Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Sıçan Ex Vivo Akciğer Perfüzyon Modelinin Tasarımı ve Uygulanması

1.7K görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/64740

⸱

26 Mayıs 2023

 ,  ,  ,  ,  , 
1Anesthesiology, Vanderbilt University Medical Center, 2Anesthesiology, University of Greifswald, 3Department of Physiology and Cell Biology, University of South Alabama, 4Department of Medicine, University of South Alabama, 5Center for Lung Biology, University of South Alabama, 6Anesthesiology, Tennessee Valley Healthcare System Veterans Affairs Medical Center, 7Pharmacology, Vanderbilt University

* These authors contributed equally

Bu makalede

Özet

Ex vivo akciğerler, in vivo deneylerin kafa karıştırıcı değişkenlerini dışlarken fizyolojik veri toplamak için çeşitli deneyler için yararlıdır. Ticari kurulumlar genellikle pahalıdır ve toplayabilecekleri veri türleri bakımından sınırlıdır. Çeşitli çalışma tasarımları için uyarlanabilen, tamamen modüler bir kurulum oluşturmak için bir yöntem açıklıyoruz.

Özet

Ex vivo akciğer preparatları, in vivo ve in vitro modellere karşılık gelen birçok farklı araştırma alanına çevrilebilen faydalı bir modeldir. İzole akciğerleri kullanmak isteyen laboratuvarların, uygun fiyatlı, güvenilir ve ilgilenilen konuya uyacak şekilde kolayca uyarlanabilen bir kurulum oluşturmak için önemli adımların ve doğal zorlukların farkında olmaları gerekir. Bu makale, kardiyak debideki değişikliklerden bağımsız olarak pulmoner vasküler tonus üzerindeki ilaç ve gaz etkilerini incelemek için ex vivo sıçan akciğer ventilasyonu ve perfüzyonu için bir DIY (kendin yap) modelini açıklamaktadır. Bu modelin oluşturulması, a) aparatın tasarımını ve yapımını ve b) akciğer izolasyon prosedürünü içerir. Bu model, ticari alternatiflerden daha uygun maliyetli ve yine de belirli araştırma sorularındaki değişikliklere uyum sağlayacak kadar modüler bir kurulumla sonuçlanır. Çeşitli farklı araştırma konuları için kullanılabilecek tutarlı bir model sağlamak için çeşitli engellerin çözülmesi gerekiyordu. Bir kez kurulduktan sonra, bu modelin farklı sorulara son derece uyarlanabilir olduğu kanıtlanmıştır ve farklı çalışma alanları için kolayca değiştirilebilir.

Giriş

Ex vivo akciğer perfüzyonu (EVLP) teknikleri1, son on yılda akciğer transplantasyonları2, iskemi / reperfüzyon3, akciğer metabolizması4 ve bağışıklık tepkileri5 incelemek için bir araç olarak kullanımda bir artış görmüştür. İzole edilmiş, ancak sağlam, ventilasyonlu ve perfüze edilmiş akciğerler, pulmoner vaskülatür de dahil olmak üzere akciğerlerin, nöronal ve hormonal girdi veya in vivo değişen hemodinamik gibi potansiyel karışıklıklar olmaksızın potansiyel müdahalelere ve/veya terapötiklere tepkisini doğrudan değerlendirmek için kritik öneme sahip bir yetenek sunar. Aynı zamanda, in vitro koşulların aksine, ventilasyon ve perfüzyonun fizyolojik etkileşimini sürdürürler. Örneğin, akciğerlerdeki5 bağışıklık tepkilerine bakan bir öneri, akciğer nakli için donör havuzu büyüklüğünü6 arttırmaya odaklanan bir çalışma ile aynı kalitede veriye ihtiyaç duyar. EVLP, fareler 3, sıçanlar 7,8,9,10,11,12, domuzlar 13 ve insanlar 2 dahil olmak üzere çeşitli türlerde kullanılabilir. Bu nedenle, çeşitli farklı deneysel parametrelerden güvenilir veriler üretebilecek bir model oluşturmak gerekir. EVLP modelini bir araç olarak kullanan sonraki çalışmalarda klinik alaka düzeyi oluşturulacaktır.

