Yöntem makalesi

Kardiyotorasik Cerrahi için Preadolesan Fare Yavrularının Anestezisi ve Entübasyonu

2.6K görüntüleme

⸱

DOI:

10.3791/64004

⸱

2 Haziran 2022

 ,  ,  ,  ,  , 
1Molecular Cardiology and Biophysics Division, Victor Chang Cardiac Research Institute, 2St Vincent’s Clinical School, University of New South Wales Sydney, 3Department of Anaesthesia, The Children’s Hospital at Westmead, 4School of Child and Adolescent Health, University of Sydney

* These authors contributed equally

Bu makalede

Özet

>7 günlük farelerde kardiyotorasik cerrahi modeller entübasyon gerektirir, ancak bu preadolesan (8-14 günlük) fare yavruları için zordur ve entübasyon için anestezik rejimler hakkında çok az bilgi vardır. Burada, 10 günlük C57BL/6J fare yavrularında endotrakeal entübasyona izin verirken hayvan ölümlerini en aza indiren ketamin/ksilazin/atropin dozaj rejimleri sunulmuştur.

Özet

Murin cerrahi modelleri preklinik araştırmalarda önemli bir rol oynamaktadır. Kardiyak yaralanma sonrası miyokard rejenerasyonuna ilişkin mekanik anlayışlar, kardiyomiyositleri yetişkinlerinkinden farklı olarak proliferatif kapasiteyi koruyan 0-14 günlük farelerde kardiyotorasik cerrahi modellerinden elde edilebilir. 7 güne kadar olan fare yavruları hipotermi ile etkili bir şekilde hareketsiz hale getirilir ve kardiyotorasik cerrahi için entübasyon gerektirmez. Bununla birlikte, ergenlik öncesi (8-14 günlük) fare yavruları entübasyon gerektirir, ancak bu zordur ve entübasyonu kolaylaştırmak için anestezi ile ilgili çok az bilgi vardır. Burada, 10 günlük C57BL/6J fare yavrularında endotrakeal entübasyona izin verirken hayvan ölümlerini en aza indiren ketamin/ksilazin/atropin dozaj rejimleri sunulmuştur. Ketamin / ksilazin / atropin dozaj rejimlerinin vücut ağırlığına ampirik titrasyonunun farklı ağırlıklardaki fare yavrularının anestezisine verilen yanıtın doğrusal olmadığını, bu nedenle 20/4/0.12 mg / kg, 30/4/0.12 mg / kg ve 50/6/0.18 mg / kg'lık dozların, 3.15-4.49 g (n = 22), 4.50-5.49 g (n = 20) ve 5.50-8.10 g (n = 20) arasındaki yavruların entübasyonunu kolaylaştırdığını göstermiştir. sırasıyla. Düşük vücut ağırlığındaki yavrular, daha ağır yavrulardan daha fazla entübasyon girişimi gerektiriyordu (p < 0.001). Entübasyon sonrası sağkalım vücut ağırlığı ile korelasyon gösterdi (düşük, orta ve yüksek ağırlıklı gruplar için sırasıyla% 59,% 70 ve% 80, R2 = 0.995). Entübasyon sonrası miyokard enfarktüsü cerrahisinde %100 oksijende %4.5 izofluran ile cerrahi anestezi düzlemi indüklendi ve %100 oksijende %2 izofluran ile korundu. Ameliyat sonrası sağkalım üç ağırlık grubu için %92, %86 ve %88 olarak benzerdi (p = 0.91). Entübasyon ve cerrahi için hayvan taşıma uygulamalarındaki iyileştirmeler ve ameliyat sonrası baraj tarafından yamyamlaşmanın en aza indirilmesi ile birlikte, tüm prosedür için genel sağkalım (entübasyon artı cerrahi) vücut ağırlığı ile korelasyon gösterdi (düşük, orta ve yüksek ağırlıklı gruplar için sırasıyla% 55,% 60 ve% 70, R2 = 0.978). 10 günlük yavruların entübasyonunda karşılaşılan zorluk ve buna bağlı yüksek mortalite göz önüne alındığında, 10 günlük yavrularda kardiyotorasik cerrahinin en az 5.5 g ağırlığındaki yavrularla sınırlandırılmasını öneriyoruz.

