemek için stokiyometri kullanılarak daha kolay tespit edilebilir. Örneğin, tiol oksidasyonunda 3 kat artış,% 1 ila% 3 kadar küçük veya% 30 ila% 90 kadar büyük bir geçişten kaynaklanabilir. Sadece% 1 dolulukta olan bir bölge için oksidasyonda 3 kat artış, bir proteinin işlevi üzerinde çok az etkiye sahip olabilir; ancak, dinlenme durumunda% 30 doluluğa sahip bir site için 3 kat artış daha önemli ölçüde etkilenebilir. Stokiyometrik ölçümler, toplam oksitlenmiş tioller ile protein glutatyonilasyonu (SSG) ve nitrosilasyon (SNO) dahil olmak üzere spesifik oksidatif modifikasyonlar arasında yapıldığında, spesifik modifikasyon tiplerine göre oranları ve nicel bilgileri ortaya çıkarabilir.

Geri dönüşümlü tiol oksidasyonu tipik olarak düşük bollukta bir posttranslasyonel modifikasyon olduğundan, bu modifikasyonları içeren proteinlerin biyolojik örneklerden zenginleştirilmesi için çoklu yaklaşımlar geliştirilmiştir. Jaffrey ve diğerleri tarafından geliştirilen ve biyotin anahtar tekniği (BST)22 olarak adlandırılan erken bir yaklaşım, modifiye edilmemiş tiyollerin alkilasyon yoluyla bloke edildiği, geri dönüşümlü olarak modifiye edilmiş tiollerin yeni ortaya çıkan serbest tiollere indirgendiği, yeni ortaya çıkan serbest tiollerin biyotin ile etiketlendiği ve etiketli proteinlerin streptavidin afinitesi pulldown ile zenginleştirildiği birçok adımı içerir. Bu teknik, birçok çalışmada SNO ve SSG'nin profilini çıkarmak için kullanılmıştır ve diğer geri dönüşümlü tiol oksidasyon formları için prob 23,24'e uyarlanabilir. BST, farklı tersinir tiol oksidasyon formlarını araştırmak için kullanılmış olsa da, bu yaklaşımla ilgili bir endişe, zenginleştirmenin, biyotinillenmemiş proteinlerin streptavidin'e spesifik olmayan bağlanmasından etkilenmesidir. Laboratuvarımızda geliştirilen reçine destekli yakalama (RAC)25,26 (Şekil 1) adlı alternatif bir yaklaşım, biyotin-streptavidin sistemi aracılığıyla tiol gruplarının zenginleştirilmesi sorununu aşmaktadır.

Geri dönüşümlü olarak oksitlenmiş tiyollerin indirgenmesini takiben, yeni ortaya çıkan serbest tiollere sahip proteinler, serbest tiol gruplarını kovalent olarak yakalayan ve sistein içeren proteinlerin BST'den daha spesifik zenginleşmesine izin veren tiol-afinite reçinesi ile zenginleştirilir. RAC'yi izobarik etiketleme ve kütle spektrometresindeki son gelişmelerin çoklama gücü ile birleştirmek, proteom çapında geri dönüşümlü olarak oksitlenmiş sistein kalıntılarının zenginleştirilmesi, tanımlanması ve nicelleştirilmesi için sağlam ve hassas bir iş akışı yaratır. Kütle spektrometresindeki son gelişmeler, tiol redoks proteomunun çok daha derin profillenmesini sağlayarak protein tiol oksidasyonunun hem nedeninin hem de etkisinin anlaşılmasını sağlamıştır27. Sahaya özgü nicel verilerden elde edilen bilgiler, geri dönüşümlü oksidatif modifikasyonların mekanik etkileri ve aşağı yönlü etkileri hakkında daha fazla çalışmaya izin verir28. Bu iş akışının kullanılması, SSG seviyelerinin yaşa göre farklılık gösterdiği yaşlanma gibi normal fizyolojik olaylarla ilgili olarak geri dönüşümlü sistein oksidasyonunun fizyolojik etkileri hakkında fikir vermiştir. SSG üzerindeki yaşlanma etkileri, mitokondriyal fonksiyonu artıran ve yaşlı farelerde SSG seviyelerini azaltan ve genç farelere daha benzer bir SSG profiline sahip olmalarına neden olan yeni bir peptid olan SS-31 (elamipretid) kullanılarak kısmen tersine çevrildi29.