Ticari kurulumlar çoğu tür için satın alınabilirken, genellikle maliyet engelleyici olabilir ve araştırmacıları belirli bir ekipman markası ve özel yazılımla sınırlayabilir. Kullanıma hazır kurulumdan herhangi bir sapma (örneğin, bir türden diğerine geçmek), öngörü ve sağlanan kurulumun etrafında çalışmayı gerektirir ve bu da zor veya imkansız olabilir. Aşağıda, hem modüler hem de uygun maliyetli olan sıçan izole akciğerleri için bir DIY (kendin yap) kurulumu ve akciğerleri izole etmek için cerrahi prosedür açıklanmaktadır.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Deneylerin in vivo kısmı (genel anesteziden ötenaziye kadar), ilgili Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi (IACUC) tarafından önceden onay gerektirir. Burada açıklanan tüm prosedürler, Nashville, Tennessee'deki Vanderbilt Üniversitesi Tıp Merkezi'ndeki IACUC tarafından onaylanmıştır (protokol numarası M1700168) ve ARRIVE yönergelerine uygun olarak gerçekleştirilmiştir14. Deneyden önce, tüm fareler enstitünün hayvan bakım tesisine yerleştirildi ve su ve yiyeceğe ücretsiz erişim sağlandı. Bu el yazmasının kapsamı dışındaki farklı çalışmalar da dahil olmak üzere, şimdiye kadar ağırlıkları 250 g ile 400 g arasında olan 7-10 haftalık toplam 148 erkek Sprague Dawley sıçanı kullandık.

1. Aparat yapımı

NOT: İlgili üreticiler de dahil olmak üzere tüm parçalar Malzeme Tablosunda listelenmiştir.

  1. Her bir ekipman parçasını yerinde tutmak için, yeni cihazların kolay yapılandırılmasına ve dahil edilmesine izin vermek için özel olarak yapılmış bir kafes oluşturun (Şekil 1). Alüminyum direkleri (1 ila 2 ft uzunluğunda, 1 cm çapında, herhangi bir hırdavatçıda bulunur) çapraz kelepçeler kullanarak birbirine takın ve sıvıların dökülmesini önlemek için plastik bir tepsiye (30 inç x 21 inç) yerleştirin.
  2. Basınç transdüserlerini akciğerlere eşit yükseklikte monte edin ve bunları pulmoner arter (PA), pulmoner ven (PV) hatlarına ve ventilasyon tüpüne bağlayın.
    NOT: Bu dönüştürücüler, verileri veri toplama sistemine (DAQ) ve yazılımına bağlı ilgili biyoamplifikatörlerine iletir.
  3. Piyasada bulunan kanülleri kullanmak yerine, dikişlerin güvenli bir şekilde bağlanmasını sağlamak için açık bir alev kullanarak, uçlarında genişleyen 2 mm genişliğinde, sert plastik borulardan özel kanüller (Şekil 2) yapın. Asma sırasında akciğerler üzerindeki stresi azaltmak ve akciğer odasına sığdırmak için bunları U şeklinde bükün.
  4. Akciğerlerin havalandırılacağı ve perfüze edileceği odayı yapmak için, 1.000 mL'lik bir beheri 1.500 mL'lik bir beherin içine ve ikisi arasında bir su banyosu olan 1.000 mL'lik bir beherin içine yerleştirin ve bir çift kazan oluşturun. Bu beherleri 48 °C'ye ayarlanmış bir ısıtma plakasına yerleştirin ve akciğerler için hem nemli hem de sıcaklık dalgalanmalarına dayanıklı bir oda oluşturun.
  5. Deney için tamponu, 37 °C'ye ayarlanmış bir ısıtma plakası üzerine yerleştirilmiş 150 mL'lik hacimsel bir şişede tutun. Tamponu beher içinde dolaştırmak için manyetik bir karıştırma çubuğu kullanın. Tamponun menisküsünü, PV üzerinde doğuştan gelen 4 cmH2O basınç oluşturmak için akciğerin 4 cm üzerinde olacak şekilde bir yüksekliğe ayarlayın. Ameliyat sırasında, hidrostatik ödem oluşumunu azaltmak için hayvanın akciğerlerinin tamponla aynı yükseklikte olduğundan emin olun.
    NOT: Matara kullanmak, oda havasıyla temas eden yüzey alanı miktarını en aza indirir ve bu da gaz yayılımını en aza indirir.
  6. Akciğeri perfüze etmeden önce tamponu bir ısıtma bobini ve bir hava kapanından oluşan bir devreden geçirmek için bir makaralı pompa kullanın. PV'den gelen atık suyu hacimsel şişeye geri dönüştürün. Hem ısıtma bobinini hem de hava kapanını yine 37 °C'ye ayarlanmış bir sirkülasyon su banyosuna bağlayın. Su banyosunun sıcaklığını pompa hızına göre ayarlayın, böylece perfüzat 37 °C'lik sabit bir sıcaklığa sahip olur.