Giriş

Murin modelleri, özellikle genetik olarak tasarlanmış fare çizgilerinin oluşturulabilmesinin kolaylığı ve ayrıca farelerin, örneğin kalp hasarından sonra miyokard rejenerasyonunun incelenmesine izin vermek için patolojik hastalık modelleri sağlamak için cerrahi olarak manipüle edilebilme kolaylığı nedeniyle, klinik öncesi kardiyotorasik araştırmalarda paha biçilmez araçlardır1 . Bu bağlamda, kardiyomiyositlerin hücre döngüsünden çekildiği yetişkin farelerin aksine, 0-2 günlük yenidoğan fare kalplerinin, apikal rezeksiyon veya miyokard enfarktüsü indüksiyonu 2,3,4 sonrası minimum skarlaşma ile onarılması ilgi çekicidir. Buna karşılık, 7 günlük yenidoğan kalpleri eksik rejenere olur ve 2,3 skar insidansı daha yüksektir. Sol ventrikülün tepesindeki kardiyomiyositler doğumdan sonraki 2 haftaya kadar proliferatif kapasiteyi koruduğundan, 0-14 günlük farelerde kalp hasarı sonrası rejenerasyonun mekanik çalışmaları, yaralı yetişkin kalbin rejenerasyonu için terapötik hedeflerin belirlenmesinde bilgilendirici olabilir5.

Kardiyak hasarın fare modellerinin geliştirilmesi, anestezi altında cerrahi manipülasyonu içerir. Bu, toraksın kalbe erişmek için açılmasını gerektirir, bu da genellikle entübasyon ve mekanik ventilasyonu zorunlu kılar. Fare gerginliği, vücut ağırlığı ve yaş, anesteziklere duyarlılığı etkiler6. Yetişkin fareler çok çeşitli ajanlarla uyuşturulabilir, entübasyon için yaygın bir rejim 100/13/0.5 mg / kg 6,7'de ketamin / ksilazin / atropindir. Yenidoğan fareleri (0-7 günlük) merkezi bir ağrı refleksinden yoksundur ve buz üzerinde etkili bir şekilde hareketsiz hale getirilebilir ve entübasyon olmadan ameliyata tabi tutulabilir 6,8,9. Preadolesan (8-14 günlük) fare yavruları hipotermi ile uyuşturulamaz 9,10; kardiyotorasik cerrahi için entübasyon gerektirirler. 14 günden küçük preadolesan farelerde kardiyotorasik cerrahi ile ilgili daha önce yapılmış bir çalışma yoktur. Deneyimlerimize göre, 14 günlük yaşın altındaki izofluran-anestezi uygulanmış preadolesan farelerin entübasyonu zordur. 7 günden büyük fareler için bildirilen önerilen enjekte edilebilir anestezik rejim 50-150 mg / kg ketamin ve 5-10 mg / kg ksilazin10'dur. Preadolesan fareler hala nörolojik olarak gelişmektedir ve ilaçlara ve ilaç metabolizmasına verdikleri yanıtlar yetişkin hayvanlardan çok farklıdır6. Bu, sıvı, elektrolit ve asit-baz dengesizliğinin yanı sıra, yalnızca sınırlı enerji depolarını hızla tüketen yüksek metabolik hızları nedeniyle değil, aynı zamanda termoregülasyon olgunlaşmamışlıkları nedeniyle hipoglisemi ve hipotermi riskini de artırır 6,11,12. Bu nedenle, hem entübasyonu kolaylaştıran hem de ergenlik öncesi farelerin sağkalımını en üst düzeye çıkaran anestezik rejimler hakkında çok az bilgi vardır.