Nanopartikül maruziyetine atfedilen patofizyolojik koşulların, bir fare makrofaj modelinde SSG'yi içerdiği gösterilmiştir. Kütle spektrometrisi ile birlikte RAC kullanarak, yazarlar SSG seviyelerinin oksidatif stres derecesi ve makrofaj fagositik fonksiyonunun bozulması ile doğrudan ilişkili olduğunu göstermiştir. Veriler ayrıca, farklı derecelerde oksidatif strese neden olan farklı mühendislik nanomalzemelerine yanıt olarak yola özgü farklılıkları da ortaya koydu30. Yöntem ayrıca, fotosentetik siyanobakterilerdeki günlük döngülerin tiol oksidasyonuna ilişkin etkilerini incelemek için uygulandığı prokaryotik türlerde de faydasını kanıtlamıştır. Elektron taşınması, karbon fiksasyonu ve glikoliz dahil olmak üzere çeşitli önemli biyolojik işlemlerde tiol oksidasyonunda geniş değişiklikler gözlenmiştir. Ayrıca, ortogonal validasyon yoluyla, bu oksidatif modifikasyonların düzenleyici rollerini düşündüren birkaç önemli fonksiyonel bölgenin modifiye edildiği doğrulanmıştır6.

Burada, proteinlerin toplam oksitlenmiş sistein tiyollerinin zenginleştirilmesi ve bunların sonraki etiketlemesi ve stokiyometrik nicelleştirilmesi için RAC yaklaşımının faydasını gösteren standartlaştırılmış bir iş akışının ayrıntılarını açıklıyoruz (Şekil 1). Bu iş akışı, hücre kültürleri27,30 ve tüm dokular (örneğin, iskelet kası, kalp, akciğer) 29,31,32,33 dahil olmak üzere farklı örnek tiplerinde redoks durumu çalışmalarında uygulanmıştır. Buraya dahil edilmemiş olsa da, RAC protokolü, daha önce de belirtildiği gibi SSG, SNO ve S-asilasyonu dahil olmak üzere geri dönüşümlü redoks modifikasyonlarının spesifik formlarının araştırılması için kolayca uyarlanmıştır 25,29,34.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Hayvan veya insan örnekleri/dokuları ile ilgili protokolde açıklanan tüm prosedürler, insan ve hayvan araştırmaları etik komitesinin kurumsal kılavuzları tarafından onaylanmış ve takip edilmiştir.

1. Numune homojenizasyonu/lizisi

  1. Dondurulmuş doku örnekleri
    1. Bir cam mikroskop üzerinde dondurulmuş dokuyu (~ 30 mg) kıymak, önceden soğutulmuş bir tıraş bıçağı ve forseps kullanarak kuru buz üzerinde kaydırır. Kıyılmış dokuyu 700 μL tampon A içeren önceden soğutulmuş 5 mL yuvarlak tabanlı polistiren bir tüpe aktarın (bakınız Tablo 1) ve ışıktan korunmuş 30 dakika boyunca buz üzerinde inkübe edin.
    2. Dokuyu 30 s boyunca veya elde tutulan bir doku homojenizatörü ile tamamen homojenize edilene kadar bozun. Numuneleri buz üzerine yerleştirin ve köpüğün 10 dakika daha azalmasına izin verin.
      NOT: Kuru buz üzerine yerleştirilmiş alüminyum fırın tepsisi, dokunun ilk işlenmesi/kıyılması için sabit bir çalışma yüzeyi ve platform sağlar.
  2. Alternatif olarak, başlangıç malzemesi olarak 100 mm'lik kültür tabaklarında yapışkan hücre kültürleri kullanın.
    1. Hücreleri buz üzerinde tutun ve hücreleri 100 mM NEM içeren 10 mL buz gibi soğuk PBS ile iki kez durulamak için serolojik bir pipet kullanın.
    2. 1 mL soğuk homojenizasyon/lizis tamponu ekleyerek ve sert hücre kazıyıcı ile kuvvetlice kazıyarak hücreleri lize edin. Bir mikropipet kullanarak lizatı 2 mL'lik bir santrifüj tüpüne aktarın.
      NOT: Durulama tamponu ve lizis tamponu, farklı boyuttaki kültür kaplarına göre ölçeklendirilebilir. Tipik olarak, 2-5 milyon hücre gereklidir; Bununla birlikte, bu, belirli hücre tipleri için lizis verimliliğine ve protein verimine bağlı olarak değişir. Homojenizasyon tamponu, toplam tioller için analiz edilen numuneler için NEM olmadan hazırlanabilir.
  3. Elde edilen homojenatı (adım 1.1.2 veya 1.2.2) bir mikropipet kullanarak 2 mL'lik bir santrifüj tüpüne aktarın ve 10 dakika boyunca 4 °C'de tam hızda (≥16.000 × g) santrifüj yapın.
  4. Süpernatantı (hücre kültürü için ~700 μL veya ~1 mL) bir mikropipet kullanarak 5 mL'lik konik bir mikrosantrifüj tüpüne aktarın ve karanlıkta 55 ° C'de 30 dakika boyunca 850 rpm'de sallanarak inkübe edin.
  5. Bir cam serolojik pipet kullanarak, numunelere 4 mL buz gibi soğuk aseton ekleyin ve proteinin çökeltilmesi ve fazla N-etilmaleimidin uzaklaştırılması için gece boyunca -20 ° C'de inkübe edin.