2. Prosedür

  1. Deney başlamadan önce kurulumu hazırlayın.
    1. Yazılımın çalıştığından (aşağıya bakın) ve düzgün bir şekilde veri topladığından emin olun.
    2. Sürüklenmediklerinden emin olmak için tüm basınç dönüştürücülerini günlük olarak kalibre edin.
    3. Tamponu hazırlayın (% 4 sığır serum albümini [BSA] içeren fizyolojik bir tuzlu su çözeltisi için bileşenler için Tablo 1'e bakınız) ve buna göre ayarlamak için HCl kullanarak pH'ın 7.4'te olduğundan emin olun. Perfüzyon sistemini, hava kabarcığı olmadığından emin olarak, boyunca dolaşan ısıtılmış tampon (Tablo 1) ile kurun. Çözünmesi için yeterli zaman tanımak için deneyin başlamasından en az 30 dakika önce BSA ekleyin. Bir oksijenatörün yokluğunda, in vivo akciğerlerin CO2 seviyelerini taklit etmek için% 65N2,% 30O2 ve% 5 CO2 gaz bileşimi ile BSA eklenmeden önce perfüzyon tamponuna gaz kabarcık koyun. Bu, BSA eklendikten sonra çözeltinin köpürmesini önler.
    4. Ameliyat bölgesini gerekli tüm cerrahi aletler, dikişler ve bantla hazırlayın. Ameliyat panelini 15 ° 'lik bir açıyla eğin, böylece anestezi uygulanan sıçan başı vücudun geri kalanının üzerine kaldırılmış olarak konumlandırılabilir ve trakea ve kalp-akciğer bloğu kolayca manipüle edilebilir.
    5. Uygun kişisel koruyucu ekipman giyerek, fareyi tartın ve intraperitoneal pentobarbital (65 mg / kg-1) enjeksiyonu yapın. 10 dakika sonra, genel anestezinin cerrahi düzlemine ulaşıldığından emin olmak için bir ayak parmağı çimdikleme kullanın. Gerekirse daha fazla anestezi uygulayın.
  2. Sıçanı ameliyat alanına aktarın ve ön bacaklarını ayrı ayrı bantlayarak, ardından arka bacakları birbirine bantlayarak ameliyat tahtasına sabitleyin, anestezinin yeterince derin olmaması durumunda ön bacakların bir ağrı refleksinin görüntülenmesine izin verecek kadar gevşek bir şekilde bantlandığından emin olun (Şekil 3A).
  3. Hala spontan nefes alan sıçan için dili veya hava akışını kısıtlamadan, ağzı ön dişlerin arkasına uzun, ince bir şeritle bantlayarak sıçanın başını sabitleyin (Şekil 3B).
  4. Forseps kullanarak trakeanın üzerindeki cildi sıkıştırarak ve cerrahi makasla keserek trakeostomi yapın. Kavisli forseps kullanarak, trakeaya ulaşmak için kas ve dokuyu kör bir şekilde inceleyin. Bu adım sırasında kanama olmadığından emin olun.