Burada, 10 günlük C57BL/6J fare yavrularında ağırlığı 3-8 g arasında değişen ketamin/ksilazin/atropin dozaj rejimlerini ampirik olarak titre ederek, hayvan ölümlerini en aza indirirken sonraki kardiyotorasik cerrahi için endotrakeal entübasyona izin verecek kadar anestezi düzlemi elde ettik. Ayrıca entübasyon, cerrahi ve ameliyat sonrası maternal yamyamlıktan kaynaklanan mortaliteyi azaltmak için hayvan taşıma uygulamalarını da geliştirdik.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Açıklanan tüm hayvan deneyleri, Garvan / St Vincent's Hastanesi Hayvan Etiği Komitesi tarafından, Avustralya Bilimsel Amaçlar İçin Hayvanların Bakımı ve Kullanımı Uygulama Kuralları ve ARRIVE kılavuzlarına uygun olarak onaylanmıştır ve tüm deneyler, bir pediatrik anestezistin (JJS) rehberliğinde deneyimli bir küçük hayvan cerrahı (JW) tarafından gerçekleştirilmiştir.

1. Aletlerin hazırlanması

  1. Ameliyat gününde, 10 günlük yavruların entübasyonu için özel ekipman kurun (Şekil 1A, B). Buna bir ısıtma lambası, entübasyon platformu, fiber optik ışık, küçük forsepsler, 0.02 mm çapında bakır tel parçasından yapılmış bir laringoskop (telin ucu 175 ° 'lik bir açıyla 3 mm çapında bir daireye biçimlendirilmiş 60 mm uzunluğunda; Şekil 1B) ve endotrakeal tüp olarak kullanılan 24 gauge plastik intravenöz (i.v.) kanül.
  2. Kanülün, 21 mm plastik dişi luer kilit adaptörüne bağlı 19 mm uzunluğunda bir plastik borudan (0,7 mm OD) oluştuğundan emin olun (Şekil 1B). Luer kilit adaptörü aracılığıyla bir parça bakır tel yerleştirerek kanülün borusunu sertleştirin. Gelgit hacmi ~8 μL/g 13,14 olan bir fare için toplam hacmi130 μL olan bir kanül kullanın.

2. 10 günlük farelerin anestezisi

  1. Ameliyat gününde, barajı 10 günlük C57BL / 6J yavrularının kafesinden çıkarın ve kafesi bir ısıtma yastığına (37 ° C) yerleştirin.
  2. Farklı ağırlık gruplamaları için Tablo 1'de ayrıntılı olarak açıklanan oranlarda 0.5 mL insülin şırıngası ve ketamin / ksilazin / atropin içeren 29 G iğne kullanarak yavruları g vücut ağırlığı başına 10 μL intraperitoneal enjeksiyon ile anestezi yapın.
  3. Enjeksiyondan hemen sonra, yavruyu% 100 oksijen ile önceden oksijenlendirilmiş ısıtılmış (37 ° C) bir pleksiglas odaya yerleştirin.