2. Reçine destekli yakalama

  1. Çökeltilmiş protein peletlerini 10 dakika boyunca 4 °C'de 20.500 × g'da santrifüj yaparak, asetonu boşaltarak, kalan asetonu bir mikropipet kullanarak çıkararak ve bir cam serolojik pipet kullanarak 3 mL taze, buz gibi soğuk aseton ekleyerek asetonla iki kez yıkayın. Karıştırmak için birkaç kez ters çevirin. İkinci yıkamadan sonra, peletlerin 1-2 dakika boyunca hava ile kurumasına izin verin, yeniden süspansiyon zorlaşabileceğinden aşırı kurumamaya dikkat edin.
  2. Bir mikropipet kullanarak, 1 mL tampon B ekleyin ( Tablo 1'e bakınız) ve 250 W çıkışlı ve kısa girdaplı bir banyo sonikatör kullanarak bir seferde 15-30 s tekrarlanan sonikasyon kullanarak proteini çözün. Üreticinin protokolüne göre bikinkoninik asit (BCA) testini kullanarak protein konsantrasyonunu ölçün.
  3. Daha ileri işlemler için numuneler arasındaki protein konsantrasyonlarını standartlaştırmak ve NEM'in tamamen uzaklaştırılmasını sağlamak için, 500 μg proteini bir mikropipet kullanarak 0,5 mL 10 kDa santrifüj filtreye aktarın ve resüsitasyon tamponu ile 500 μL'lik bir son hacme ayarlayın.
  4. Santrifüj filtredeki hacim 100 μL'den az olana kadar oda sıcaklığında 14.000 × g'da santrifüj. 2 dakika boyunca 1.000 × g'da santrifüj yapın ve C tamponunu kullanarak 500 μL'lik bir son hacme ayarlayın (bkz. Tablo 1).
  5. Bir mikropipet kullanarak 20 mM'lik son konsantrasyona 20 μL 500 mM ditiyotreitol (DTT) ekleyerek ve numuneleri 850 rpm'de sallarken 37 ° C'de 30 dakika boyunca inkübe ederek protein tiollerini azaltın.
  6. İndirgemeden sonra, numuneleri bir mikropipet kullanarak 0,5 mL 10 kDa santrifüj filtrelere ve oda sıcaklığında 14.000 × g'da 15 dakika boyunca santrifüj ile veya santrifüj filtresindeki hacim 100 μL'den az olana kadar aktarın.
    1. Santrifüjlemeyi ve 2.6. adımda 500 μL'ye eklemeyi üç kez tekrarlayın ve dördüncü santrifüjlemeden sonra, filtreyi bir toplama tüpünde ters çevirerek ve 2 dakika boyunca 1.000 × g'de santrifüj yaparak numuneleri toplayın.
  7. BCA testini üreticinin protokolüne göre kullanarak protein konsantrasyonunu ölçün.
  8. Bu tampon değişimi sırasında, bir mikro terazi kullanarak uygun miktarda reçineyi (30 mg/numune) tartarak ve 50 mL'lik bir santrifüj tüpüne aktararak tiol-afiniteli reçineyi hazırlayın. Daha sonra, serolojik bir pipet kullanarak, 30 mg / mL reçinenin son konsantrasyonu için su ekleyin ve reçinenin uygun şekilde hidrasyonu için ajitasyonla oda sıcaklığında 1 saat boyunca inkübe edin.
    NOT: Yukarıda bahsedilen tiol afiniteli reçine, üretici tarafından durdurulmuştur. Bu tiol afiniteli reçine için olası bir yedek ticari olarak temin edilebilir. Bununla birlikte, bu değiştirme yaklaşık 5 kat daha az bağlama kapasitesine sahiptir (bkz. Alternatif olarak, tiol-afinite reçinesi, 2-(piridildiyo) etilamin hidroklorür ve N-hidroksisüksinimidle aktive edilmiş reçine kullanılarak sentezlenebilir (Ek Bilgilere bakınız).
    1. Reçinenin hidrasyonundan sonra, spin kolonlarını bir vakum manifolduna yerleştirin ve her kolona bir mikropipet kullanarak reçine bulamacının 500 μL'sini aktarın. Suyun uzaklaştırılması için vakum uygulayın; Sütun başına toplam 30 mg reçine elde etmek için bu adımı bir kez tekrarlayın. Alternatif olarak, bunun için vakum manifoldunu ve tüm reçine yıkama ve elüsyon adımlarını kullanmak yerine 2 dakika boyunca 1.000 × g'da santrifüj yapın.
      NOT: Delik boyutunu artırmak için 1000 μL'lik pipet ucunun ucunun kesilmesi, reçinenin aktarılmasına yardımcı olur. Reçinenin askıda kalmasını ve homojen ve eşit miktarda reçinenin her sütuna aktarılmasını sağlamak için pipetleme arasında tritürasyon yapılması önemlidir.
    2. Reçineyi, bir mikropipetle 500 μL ultra saf su ekleyerek ve suyun uzaklaştırılması için vakum uygulayarak yıkayın; bunu 5 kez tekrarlayın. Daha sonra, reçineyi 500 μL tampon E ile 5 kez yıkayın (bkz. Tablo 1).
      NOT: Alternatif olarak, sonraki tüm yıkama adımları için vakum manifoldu yerine 2 dakika boyunca 1.000 x g'de santrifüjleme kullanılabilir. Tüm ilerleyen yıkama adımları 500 μL'lik bir hacimle gerçekleştirilir. Kolona yıkama tamponları eklerken, sıçramayı ve reçine kaybını önlerken reçineyi tamamen askıya almak için yeterli kuvvetle dikkatlice ekleyin; bu, reçinenin tam ve verimli bir şekilde yıkanmasını sağlar.
  9. Bir mikropipet kullanarak, her indirgenmiş numuneden 150 μg proteini yeni bir tüpe aktarın ve 120 μL tampon C'nin son hacmine ayarlayın (bkz. Tablo 1). Protein çözeltisini bir mikropipet kullanarak reçineyi içeren tıkanmış bir sıkma kolonuna aktarın, kapağı kolona yerleştirin ve oda sıcaklığında 850 rpm'de çalkalayarak 2 saat inkübe edin.
  10. Reçineyi 25 mM HEPES, pH 7.0 ile beş kez yıkayın; 8 M üre; bunu 2 M NaCl ile beş kez takip etti; bunu% 0.1 trifloroasetik asit (TFA) ile% 80 asetonitril (ACN) ile beş kez; ve son olarak 25 mM HEPES, pH 7.7 ile beş kez, adım 2.8.2'de açıklandığı gibi ve fişi değiştirin.
    NOT: Numuneler, adım 4.1'de açıklandığı gibi protein seviyesinde (örneğin, SDS-poliakrilamid jel elektroforezi (SDS-PAGE), batı lekesi) analiz için burada salınabilir.