    1. Trakeanın altından kavisli forsepslerden geçirin ve alttan 3-0 sütürlerin geçmesine yer açmak için açın, bu daha sonra bir kutu düğümüne önceden bağlanabilir (Şekil 3B). Trakeanın kıkırdak halkaları arasında küçük bir kesi yapın ve trakeal kanülü yerleştirin (bir çentik oluşturmak için ucun etrafına yapıştırılmış 1 mm çapında boru ile modifiye edilmiş 18 G iğne). Trakeal insizyondan hava kaçmadığından ve kanülün trakeaya herhangi bir baskı uygulamadığından emin olarak dikişi bağlayın.
  5. Ventilatörü %30 O2, %5 CO2 ve% 65 N2 gaz karışımıyla, 10 mL / kg tidal hacim (VT), 0 cmH2O pozitif uç ekspiratuar basınç (PEEP) ve 60 nefes / dak ile çalışacak şekilde ayarlayın.
  6. Trakeal kanül dikişle sabitlendikten sonra, fareyi yukarıdaki ayarlarla havalandırmaya başlayın.
    NOT: Kullanılan cerrahi yöntem Nelson ve ark.9'dan uyarlanmıştır ve adım adım anlatılmıştır.
  7. Büyük cerrahi makas ve forseps kullanarak farenin karnından kürkü çıkarın.
    NOT: Epilasyon merhemleri, deney başlamadan önce de kullanılabilir.
  8. Ksifoid sürecini forseps ile tutarken, kaburgaların altında küçük bir yatay kesi yapın ve diyaframın sağlam kalmasını sağlayın. İç organlar güvenli bir şekilde görüntülenebildiğinde, tüm diyaframı ortaya çıkarmak için yatay kesimi genişletin.
  9. Akciğerlerin delinmesini önlemek için çok dikkatli davranarak, 22 G'lık bir şırınga ile inferior vena kavaya (IVC) heparin (3.000 U / kg-1) enjekte edin.
  10. Yine, ksifoid sürecini forseps ile tutun ve kesilmelerini önlemek için akciğerleri sürekli görselleştirirken sternum boyunca kraniyal olarak kesin.
  11. Kalp-akciğer bloğunu düzgün bir şekilde görmek için, iki büyük forseps kullanarak göğüs kafesini birbirinden ayırın ve kaburgaları kırmaktan kaçındığınızdan emin olun, bu da akciğeri delen keskin bir kemik parçasına neden olabilir (Şekil 3C).
    NOT: Göğüs kafesi açıldıktan sonra, atelektaziyi önlemek için ventilatörün ekspiratuar uzvuna bağlı bir su kilidi ile ayarlanan 2-3 cmH2O'luk bir PEEP kullanın.
  12. Bu sırada, sıçanı kan kaybı yoluyla ötenazi yapmak için IVC'yi kesin. Heparin enjeksiyonundan bu yana en az 1 dakika geçtiğinden emin olun (bkz. adım 2.9), akciğerlerde dolaşması ve mikropıhtıları önlemesi için yeterli zaman tanıyın.
  13. Perfüzyon kanüllerini yerleştirirken, ani değişiklikler olmadığından emin olmak için basınçları sürekli kontrol edin.
    NOT: Pompa sabit bir hızda çalışırken basınçtaki ani bir artış tıkanıklık oluşumunu gösterirken, ani bir düşüş bir sızıntıyı gösterebilir.
  14. Pulmoner vaskülatür daha kolay görüntülenmesini sağlamak için fazla timusu kesin. PA'yı bulun, altından küçük, kavisli forsepslerden geçirin ve tekrar altından 3-0'lık bir dikiş geçirin ve bir kutu düğümüne önceden bağlayın.