3. 10 günlük farelerin entübasyonu

  1. 3-4 dakikalık oksijenasyondan sonra, yavruyu esas olarak yetişkin farelerde olduğu gibi entübasyon için bir platforma aktarın. Bunu, yavru ile sırtüstü pozisyonda (Şekil 1C) veya 45° açı15'te asılı olarak gerçekleştirin. Bir ısıtma lambası ile sıcaklığı koruyun.
    1. Entübasyondan önce, pençe sıkışma refleksi ile anestezi derinliğini değerlendirin. Optimal entübasyon için, pençe sıkışma refleksi hala mevcut olmalı, ancak bilinçli bir hayvanınkinden belirgin şekilde azaltılmalıdır.
  2. Anestezi uygulanan yavru köpeği bir entübasyon platformuna sabitledikten sonra (Şekil 1C), dili küçük forsepslerle tutun ve glottis ve ses tellerini açığa çıkarmak için bir bakır tel parçasından (Şekil 1B) yapılmış bir laringoskop kullanın. Ses tellerinin esnek bir fiber optik ışıkla trans-aydınlatma ile görselleştirilmesine yardımcı olur (Şekil 1D).
  3. Sertleştirilmiş bir kanül kullanarak, kanülü luer kilit ucu uçtan biraz daha düşük (~ 10 °) olacak şekilde eğin ve ses telleri ayrılır ayrılmaz, kanülü takın ve luer kilit adaptörü ağzın hemen dışına çıkana kadar ilerletin. Entübasyondan hemen sonra teli çıkarın.
    NOT: Kanül çok ileri gitmedikçe ve karinadan direnç hissedilmedikçe, bu yaştaki farelerde entübasyon sırasında direnç beklenmez.
    1. Entübasyondan sonra anestezi derinliğini, hayvanın kendiliğinden nefes alma kabiliyeti ile değerlendirin. Göğüs hareketini önleyip önlemediğini kontrol etmek için entübasyon kateterini kısaca bloke ederek kendiliğinden nefes alan yavruların başarılı trakeal entübasyonunu onaylayın.
  4. Entübe edilmiş yavruyu derhal bir ısıtma pedine (37 ° C) aktarın ve endotrakeal kanülü, sırasıyla 30 μL / inme, 40 μL / inme veya 3.15-4.59 g, 4.50-5.49 g veya 5.50-8.10 g yavrular ve 150 vuruş / dak için 50 μL / strok ile 1 L / dak akış hızında% 100 oksijen sağlayan bir ventilatöre bağlayın.
  5. Yeniden nefes almayı en aza indirmek için bu prosedürleri <15 sn içinde hızlı bir şekilde gerçekleştirin.

4. 10 günlük farelerin miyokard enfarktüsü cerrahisi

  1. Ameliyat için cerrahi bir anestezi düzlemini indüklemek için, ventilatöre akan gazı% 100 oksijenden% 4.5 izoflurana (izofluran konsantrasyonu bir buharlaştırıcı tarafından belirlenir) 4-5 dakika boyunca değiştirin.
    1. İzoflurana geçtikten sonra, göğüs duvarı hareketinin sıklığının ventilatörünkine eşit olduğunu kontrol ederek trakea entübasyonunu tekrar onaylayın. Spontan solunum kaybı ve ardından kuyruk veya pençe sıkışma refleksinin olmaması, cerrahi anestezi düzlemine ulaşıldığını gösterir (4-5 dakika sonra).
  2. Anesteziyi oksijende% 2 izofluran ile koruyun.
  3. Miyokard enfarktüsü ameliyatını16'da tarif edildiği gibi cerrahi mikroskop altında (10x ve 16x objektif) gerçekleştirin.
    1. Cildi dairesel bir hareketle, iyot bazlı veya klorheksidin bazlı bir ovma ve% 70 alkolün alternatif turlarıyla birkaç kez dezenfekte edin. İnce makas kullanarak, göğsün sol lateral duvarındaki üçüncü ve dördüncü kaburga (dördüncü interkostal boşluk) arasında yatay bir cilt kesisi yapın. İnce forseps kullanarak, interkostal boşluğun künt diseksiyonu ile toraksı açın ve alanı açık tutmak için bir retraktör kullanın.
    2. Sol koroner arterin sol atriyal apendikte sadece distal olarak 9-0 polipropilen monofilament sütür ile bağlanması ile miyokard enfarktüsü indüklenir. ~ 10 dakikalık enfarktüs ameliyatından sonra, cildi 7-0 prolen ile kapatın ve insizyonu betadin ile dezenfekte edin. Kan yavrusunu% 70 etanol veya salin ile temizleyin.
      NOT: Preadolesan yavrularda sol koroner arterin bağlanması, yetişkin ligasyonlarında olduğu gibi esasen kansızdır.
    3. 0.5 mL insülin şırıngası ve 29 G iğne ile birbiri ardına uygulayın: sedasyon, analjezi (buprenorfin, 0.075 mg / kg, 10 μL, subkutanöz) ve salin (50 μL, intraperitoneal) hızlı iyileşme için atipamezol (1-5 mg / kg, 10 μL, intraperitoneal).
  4. İzofluranı keserek hayvanların iyileşmesine izin verin. Bundan sonra birkaç dakika içinde spontan solunumun devam ettiğinden emin olun.
    1. Yavruyu ısıtılmış ön oksijenli odaya geri döndürün ve sağ refleks yeniden kazanılana kadar iyileşme sırasında sürekli izleyin, bu noktada yavru ekstübasyon yapın.
    2. Yavruyu ev kafesi yataklarıyla hafifçe ovalayın, yavruyu sıcak tutun, solunumun düzenli olduğunu ve yavrunun kendiliğinden hareket edebildiğini kontrol edin. Bu, baraj tarafından ameliyat sonrası yamyamlığı azaltacaktır.
  5. Tüm yavrular anesteziden tamamen kurtulduğunda barajı kafese geri koyun.
    NOT: Bir yavrunun hazırlanması, anestezisi, entübasyonu, ameliyatı ve iyileşmesi için geçen toplam süre 40-60 dakika arasında değişebilir.
  6. Ev barajı ve yavrular gece boyunca bir kafeste 37 ° C'lik bir ısıtma yastığının yarısına / yarısına yerleştirilir.