3. Reçine üzerinde triptik sindirim ve TMT etiketleme

  1. Numune başına 6-8 μg için yeterli sıralama dereceli modifiye tripsin çözeltisini, C tamponunda 0,5 μg/μL'lik bir konsantrasyonda çözündürerek hazırlayın (bkz. Tablo 1), böylece son hacim numune başına en az 120 μL'ye izin verir. Bir mikropipet kullanarak, bu tripsin çözeltisinden 120 μL'yi numunelere ekleyin ve 850 rpm'de çalkalayarak 37 ° C'de gece boyunca inkübe edin.
    NOT: Sindirim verimliliğini artırmak için, ertesi gün tripsin çözeltisini çıkarıp taze çözelti ile değiştirerek ek bir sindirim adımı eklenebilir ve sindirime 2 saat devam edilebilir.
  2. Reçineyi 25 mM HEPES, pH 7.0 ile beş kez yıkayın; bunu beş kez 2 M NaCl; bunu% 0.1 TFA ile% 80 ACN ile beş kez; bunu 25 mM HEPES, pH 7.7 ile üç kez takip etti. Son olarak, reçineyi 50 mM trietil amonyum bikarbonat tampon (TEAB) ile iki kez yıkayın ve fişi değiştirin.
  3. TMT etiketleme reaktiflerini, 16.000 × g'lık bir santrifüj kullanarak kısa bir süre dönmeden önce oda sıcaklığına ısınmalarına izin vererek hazırlayın. Bir mikropipet kullanarak TMT etiketleme reaktifinin her şişesine 150 μL susuz ACN ekleyin. Reaktifi tamamen çözündürmek için şişeleri oda sıcaklığında 5 dakika boyunca 850 rpm'ye ayarlanmış bir termomikser üzerinde inkübe edin. Kısaca vorteks yapın ve reaktifi toplamak için 16.000 × g'de aşağı doğru döndürün.
  4. Bir mikropipet kullanarak, yıkanmış reçineye 40 μL 100 mM TEAB ekleyin, daha sonra çözünmüş TMT reaktifinden 70 μL ekleyin ve oda sıcaklığında 850 rpm'de çalkalayarak 1 saat inkübe edin. Kalan TMT reaktifini -80 °C'de saklayın.
    NOT: Her biyolojik numuneye atanan ayrı ayrı TMT etiketlerini not alın (Şekil 1).
  5. Reçineyi beş kez% 0.1 TFA ile% 80 ACN ile, üç kez 100 mM amonyum bikarbonat tamponu (ABC), pH 8.0 ile ve iki kez daha önce tarif edildiği gibi suyla yıkayın ve tapayı değiştirin.

