Yöntem makalesi

Görünür Işık Optik Koherens Tomografi Fibergramlarının Aynı Fare Retinasının Konfokal Görüntüleri ile Hizalanması

DOI:

10.3791/65237

⸱

30 Haziran 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Biology, University of Virginia, 2Department of Biomedical Engineering, Northwestern University, 3Department of Ophthalmology, University of Virginia, 4Program in Fundamental Neuroscience, University of Virginia, 5Department of Psychology, University of Virginia

Bu makalede

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mevcut protokol, in vivo görüntülerde gözlenen retinal ganglion hücre akson demeti morfolojisini doğrulamak amacıyla in vivo görünür ışık optik koherens tomografi fibergrafi (vis-OCTF) görüntülerini aynı fare retinasının ex vivo konfokal görüntüleriyle hizalama adımlarını özetlemektedir.

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Son yıllarda, biyolojik sistemler ve süreçler hakkında non-invaziv, gerçek zamanlı ve boylamsal bilgi sağlayan in vivo retinal görüntüleme, göz hastalıklarında nöral hasarın objektif bir değerlendirmesini elde etmek için giderek daha fazla uygulanmaktadır. Aynı retinanın ex vivo konfokal görüntülemesi, özellikle hayvan araştırmalarında in vivo bulguları doğrulamak için sıklıkla gereklidir. Bu çalışmada, fare retinasının ex vivo konfokal görüntüsünü in vivo görüntüleriyle hizalamak için bir yöntem gösterdik. Fare retinasının in vivo görüntülerini elde etmek için görünür ışık optik koherens tomografi fibergrafisi (vis-OCTF) adı verilen yeni bir klinik kullanıma hazır görüntüleme teknolojisi uygulandı. Daha sonra in vivo ve OCTF görüntülerini doğrulamak için "altın standart" ile aynı retinanın konfokal görüntülemesini gerçekleştirdik. Bu çalışma sadece moleküler ve hücresel mekanizmaların daha fazla araştırılmasını sağlamakla kalmaz, aynı zamanda in vivo nöral hasarın hassas ve objektif bir değerlendirmesi için bir temel oluşturur.

Giriş

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Retinal ganglion hücreleri (RGC'ler) görsel bilgi işlemede kritik bir rol oynar, iç pleksiform tabakadaki (IPL) dendritik ağaçları aracılığıyla sinaptik girdiler alır ve bilgiyi retina sinir lifi tabakasındaki (RNFL) aksonları aracılığıyla beyne iletir 1,2,3,4. Glokom gibi hastalıklı durumlarda, erken RGC dejenerasyonu, hem hastalarda hem de kemirgen modellerindeRNFL, ganglion hücre tabakası (GCL), IPL ve optik sinirde ince değişikliklere neden olabilir 5,6,7,8,9. Bu nedenle, RGC'lerdeki bu morfolojik değişikliklerin erken tespiti, RGC ve görme kaybını önlemek için zamanında müdahale için gereklidir.

Yakın zamanda, RGC hasarının in vivo izlenmesi ihtiyacını karşılamak için görünür ışık optik koherens tomografi (vis-OCT) adı verilen yeni bir klinik kullanıma hazır görüntüleme teknolojisi geliştirdik. Vis-OCT, retinada 1.3 μm'ye ulaşarak eksenel çözünürlüğü iyileştirdi10,11 ve RNFL'deki bireysel RGC akson demetlerinin görüntülenmesine izin verdi. Daha sonra, farelerde tek akson demeti seviyesinde RGC hasarını izlemek ve ölçmek için vis-OCT fibergrafisi (vs-OCTF) kuruldu11,12,13. Bununla birlikte, in vivo bulguları doğrulamak için altın standart ile aynı retinanın ex vivo konfokal görüntülemesi genellikle gereklidir. Bu nedenle, bu çalışma, OCTF'ye karşı elde edilen in vivo görüntülerin, aynı fare retinasının ex vivo konfokal görüntüleri ile nasıl hizalanacağını gösterecektir. Protokol, ex vivo konfokal görüntüleme ile in vivo bulguları doğrulamayı ve hastalıklı durumlarda RGC hasarının altında yatan moleküler ve hücresel değişiklikleri incelemek için bir temel oluşturmayı amaçlamaktadır.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tüm hayvan prosedürleri, Virginia Üniversitesi'ndeki Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi tarafından onaylandı ve Ulusal Sağlık Enstitüsü'nün (NIH) Hayvanların Kullanımı kılavuzuna uygun hale getirildi. Bu protokolde kullanılan tüm malzemeler, reaktifler ve aletlerle ilgili ayrıntılar için Malzeme Tablosuna bakın.