5. Enfarktüs boyutunun ameliyat sonrası değerlendirilmesi

  1. Ameliyat sonrası 3. günde, yavruları 1 mL / dak akış hızında oksijende% 4.5 izofluran ile önceden dengelenmiş bir pleksiglas odaya yerleştirerek anestezi yapın.
  2. Cerrahi bir anestezi düzlemine ulaşıldıktan sonra (4-5 dakika sonra), pençe sıkışma refleksi ile değerlendirildiğinde, yavruyu odadan çıkarın ve kuyruğu bantlayarak bir ısıtma pedi üzerinde sırtüstü pozisyonda sabitleyin.
  3. Kesici dişlerin üzerine bir iplik yerleştirin ve kafayı uzatılmış tutmak için bandı yerine yerleştirin ve kafayı, 200 μL / strok, 150 vuruş / dak'da oksijende% 4.5 izofluran sağlayan bir vantilatöre bağlı bir burun konisine yerleştirin. Oksijende% 2 izofluran ile cerrahi bir anestezi düzlemi koruyun.
  4. Cildi% 70 etanol ile dezenfekte edin. İnce makas kullanarak, trakea boyunca sağ ortak karotis arter üzerinde deride 1 cm'lik bir kesi yapın ve kanın pıhtılaşmasını önlemek için 1 dakika boyunca 0.2 mL heparinize salin (200 U) uygulamak için tek bir lümen polietilen tüp (OD 0.61 mm, ID 0.28 mm) kullanarak maruz kalan damarı kanüle edin.
  5. Diyastolde kalbi tutuklamak için 2 s içinde 0.2 mL'lik 3.3 M KCl'yi hızla uygulamadan önce izofluranı 1 dakika boyunca oksijende% 4.5'e yükseltin.
  6. Sağ juguler veni aynı kesiden diseke edin ve transekte edin. Kalbi 0.2 mL fosfat tamponlu salin (PBS) ile perfüze edin ve daha sonra enfarktüssüz uzak miyokardı boyamak için 0.1mL% 0.2 Alcian Blue ile perfüze edin. Kanın, PBS'nin ve daha sonra juguler ven yoluyla Alcian Blue'nun yıkanmasıyla kanıtlanan başarılı perfüzyonu kontrol edin.
  7. Toraksı açın ve kalbi serbest bırakmak için çevredeki bağ dokusunu ve damarları diseke ederek kalbi eksize edin. Kalbi PBS'de durulayın, istenirse atriyumu çıkarın ve 10x objektif kullanarak cerrahi mikroskop üzerine monte edilmiş bir kamera ile kalbi fotoğraflayın.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