4. Peptit elüsyonu

  1. Bir mikropipet kullanarak her kolona 100 mM ABC, pH 8.0'da 100 μL 20 mM DTT ekleyerek etiketli peptitleri süzün ve 850 rpm'ye ayarlanmış bir termomikser üzerinde 30 dakika boyunca oda sıcaklığında inkübe edin.
    NOT: DTT eklendikten sonra, reçine kümelenecektir. Reçine, kümeleri parçalamak ve peptitlerin tamamen elüsyonunu sağlamak için bir pipet ucu ile bozulabilir.
  2. Bu inkübasyondan sonra, sütunu katı faz ekstraksiyonu (SPE) için tasarlanmış bir vakum manifolduna yerleştirin, vakum uygulayın ve numuneleri 5 mL'lik bir mikrosantrifüj tüpüne boşaltın. Bu adımı bir kez tekrarlayın.
  3. Son olarak,% 0.1 TFA ile 100 μL% 80 ACN ekleyin, oda sıcaklığında 10 dakika inkübe edin ve aynı 5 mL santrifüj tüpüne sürün. Tüm fraksiyonları aynı 5 mL mikrosantrifüj tüpünde toplayın.
    NOT: Numune kaybını önlemek için, elüsyon için düşük bağlayıcı tüpler kullanılmalı ve hacimler tek bir 5 mL'lik tüp için 4,0 mL'lik bir hacimde veya altında tutulmalıdır.
  4. Salınan numuneleri kuruyana kadar bir vakum yoğunlaştırıcısına yerleştirin. Kuru peptitleri -80 ° C'de saklayın ve daha sonra tekrar askıya alın.
    NOT: Numuneler ayrı ayrı da salınabilir ve numuneler birleştirilmeden önce peptid seviyesinde analiz için SDS-PAGE tarafından bir aliquot çıkarılabilir ve analiz edilebilir.

5. Peptit alkilasyonu ve tuzdan arındırma/temizleme

  1. Bir mikropipet kullanarak küçük hacimli 100 mM ABC tamponu, pH 8.0 (500 μL'den büyük değil) ekleyerek kurutulmuş peptitleri yeniden askıya alın. Çözünür hale getirmek ve 2 mL'lik bir tüpe aktarmak için 250 W çıkışlı ve vorteksli bir banyo sonicator kullanarak bir seferde 15-30 s için tekrarlanan sonikasyon kullanın.
    NOT: Eklenecek 100 mM ABC, pH 8.0 hacmi, DTT'yi 150 mM'lik bir molaritede yeniden askıya almak için gereken hacme dayanır. Kullanıcıların, adım 4.1'de orijinal olarak eklenenlere bağlı olarak örneklemlerinde bulunan DTT miktarını belirlemeleri gerekir.
  2. 1:4 molar DTT:IAA oranı elde etmek için bir mikropipet kullanılarak ABC'de çözünmüş yeterli konsantre stok çözeltisi (600 mM) iyodoasetamid (IAA) ekleyin ve numuneleri RT'de 850 rpm'de çalkalayarak 1 saat inkübe edin.
  3. Bir mikropipet kullanarak konsantre TFA (%10) ekleyerek numuneleri pH < 3'e asitleştirin ve üreticinin talimatlarına göre ters fazlı temizleme kullanarak numunenin tuzunu alma işlemi gerçekleştirin.
  4. Temiz peptitleri kuruyana kadar bir vakum yoğunlaştırıcıya yerleştirin. Kuru peptitleri daha fazla analize kadar -80 ° C'de saklayın.