1. İn vivo vis-OCT görüntüleme

  1. Vis-OCT sistemi
    1. 480 nm ile 650 nm arasında görünür ışık aydınlatması sağlayan bir süper sürekli ışık kaynağı kullanan küçük bir hayvan vis-OCT sistemi kullanarak farelerin gözlerini görüntüleyin. Korneadaki güç olayının 1 mW olduğundan emin olun ve 25 kHz'lik bir A-hattı hızı ve A-hattı başına 39,3 μs'lik bir entegrasyon süresi kullanın.
    2. Spektrometrenin spektral algılama aralığının, retinada 1,3 μm'lik bir eksenel çözünürlük sağlayan 508 nm ile 613 nm arasında olduğundan emin olun. Toplam görüntüleme hacmi yaklaşık 700 μm (x) x 700 μm (y) x 1.500 μm (z) 'dir. Yanal çözünürlük, görüş alanının merkezinde 4.5 μm ile merkezden 8.7 μm'de 350 μm arasındadır11,13.
  2. Fare anestezisi
    1. C57BL / 6 arka planlı fareleri ve her iki cinsiyeti de intraperitoneal Ketamin (114 mg / kg) ve Ksilazin (17 mg / kg) kokteyli enjeksiyonu ile uyuşturun ve% 1 tropikamid damlaları kullanarak öğrencilerini genişletin. Sert bir ayak parmağı sıkışmasından sonra pedal refleksi kaybıyla yeterli anesteziyi onaylayın.
    2. Görüntüleme sırasında, kızılötesi bir ısı lambası kullanarak fareyi sıcak tutun. Her görüntü alımından sonra, kornea dehidrasyonunu önlemek için suni gözyaşı uygulayın.
  3. Görüntüleme için farenin konumlandırılması
    1. Anestezi uygulanmış fareyi hayvan tutucunun üzerine yerleştirin ve iki Velcro kayış yardımıyla fareyi yerinde tutun.
      NOT: Hayvan tutucu, lazeri farenin gözüne yerleştirmek için üç boyutlu (dikey ayar, ince yatay ayarın yanı sıra eğim ve sapma ayarları) harekete izin verir.
  4. Görüntüleme parametrelerinin ayarlanması
    1. Bilgisayarı açın ve lazeri otomatik olarak açacak olan referans yazılımı açın.
    2. Lazer sabit olana ve farenin gözüne ortalanana kadar hayvan tutucuyu ayarlayın. Yazılım arayüzündeki bir En Face önizlemesi, yüzeysel vasküler pleksusun görüş alanı (FOV) ve FOV içindeki retinanın kesiti olan bir B-taraması aracılığıyla gözün arka kısmını görselleştirin.
    3. 512 A-satır/B-tarama ve 512 B-tarama/hacimden oluşan optik odakta küçük ayarlamalar yaptıktan sonra yazılım arayüzündeki Acquire düğmesine tıklayarak bir OCT'ye karşı bir hacim elde edin.
      NOT: Bu işlem ~10.5 sn sürer. Görüntü alımı, önceden belirlenmiş bir eşiğin (QI < 45) altındaki görüntülerin dahil edilmemesini sağlamak için yerleşik bir kalite indeksi (QI) tahmincisi tarafından yönlendirilir.
      1. Her fare için, aynı gözden dört vis-OCT hacmi elde edin. Retinanın farklı alanlarını kapsayacak şekilde FOV'daki dört köşenin her birinde optik sinir başını (ONH) hizalayın.
        NOT: Bu tür bir yerleştirme, FOV boyunca RNFL yansımasını en üst düzeye çıkaran retina eğriliğini en aza indirir. Her çekim arasında gözü yeniden konumlandırmak ~ 1 dakika sürer (Şekil 1A, B).
  5. Karşılaştırma-OCTF analizi
    NOT: MATLAB, görüntü analizi yapmak için kullanılır.
    1. Vis-OCT hacminden vis-OCT fibergramları oluşturmak için, retinanın yüzeyini tespit etmek için yoğunluğa dayalı bir eşik yöntemi (MATLAB kod satırı 808) kullanın.
      NOT: Bu çizgiler, bscan'in yoğunluk değerlerini ayarlamak için imadjust işlevini kullanır. imadjust öğesine iletilen [0,0087 0,08] bağımsız değişkeni, çıktı görüntüsünün tam dinamik aralığına eşlenecek yoğunluk aralığını belirtir.
    2. İlk ~16 μm derinliğini seçerek RNFL'yi kırpın. Bkz. Matlab kod satırı 782.
      NOT: Yetişkin vahşi tip C57BL/6 faredeki tipik in vivo RSLT kalınlığı ~14 μm'dir ve farklı segmentasyon yöntemleriarasında değişebilir 13.
    3. RAW dosyasının (satır 9), Yeniden yapılandırma dosyalarının (satır 11) ve dosya adının (satır 15) yollarını değiştirin, Çalıştır'a tıklayın ve OCT görüntüsünün MATLAB kodu tarafından analiz edilmesini bekleyin. RGC akson demetleri ve çevresindeki damar sisteminden oluşan fibergram görüntüsünü oluşturmak için eksenel (z) yönü (MATLAB kod satırları 905-908) boyunca ortalama yoğunluk projeksiyonunu hesaplayın. Toplamda ~1,2 x 1,2 mm'yi kapsayan, kan damarlarını tercih edilen bir grafik düzenleyiciyle hizalayarak her FOV için fibergram işlemeden sonra dört görüntüyü monte edin. RAW dosyaları genellikle şu klasöre kaydedilir: Halo Data, OCT görüntüleme tarihi altında (örneğin, 0606 Opticent).
      NOT: MATLAB kodları Ek Dosya 1'de mevcuttur.