10 günlük farelerin anestezisi. 10 günlük yavrular 4-5 dakika içinde% 4.5 izofluran ile uyuşturulabilir; Bununla birlikte, entübasyona hazırlık sürecinde anesteziden kurtulurlar. Küçük boyutları nedeniyle, standart bir burun konisi tarafından verilen izofluran anestezisi altında entübasyon mümkün değildir. Daha önce 15 ve 21 günlük yavrularda ve 4,7 günlük yetişkinlerde kardiyotorasik cerrahi için sırasıyla 100/13/0.5 mg/kg'lık bir ketamin/ksilaz...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Şu anda, kardiyotorasik cerrahi için 10 günlük farelerin anestezisi ve entübasyonu için iyi belgelenmiş bir yöntem yoktur. Bu amaçla, ketamin / ksilazin / atropin dozaj rejimlerini vücut ağırlığına göre titre ettik, böylece sırasıyla 20/4/0.12 mg / kg, 30/4/0.12 mg / kg ve 50/6/0.18 mg / kg'lık dozlar, düşük (3.15-4.49 g), orta (4.50-5.49 g) ve yüksek (5.50-8.10 g) vücut ağırlığına sahip yavruların entübasyonunu kolaylaştırdı. Entübasyon sonrası sağkalım vücut ağırlığı ile korelasyon gösterdi (düşük, orta ve yüksek ağırl...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarların açıklayacağı bir çıkar çatışması yoktur.

Teşekkürler

Bu çalışma, NHMRC Program Grant [ID 1074386], Leducq Transatlantik Kardiyovasküler Araştırmalarda Mükemmellik Ağı hibesi [RMG] ve RT Hall Trust [RMG & SEI] tarafından desteklenmiştir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
Atipamezole (Antisedan)Provet (NSW) Pty LtdATIP I
Atropin 600 mcg/mLClifford Hallam Healthcare Pty Ptd1957699 PFIZER-0143386
BetadineLivingstone InternationalBU0520
Buprenorfin (Temjesik)Provet (NSW) Pty LtdTEMG I
Fiber optik ışıkLeica 3011350CLS 150X
GraphPad PrismGraphPad Software, LLCSürüm 9.1.2
Entübasyon platformu -Yaklaşık boyutları 12 (U) x 8,5 x (G) x 7,5 cm (Y) olan herhangi bir sağlam kutu (örn. plastik uç kutusu)
İzofluranProvet (NSW) Pty LtdISOF 07
Ketamin 100 mg / mLProvet (NSW) Pty LtdKETAI1
Plastik intravenöz kanül 24 gauge Polywin Safety BD Insyte CE008621 mm plastik dişi luer kilit adaptörüne bağlı 19 mm uzunluğunda plastik boru (0,7 mm dış çap); toplam annula hacmi 130 & mu; L
Tek lümenli polietilen tüpCritchley Elektrik Ürünleri Pty Ltd Kumral NSWDış çap 0,61 mm, iç çap 0,28 mm
Küçük forsepsFSTNO 11051-10
Cerrahi mikroskop (kamera isteğe bağlı)Leica M651 (Leica IC80 HD kamera)10x ve 16x objektif
Sütür 7-0 prolenEthicon8708H
Sütür 9-0 polipropilen monofilamentEthicon2813
V-1 Aktif Süpürücü Masa Tablası izofluran anestezi sistemiVetEquip901820
Havalandırmalı 2 Litrelik pleksiglas indüksiyon odasıVetQuip Pty Ltd94210225 cm (U) x 13 cm (G) x 11 cm (Y)
Isıtma lambasıBrilant Aydınlatma99223
XylazineProvet (NSW) Pty LtdXYLA Z 2