6. Sıvı kromatografisi-tandem kütle spektrometresi

  1. Kurutulmuş peptitleri, 250 W çıkışlı bir banyo sonicator kullanarak bir seferde 15-30 s için tekrarlanan sonikasyon ve % 3 ACN içeren 20-40 μL suda vorteks kullanarak askıya alın. Üreticinin protokolüne göre bir BCA testi yaparak peptid konsantrasyonunu belirleyin.
  2. Numuneleri daha önce açıklandığı gibi ters fazlı LC ve MS/MS ile ayırın6 ve MS1 spektrumlarını 400-2000 m/z aralığında kaydedin. İzobarik olarak etiketlenmiş peptitlerin analizi için raporlayıcı iyon yoğunluğu bilgilerini elde etmek için yüksek enerjili çarpışma ayrışmasının (HCD) kullanılmasını sağlayın. Enstrüman çalıştırma koşulları 27,30 ve MS verilerinin analizi 27,31 hakkında daha fazla ayrıntı için önceki raporların yöntemler bölümlerine bakın.
    NOT: Peptit örneklerini analiz etmek için farklı LC-MS/MS sistemleri veya ayarları kullanılabilir. Peptit tanımlamanın kapsamı ve hassasiyeti, kullanılan belirli sisteme ve ayarlara bağlı olacaktır.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Protokolün tamamlanması, daha önce oksitlenmiş sistein içeren peptitlerin, genellikle% >95 özgüllük 27,35,36 ile oldukça spesifik zenginleşmesine neden olacaktır. Bununla birlikte, protokolün birkaç önemli adımı özel dikkat gerektirir, örneğin, yapay oksidasyonu ve yapay olarak oksitlenmiş tiyollerin spesifik olmayan zenginleşmesini yasaklayan numune lizisi/homojenizasyonundan önce serbest tiollerin ilk blokajı

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Reçine destekli yakalama, sistein kalıntılarının oksidatif modifikasyonlarının araştırılması için çeşitli numune tiplerinde ve biyolojik sistemlerde kullanılmıştır25,29,30. Bu yöntem, SDS-PAGE ve batı leke analizi kullanılarak proteinler ve peptitler ve ayrıca kütle spektrometrisi kullanılarak bireysel sistein bölgeleri de dahil olmak üzere çoklu seviyelerde ve okumalarda numunelerin değerlendirilmesine izin verir. Numune tipine...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarlar, finansal veya başka türlü hiçbir çıkar çatışması olmadığını beyan ederler.

Teşekkürler

Çalışmanın bazı bölümleri NIH Grants R01 DK122160, R01 HL139335 ve U24 DK112349 tarafından desteklenmiştir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
2- (Piridildithio) etilamin hidroklorürMed Chem ExpressHY-101794Ev içi reçine sentezi için reaktif
2.0 mL LoBind santrifüj tüpleriEppendorf22431048
5.0 mL LoBind santrifüj tüpleriEppendorf30108310
5.0 mL yuvarlak tabanlı tüplerFalcon352054
AsetonFisher ScientificA949-1
AsetonitrilSigma Aldrich34998
Aktif Tiyol– Sefaroz  4BSigma AldrichT8512Tiyol-afinite reçinesi için potansiyel ikame
Amicon Ultra 0.5 mL santrifüj filtreMillipore SigmaUFC5010BK
Amonyum bikarbonatSigma Aldrich09830
Bicinchonicic asit (BCA)Thermo Scientific23227Protein Tahlili
Reaktif SantrifüjüEppendorf5810R
SantrifüjEppendorf5415R
Dithiothreitol (DTT)Thermo Scientific20291
EDTASigma AldrichE5134
HEPES tamponuSigma AldrichH4034
HomojenizatörBioSpec Ürünler985370
İyodoasetim (IAA)Sigma AldrichI1149
N-etilmaleimidSigma Aldrich4259
NHS-Aktif Sefaroz 4 Hızlı AkışCytiva17-0906-01Ev içi reçine sentezi için reaktif
QIAvac 24 Plus vakum manifolduQiagen19413
Sodyum klorürSigma AldrichS3014
Sodyum dodesil sülfat (SDS)Sigma AldrichL6026
SonicatorBranson1510R-MT
Spin sütunlarıThermo Scientific69705
Strata C18-E ters faz kolonlarıPhenomenex8B-S001-DAKPeptit tuz giderme
ThermomixerEppendorf5355
Tiyopropil Sefaroz 6BGE Sağlık17-0420-01Tiyol-afinite reçinesi; *Tiyopropil Sefaroz 6B reçinesinin üretimi üretici tarafından durdurulmuştur (ayrıntılar için protokole bakınız).
TMT izobarik etiketler (16 plex)Thermo ScientificA44522Peptit etiketleme reaktifi; çoklu formatlarda mevcuttur
Trietilamonyum bikarbonat tamponu (TEAB)Sigma AldrichT7408
Trifloroasetik asit (TFA)Sigma AldrichT6508
Triton X-100Sigma AldrichT8787
TripsinPromegaV5820
ÜreSigma AldrichU5378
Vacufuge Plus speedvacEppendorf22820001vakum konsantratörü
Vorteks karıştırıcıBilimsel EndüstrilerSI-0236