  15. Kalbin sağ ventrikülüne küçük bir kesi yapın ve PA kanülünü (dikişlerin etrafına bağlanmasına izin vermek için açık bir alev kullanılarak uçta genişletilmiş 2 mm çapında plastik borudan yapılmıştır), bitişik arterin yırtılmasını önlemek için nazik davranın. 1.5 mL / dak-1'den başlayarak sütür ve perfüsü kullanarak kanülü sabitleyin (Şekil 3D).
  16. Akciğerlerde basınç oluşmasını önlemek için kalbin tepesini hemen kesin. Küçük, kavisli forsepsler kullanarak mitral kapağı yırtın ve forsepslerin görsel olarak sol atriyuma sınırsız girebildiğinden emin olun.
  17. Atriyumun altındaki kalbin etrafına önceden bağlanmış 3-0 sütür yerleştirin (Şekil 3E).
  18. PV kanülünü (PA kanülüne benzer yapı) sol atriyuma yerleştirin ve sütürü bağlamadan önce tamponun dışarı akabileceğinden emin olun.
    NOT: PV kanülünün, PV'ye zarar verecek veya akışı engelleyecek kadar derine yerleştirilmeden, düzgün bir şekilde bağlanabilmesini sağlamak için mitral kapağın ötesine yerleştirilmesi çok önemlidir (Şekil 3E). Sütürü bağlarken ekstra özen gösterin, çünkü çok gevşek bağlamak akış kaybına neden olurken, çok sıkı bağlamak kalbe zarar verebilir, kanülün yerleşimini zayıflatabilir ve potansiyel olarak sızıntılara neden olabilir.
  19. Trakeaya zarar vermemek için göğüs boşluğu ile trakeostomi kesisi arasındaki fazla dokuyu künt uçlu makas kullanarak kesin. Trakeal kanülün altındaki tüm trakeanın ve tüm kalp-akciğer bloğunun görünür olduğundan emin olun.
  20. Trakeal kanülü tutarak ve trakeanın arkasındaki bağ dokusunu bir çift kavisli, künt uçlu makasla eksize ederek kalp-akciğer bloğunu ve trakeayı çıkarın, ekstra yapısal destek için yemek borusunu bağlı bırakın (Şekil 3F).
  21. Akış hızını kademeli olarak maksimum 40 mL/kg-1/dak-1 akışa yükseltin. Salınabilecek herhangi bir enflamatuar sitokinleri uzaklaştırmak için ilk 50 mL tamponun sistemden dışarı akmasına izin verin (Şekil 3G).
  22. İzole edilmiş akciğerleri yavaşça iki beher ile oluşturulan çift kazan haznesine hareket ettirin. Akciğerleri hareket ettirirken veya asarken PA, PV veya trakeal kanülün herhangi bir noktada bükülmediğinden emin olun.
    NOT: Akciğer alımı sırasında atelektazinin önlenmesi ve kuruluma bağlantı, özellikle EVLP zaten hasar görmüş akciğerler için kullanıldığında veya EVLP öncesi müdahaleler planlandığında önemlidir. Bu, örneğin, ventilatöre15 aktarılmadan önce inspirasyondan sonra trakea üzerinde küçük bir klips ile elde edilebilir.