Kaynaklar

  1. Klocke, R., Tian, W., Kuhlmann, M. T., Nikol, S. Surgical animal models of heart failure related to coronary heart disease. Cardiovascular Research. 74 (1), 29-38 (2007).
  2. Porrello, E. R., et al. Transient regenerative potential of the neonatal mouse heart. Science. 331 (6020), 1078-1080 (2011).
  3. Porrello, E. R., et al. Regulation of neonatal and adult mammalian heart regeneration by the miR-15 family. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (1), 187-192 (2013).
  4. Naqvi, N., et al. A proliferative burst during preadolescence establishes the final cardiomyocyte number. Cell. 157 (4), 795-807 (2014).
  5. Bogush, N., et al. DUSP5 expression in left ventricular cardiomyocytes of young hearts regulates thyroid hormone (T3)-induced proliferative ERK1/2 signaling. Scientific Reports. 10 (1), 21918(2020).
  6. Flecknell, P. Laboratory Animal Anaesthesia. Third edition. , Elsevier Inc. (2009).
  7. Iismaa, S. E., et al. Cardiac hypertrophy limits infarct expansion after myocardial infarction in mice. Scientific Reports. 8 (1), 6114(2018).
  8. Mahmoud, A. I., Porrello, E. R., Kimura, W., Olson, E. N., Sadek, H. A. Surgical models for cardiac regeneration in neonatal mice. Nature Protocols. 9 (2), 305-311 (2014).
  9. Boston University Institutional Animal Care and Use Committee. Anesthesia and Analgesia: Neonatal Mice and Rats. , Available from: https://www.bu.edu/researchsupport/compliance/animal-care/working-with-animals/anesthesia/anesthesia-and-analgesia-neonatal-mice-and-rats-iacuc/ (2019).
  10. University of Texas at Austin Animal Resources Center. Mouse-Specific Anesthesia Guidance. , Available from: https://research.utexas.edu/qpcontent/uploads/sites/7/2020/02/Mouse_Anesthesia_guidance_ARC_112519.pdf (2019).
  11. Paddleford, R. Manual of Small Animal Anaesthesia. Second edition. , Masson. (2000).
  12. Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: anesthetic considerations in preclinical research. Institute for Laboratory Animal Research Journal. 53 (1), 55-69 (2012).
  13. Daubenspeck, J. A., Li, A., Nattie, E. E. Acoustic plethysmography measures breathing in unrestrained neonatal mice. Journal of Applied Physiology. 104 (1), 262-268 (2008).
  14. Lim, R., et al. Measuring respiratory function in mice using unrestrained whole-body plethysmography. Journal of Visulaized Experiments. (90), e51755(2014).
  15. Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice. Journal of Applied Physiology. 87 (6), 2362-2365 (1999).
  16. Du, X. -J., Gao, X., Ramsey, D. Surgical methods of inducing transverse aortic stenosis and myocardial infarction in the mouse. Asia Pacific Heart Journal. 7 (3), 187-192 (1998).
  17. Wu, J., et al. Anesthesia and intubation of 10-Day old C57BL/6J mouse pups for cardiothoracic surgery. Research Square. , (2021).
  18. Silver, L. M. Mouse Genetics: Concepts and Applications. Mouse Genome Informatics, The Jackson Laboratory. , (2008).
  19. West, G. B., Woodruff, W. H., Brown, J. H. Allometric scaling of metabolic rate from molecules and mitochondria to cells and mammals. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 99, Suppl 1 2473-2478 (2002).
  20. Moscovitz, J. E., Aleksunes, L. M. Establishment of metabolism and transport pathways in the rodent and human fetal liver. International Journal of Molecular Science. 14 (12), 23801-23827 (2013).
  21. Blevins, C. E., Celeste, N. A., Marx, J. O. Effects of oxygen supplementation on injectable and inhalant anesthesia in C57BL/6 mice. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 60 (3), 289-297 (2021).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya şekillerini yeniden kullanmak için izin iste

İzin iste

Etiketler

Fare Yavrusu Ent basyonuPreadolesan FarelerAnestezi RejimiEndotrakeal Ent basyonMiyokard nfarkt s CerrahisiKetamin Ksilazin AtropinCerrahi MikroskopTrakeal Ent basyonV cut A rl na G re Dozaj

İlgili makaleler