Kaynaklar

  1. Sies, H., Jones, D. P. Reactive oxygen species (ROS) as pleiotropic physiological signalling agents. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 21 (7), 363-383 (2020).
  2. Adams, L., Franco, M. C., Estevez, A. G. Reactive nitrogen species in cellular signaling. Experimental Biology and Medicine. 240 (6), 711-717 (2015).
  3. Olson, K. R. The biological legacy of sulfur: A roadmap to the future. Comparative Biochemistry and Physiology Part A: Molecular & Integrative Physiology. 252, 110824(2021).
  4. Sies, H. Oxidative eustress: on constant alert for redox homeostasis. Redox Biology. 41, 101867(2021).
  5. Poole, L. B. The basics of thiols and cysteines in redox biology and chemistry. Free Radical Biology & Medicine. 80, 148-157 (2015).
  6. Guo, J., et al. Proteome-wide light/dark modulation of thiol oxidation in cyanobacteria revealed by quantitative site-specific redox proteomics. Molecular & Cellular Proteomics. 13 (12), 3270-3285 (2014).
  7. Shi, X., Qiu, H. Post-translational S-nitrosylation of proteins in regulating cardiac oxidative stress. Antioxidants. 9 (11), 1051(2020).
  8. Fra, A., Yoboue, E. D., Sitia, R. Cysteines as redox molecular switches and targets of disease. Frontiers in Molecular Neuroscience. 10, 167(2017).
  9. Klomsiri, C., Karplus, P. A., Poole, L. B. Cysteine-based redox switches in enzymes. Antioxidants & Redox Signaling. 14 (6), 1065-1077 (2011).
  10. Go, Y. M., Jones, D. P. The redox proteome. Journal of Biological Chemistry. 288 (37), 26512-26520 (2013).
  11. Bak, D. W., Bechtel, T. J., Falco, J. A., Weerapana, E. Cysteine reactivity across the subcellular universe. Current Opinion in Chemical Biology. 48, 96-105 (2019).
  12. Skryhan, K., et al. The role of cysteine residues in redox regulation and protein stability of Arabidopsis thaliana starch synthase 1. PLoS One. 10 (9), 0136997(2015).
  13. Su, Z., et al. Global redox proteome and phosphoproteome analysis reveals redox switch in Akt. Nature Communications. 10 (1), 5486(2019).
  14. Liebthal, M., Schuetze, J., Dreyer, A., Mock, H. -P., Dietz, K. -J. Redox conformation-specific protein-protein interactions of the 2-cysteine peroxiredoxin in Arabidopsis. Antioxidants. 9 (6), 515(2020).
  15. Pace, N. J., Weerapana, E. Zinc-binding cysteines: diverse functions and structural motifs. Biomolecules. 4 (2), 419-434 (2014).
  16. Schwartz, P. A., et al. Covalent EGFR inhibitor analysis reveals importance of reversible interactions to potency and mechanisms of drug resistance. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111 (1), 173(2014).
  17. Sevilla, E., Bes, M. T., González, A., Peleato, M. L., Fillat, M. F. Redox-based transcriptional regulation in prokaryotes: revisiting model mechanisms. Antioxidants & Redox Signaling. 30 (13), 1651-1696 (2018).
  18. Topf, U., et al. Quantitative proteomics identifies redox switches for global translation modulation by mitochondrially produced reactive oxygen species. Nature Communications. 9 (1), 324(2018).
  19. Gao, X. -H., et al. Discovery of a redox thiol switch: implications for cellular energy metabolism. Molecular & Cellular Proteomics. 19 (5), 852-870 (2020).
  20. Prus, G., Hoegl, A., Weinert, B. T., Choudhary, C. Analysis and interpretation of protein post-translational modification site stoichiometry. Trends in Biochemical Sciences. 44 (11), 943-960 (2019).
  21. Zhang, T., Gaffrey, M. J., Li, X., Qian, W. J. Characterization of cellular oxidative stress response by stoichiometric redox proteomics. American Journal of Physiology. Cell Physiology. 320 (2), 182-194 (2021).
  22. Jaffrey, S. R., Erdjument-Bromage, H., Ferris, C. D., Tempst, P., Snyder, S. H. Protein S-nitrosylation: a physiological signal for neuronal nitric oxide. Nature Cell Biology. 3 (2), 193-197 (2001).
  23. Alcock, L. J., Perkins, M. V., Chalker, J. M. Chemical methods for mapping cysteine oxidation. Chemical Society Reviews. 47 (1), 231-268 (2018).
  24. Li, R., Kast, J. Biotin switch assays for quantitation of reversible cysteine oxidation. Methods in Enzymology. 585, 269-284 (2017).