3. Veri toplama

  1. Veri toplama için, piyasada bulunan herhangi bir analogdan dijitale dönüştürücü ve DAQ sistemini kullanın.
  2. Örnekleme frekansının verilen amaç için yeterli olduğuna (burada 200 Hz) ve biyoamplifikatörlerden ve diğer giriş cihazlarından gelen ilgili tüm bağımlı parametrelerin aynı anda toplandığına (hava yolu basıncı, PA ve bu protokol için seçilen PV basıncı) dikkat edin16.
  3. Bağımsız parametreleri kaydedin (örneğin, perfüzyon hızı, ventilasyon hızı, havalandırılan gaz bileşimi, tampon elektrolit bileşimi ve akciğer ağırlığı).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

10 dakikalık stabilizasyon ve temel okumaların ardından, 10 erkek Sprague Dawley sıçanından oluşan ilk seti beş küçük gruba randomize ettik: 5, 7.5, 8, 9 veya 10 dakika boyunca küresel akışsız iskemi (grup başına n = 2) ve ardından reperfüzyon; Bu sınırlı ön doz bulma deneyleri, hava yolu basıncında ve ödem oluşumunda hızlı ve geri dönüşümsüz bir artışın nihai olarak gelişmesinden önce yeterli ventilasyon ve reperfüzyona izin vermek için mümkün olan en uzun iskemi süresini belirlemek için yapılmıştır. Daha da önemlisi, i...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Bu düzenek kullanılarak laboratuvarımızda 100'den fazla deney başarıyla gerçekleştirilmiştir. Bu özelleştirilmiş kurulumun modüler tasarımı, deneysel gereksinimlerdeki olası değişikliklere büyük esneklik sağladı. Diğer kurulumlar, uç organlar tarafından sabit oksijen tüketimini ve CO2 üretimini taklit etmek için bir deoksijenatör18 kullanırken, bu basitleştirilmiş model, farklı gaz bileşimlerinin pulmoner vasküler tonus üzerindeki etkilerini incelemeye odaklanması nedeniyle bu özelliği ...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarlar, finansal veya başka türlü herhangi bir çıkar çatışması beyan etmezler.

Teşekkürler

Destek, kısmen, ABD Gazi İşleri Bakanlığı Biyomedikal Laboratuvar Ar-Ge Hizmeti'nden bir Liyakat İnceleme Ödülü (101 BX003482), bir NIH hibesi (5R01 HL123227), Amerikan Kalp Derneği'nden bir Dönüştürücü Proje Ödülü (962204) ve Dr. Riess'e verilen kurumsal fonlar tarafından sağlandı. Dr. Balzer, Deutsche Forschungsgemeinschaft'tan (DFG, Alman Araştırma Vakfı) BA 6287/1-1 proje numarasıyla ilgisiz bir fon aldı. Yazarlar, çalışmaya yaptıkları değerli katkılardan dolayı Matthew D. Olsen, Chun Zhou, Zhu Li ve Rebecca C. Riess'e teşekkür eder.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
1.000 mL Cam BeherPyrex, Chicago, IL
1.500 mL Cam BeherPyrex, Chicago, IL
Hava Tuzağı Uyum OdasıRadnoti130149
BiyoamplifikatörlerCWE IncBPM-832
KelepçelerFisher ScientificS02626
DAQ (Veri Toplama)Ulusal Aletler, Austin, TXNI USB-6343
Gaz KarıştırıcıCWE Inc, Ardmore, PAGSM-4
Isıtma BobiniRadnoti, Covina, CA158822
Isıtma PlakasıThermo Fisher Scientific, Waltham, MA11-100-49SH
HeparinPfizerW63422
LabVIEW Tam Geliştirme Sistemi 2014Ulusal Araçlar
PentobarbitalDiamondback İlaçlarG2270-0235-50
pH700 ProbuOAKTON, Vernon Hills, IL EW-35419-10
Polystat Su BanyosuCole-ParmerEW-12121-02
Kemirgen VantilatörüHarvard Cihazı, Holliston, MAModel 683
Makaralı PompaCole-Parmer, Wertheim, Almanya Ismatec REGLO Digital MS 2/8
Sprague Dawley RatCharles River, Wilmington, MAGerinim kodu 001
VetScan i-STATAbraxis, Chicago, ILi-STAT 1