2. Ex vivo konfokal görüntüleme

  1. Fare ötenazisi
    1. OCT verilerini elde ettikten sonra, fareleri bir pentobarbital sodyum (390 mg / mL) ve fenitoin sodyum (50 mg / mL) karışımı ile ötenazi yapın. Fenitoin sodyum, kemirgen ötenazisinde yaygın olarak uygulanan pentobarbital sodyumun etkilerini artırarak işlev görür14,15. Her fare için 0,2 mL/20 g seyreltilmiş karışım (156 mg/mL) kullanın ve 20 mL fosfat tamponlu salin (PBS) ve ardından PBS16,17'de 20 mL %4 paraformaldehit (PFA) ile perfüzasyon yapın.
  2. Göz diseksiyonu ve oryantasyonu
    1. Gözleri enüklee edin ve oryantasyonu belirtmek için temporal tarafta bir işaret yapın.
    2. Ön kamarayı dikkatlice çıkardıktan sonra, oküler lens, vitreus ve göz kapaklarını 30 dakika boyunca PFA'da sabitleyin.
    3. Vizör lastiğini PBS ile 30 dakika yıkayın ve yıkama sırasında PBS solüsyonunu 3 kez değiştirin. Daha sonra PBS'de (pH 7.5) %0.5 Triton X-100 ile 30 dakika yıkayınız.
    4. Göz kapaklarını oda sıcaklığında 2 saat boyunca bloke edici tamponda (%2.5 sığır serum albümini ve %0.5 Triton X-100 ile %0.5 eşek serumu) oda sıcaklığında 2 saat inkübe edin.
  3. İmmün boyama
    NOT: Göz kapakları artık RGC akson demetlerini tespit etmek için fare anti-Tuj1'in ve kan damarlarını tespit etmek için sıçan anti-ICAM-2'nin birincil antikorları ile boyanmaya hazırdır.
    1. Göz kaplarını 4 ° C'de birincil antikorlar, fare anti-Tuj1 (bloke tamponunda 1:200) ve sıçan anti-ICAM-2 (bloke tamponunda 1:500) ile gece boyunca inkübe edin.
    2. Arka planı en aza indirmek ve bağlanmamış antikoru çıkarmak için vizör lastiklerini her seferinde 1 saat boyunca 3-5x %0,5 Triton X-100 (PBST) içeren fosfat tamponlu bir salin solüsyonu ile yıkayın.
    3. Yıkadıktan sonra, göz kaplarını gece boyunca ikincil antikorlar, Alexa Fluor 488 boyasına (yeşil floresan) konjuge eşek anti-fare İmmünoglobulin G ve Alexa Fluor 594 boyasına (kırmızı floresan) konjuge eşek anti-sıçan IgG ile inkübe edin, hepsi 4 ° C'de bloke edici tamponda 1:1000 oranında seyreltilir.
    4. Ertesi gün, arka planı en aza indirmek ve bağlanmamış antikoru çıkarmak için göz kapaklarını 3-5x 1 saat boyunca PBST ile yıkayın.
    5. Düz montajdan önce vizör lastiğini PBS'nin bir Petri kabına aktarın.
  4. Düz monteli retina
    1. İmmün boyama işleminden sonra, retinaları mikroskop altında göz kapaklarından izole edin.
    2. Retinaları dört yaprağa kesin ve RGC tabakası yukarı bakacak şekilde düz bir şekilde monte edin. Oryantasyonu belirtmek için retinaya bağlı temporal tarafta işareti bırakın.
    3. Retinaları montaj ortamı13,18 ile örtün. Slaytları oje13,18,19 ile kapatın.
  5. Konfokal görüntüleme
    NOT: Konfokal görüntülerin görüntü işlemesi ZEN Mikroskopi Yazılımı kullanılarak gerçekleştirilmiştir.
    1. Konfokal mikroskobu açın ve Konum modunda, mikroskobun göz merceğini kullanarak ilgilendiğiniz alanı bulun.
    2. Alım modunda, tüm retinayı kaplayacak döşemeler ve tüm bilgi katmanlarını kapsayacak şekilde z-yığını dilimleri ayarlayın. 1,24 μm/piksel piksel boyutunda 5,99 mm (x) x 5,88 mm (y) x 30 μm (z) toplam hacmi kapsayacak şekilde tüm retina boyunca en az 25 karo görüntüleyin.
    3. İki boyutlu en yüz konfokal mikroskopi görüntüleri oluşturmak için Z-yığını dilimlerini yansıtın (Şekil 1C,D)11,13,19,20,21.