  25. Guo, J., et al. Resin-assisted enrichment of thiols as a general strategy for proteomic profiling of cysteine-based reversible modifications. Nature Protocols. 9 (1), 64-75 (2014).
  26. Liu, T., et al. High-throughput comparative proteome analysis using a quantitative cysteinyl-peptide enrichment technology. Analytical Chemistry. 76 (18), 5345-5353 (2004).
  27. Duan, J., et al. Stochiometric quantification of the thiol redox proteome of macrophages reveals subcellular compartmentalization and susceptibility to oxidative perturbations. Redox Biology. 36, 101649(2020).
  28. Mitchell, A. R., et al. Redox regulation of pyruvate kinase M2 by cysteine oxidation and S-nitrosation. Biochemical Journal. 475 (20), 3275-3291 (2018).
  29. Campbell, M. D., et al. Improving mitochondrial function with SS-31 reverses age-related redox stress and improves exercise tolerance in aged mice. Free Radical Biology & Medicine. 134, 268-281 (2019).
  30. Duan, J., et al. Quantitative profiling of protein S-glutathionylation reveals redox-dependent regulation of macrophage function during nanoparticle-induced oxidative stress. ACS Nano. 10 (1), 524-538 (2016).
  31. Wang, J., et al. Protein thiol oxidation in the rat lung following e-cigarette exposure. Redox Biology. 37, 101758(2020).
  32. Kramer, P. A., et al. Fatiguing contractions increase protein S-glutathionylation occupancy in mouse skeletal muscle. Redox Biology. 17, 367-376 (2018).
  33. Chiao, Y. A., et al. Late-life restoration of mitochondrial function reverses cardiac dysfunction in old mice. Elife. 9, 55513(2020).
  34. Forrester, M. T., et al. Site-specific analysis of protein S-acylation by resin-assisted capture. Journal of Lipid Research. 52 (2), 393-398 (2011).
  35. Su, D., et al. Quantitative site-specific reactivity profiling of S-nitrosylation in mouse skeletal muscle using cysteinyl peptide enrichment coupled with mass spectrometry. Free Radical Biology & Medicine. 57, 68-78 (2013).
  36. Su, D., et al. Proteomic identification and quantification of S-glutathionylation in mouse macrophages using resin-assisted enrichment and isobaric labeling. Free Radical Biology & Medicine. 67, 460-470 (2014).
  37. Searle, B. C., Yergey, A. L. An efficient solution for resolving iTRAQ and TMT channel cross-talk. Journal of Mass Spectrometry. 55 (8), 4354(2020).
  38. Duan, J., Gaffrey, M. J., Qian, W. J. Quantitative proteomic characterization of redox-dependent post-translational modifications on protein cysteines. Molecular BioSystems. 13 (5), 816-829 (2017).
  39. Behring, J. B., et al. Spatial and temporal alterations in protein structure by EGF regulate cryptic cysteine oxidation. Science Signaling. 13 (615), 7315(2020).
  40. Shakir, S., Vinh, J., Chiappetta, G. Quantitative analysis of the cysteine redoxome by iodoacetyl tandem mass tags. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 409 (15), 3821-3830 (2017).
  41. Gorin, G., Martic, P. A., Doughty, G. Kinetics of the reaction of N-ethylmaleimide with cysteine and some congeners. Archives of Biochemistry and Biophysics. 115 (3), 593-597 (1966).
  42. Hsu, M. -F., et al. Distinct effects of N-ethylmaleimide on formyl peptide- and cyclopiazonic acid-induced Ca2+ signals through thiol modification in neutrophils. Biochemical Pharmacology. 70 (9), 1320-1329 (2005).
  43. Li, R., Huang, J., Kast, J. Identification of total reversible cysteine oxidation in an atherosclerosis model using a modified biotin switch assay. Journal of Proteome Research. 14 (5), 2026-2035 (2015).
  44. Wang, J., et al. Integrated dissection of cysteine oxidative post-translational modification proteome during cardiac hypertrophy. Journal of Proteome Research. 17 (12), 4243-4257 (2018).
  45. Patra, K. K., Bhattacharya, A., Bhattacharya, S. Molecular dynamics investigation of a redox switch in the anti-HIV protein SAMHD1. Proteins. 87 (9), 748-759 (2019).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

Redoks Proteomi iTiyol Afinite Re inesiLC MS MS AnaliziTriptik SindirimWestern BlotSDS PAGESistein Oksidasyonu
Reçine Destekli Yakalama, Protein Thiol Oksidasyonunun Çoklanmış Niceliği için İzobarik Tandem Kütle Etiketi Etiketleme ile Birleştirildiğinde
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.