Kaynaklar

  1. Uhlig, S., Taylor, A. E. Methods in Pulmonary Research. , Birkhäuser. (1998).
  2. Ghaidan, H., et al. Ten year follow-up of lung transplantations using initially rejected donor lungs after reconditioning using ex vivo lung perfusion. Journal of Cardiothoracic Surgery. 14 (1), 125(2019).
  3. Stone, M. L., et al. Ex vivo perfusion with adenosine A2A receptor agonist enhances rehabilitation of murine donor lungs after circulatory death. Transplantation. 99 (12), 2494-2503 (2015).
  4. Valenza, F., et al. The consumption of glucose during ex vivo lung perfusion correlates with lung edema. Transplantation Proceedings. 43 (4), 993-996 (2011).
  5. Sayner, S. L., et al. Paradoxical cAMP-induced lung endothelial hyperpermeability revealed by Pseudomonas aeruginosa ExoY. Circulation Research. 95 (2), 196-203 (2004).
  6. McAuley, D. F., et al. Clinical grade allogeneic human mesenchymal stem cells restore alveolar fluid clearance in human lungs rejected for transplantation. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 306 (9), L809-L815 (2014).
  7. Pego-Fernandes, P. M., et al. Experimental model of isolated lung perfusion in rats: first Brazilian experience using the IL-2 isolated perfused rat or guinea pig lung system. Transplantation Proceedings. 42 (2), 444-447 (2010).
  8. Noda, K., et al. Successful prolonged ex vivo lung perfusion for graft preservation in rats. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 45 (3), e54-e60 (2014).
  9. Nelson, K., et al. Method of isolated ex vivo lung perfusion in a rat model: lessons learned from developing a rat EVLP program. Journal of Visualized Experiments. (96), e52309(2015).
  10. Bassani, G. A., et al. Ex vivo lung perfusion in the rat: detailed procedure and videos. PLoS One. 11 (12), e0167898(2016).
  11. Watson, K. E., Segal, G. S., Conhaim, R. L. Negative pressure ventilation enhances acinar perfusion in isolated rat lungs. Pulmonary Circulation. 8 (1), 2045893217753596(2018).
  12. Ohsumi, A., et al. A method for translational rat ex vivo lung perfusion experimentation. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 319 (1), L61-L70 (2020).
  13. Hozain, A. E., et al. Multiday maintenance of extracorporeal lungs using cross-circulation with conscious swine. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 159 (4), 1640-1653 (2020).
  14. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: the ARRIVE guidelines for reporting animal research. PLoS Biology. 8 (6), e1000412(2010).
  15. van Zanden, J. E., Leuvenink, H. G. D., Verschuuren, E. A. M., Erasmus, M. E., Hottenrott, M. C. A translational rat model for ex vivo lung perfusion of pre-injured lungs after brain death. PLoS One. 16 (12), e0260705(2021).
  16. Cleveland, W. J., et al. Implementation of LabVIEW as a virtual instrument in a cost-effective isolated lung setup. The FASEB Journal. 33 (1), 846(2019).
  17. Jamieson, S. W., Stinson, E. B., Oyer, P. E., Baldwin, J. C., Shumway, N. E. Operative technique for heart-lung transplantation. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 87 (6), 930-935 (1984).
  18. Liu, M., et al. Alterations of nitric oxide synthase expression and activity during rat lung transplantation. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 278 (5), L1071-L1081 (2000).
  19. Riess, M. L., et al. Glucose measurements in blood-free balanced salt solutions with three devices (i-STAT®, glucose test strips and ACCU-CHEK® Aviva). Anesthesia and Analgesia. 128 (5), 924(2019).
  20. Menezes, A. Q., et al. Comparison of Celsior and Perfadex lung preservation solutions in rat lungs subjected to 6 and 12 hours of ischemia using an ex-vivo lung perfusion system. Clinics. 67 (11), 1309-1314 (2012).
  21. Riess, M. L., et al. Electrolyte measurements in blood-free balanced salt solutions - comparison of i-STAT® with ABL80. Anesthesia and Analgesia. 130 (5), 984(2020).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

Sıçan Akciğer ModeliAkciğer İzolasyonuTrakeal KanülasyonPulmoner VaskülatürKalp Akciğer Bloğuİskemi ReperfüzyonPulmoner Arter KanülüYaş Kuru Ağırlık
Sıçan Ex Vivo Akciğer Perfüzyon Modelinin Tasarımı ve Uygulanması
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.