3. İn vivo ve ex vivo görüntülerin hizalanması

  1. Fibergramı işledikten sonra, tüm kan damarlarını tercih edilen bir grafik düzenleyiciyle hizalayarak her fareden elde edilen dört görüntüyü içeren bileşik bir görüntü oluşturun.
    NOT: Ortalama olarak, nihai bileşik görüntü, Şekil 1B'de gösterildiği gibi yaklaşık 1,2 mm (x) x 1,2 mm (y) boyutlarındadır.
  2. Kompozit fibergramı hizalamak için optik sinir başını (ONH) ve kan damarlarının modelini yer işaretleri olarak kullanın. Kompozit OCT görüntülerinin kan damarı paternini ICAM-2 ile boyanmış aynı retinanın konfokal görüntüleri ile örtüştürerek in vivo ve ex vivo hizalamayı elde edin.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Kompozit vis-OCT fibergramı, RGC aksonları için Tuj-1 ile immün boyanmış düz monte retinanın karşılık gelen konfokal görüntüsü ile karşılaştırılır (Şekil 1D, üst panel). Vis-OCTF ile görüntülenen akson demetleri, konfokal görüntüde Tu-j1 etiketli akson demetleri ile eşleştirilebilir. Kan damarları genellikle, konfokal görüntüdeki ICAM-2 etiketli kan damarları ile eşleştirilebilen fibergram görüntülerinde çevredeki akson demetlerine kıyasla ayırt edilebilir dallanma yapıları sergiler (

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bu protokolde dikkat edilmesi gereken iki adım vardır. İlk olarak, hayvanın derin anestezi altında olduğundan ve OCT görüntülemeden önce gözlerinin tamamen genişlediğinden emin olmak gerekir. Fareler yeterince uyuşturulmazsa, hızlı nefes almaları, fibergramın kalitesini olumsuz yönde etkileyebilecek en yüz görüntülerinin dengesiz hareketlerine yol açabilir. Ayrıca, yetersiz genişleme de görüntü kalitesi üzerinde olumsuz bir etkiye sahip olabilir, çünkü iris ışığı engelleyerek retinaya ulaşmasını engelleyebilir. ...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Chang, S., Yok; Xu, W., Yok; Fan, W., Yok; McDaniel, J.A., Yok; D.A. Miller, Hiç kimse; M. Grannonico, Hiç kimse; M. Liu, Hiç kimse; X. Liu, Hiç kimse; H.F. Zhang'ın Opticent Health'te bu çalışmayı desteklemeyen mali çıkarları var.

Teşekkürler

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bu çalışma Glokom Araştırma Vakfı Shaffer Grant, 4-CA Cavalier İşbirliği Ödülü, R01EY029121, R01EY035088 ve Tapınak Şövalyeleri Göz Vakfı tarafından desteklenmektedir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler


Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
Ekipman
Halo 100Opticent Health, Evanston, IL
Zeiss LSM800 mikroskobuCarl Zeiss
İlaçlar ve antikorlar
%4 paraformaldehit (PFA)Santz Cruz Biotechnology, SC-2816921-2 damla
Sığır serum albümin tozuFisher Scientific, BP9706-1001:10
Eşek anti Fare Alexa Fluor 488 boyaThermo Fisher Scientific, Cat# A-212021:1,000
Eşek anti sıçan Alexa Fluor 594 boyaThermo Fisher Scientific, Cat# A-212091:1,000
Euthasol (pentobarbital sodyum (390 mg/mL) ve fenitoin sodyum (50 mg/mL) karışımı)Covetrus, NDC 11695-4860-115.6 mg / mL
KetaminCovetrus, NADA043304114 mg / kg
Fare anti-Tuj1Virginia Üniversitesi'nden Anthony J. Spano'dan bir hediye1:200
Thermo Fisher Bilimsel, Kedi # J62036. K31:10
Sıçan anti-ICAM-2BD Pharmingen, Kedi # 5533251:500
Tropikamid damlaları Covetrus, NDC17478-102-12
Triton X-100
(Reaktif Sınıfı)		VWR, CAS: 9002-93-11:20
Vectashield montaj ortamıVector Laboratories Inc. H2000-10
KsilazinCovetrus, NDC59399-110-2017 mg / kg
Normal eşek serumu (NDS) Millipore Sigma, S30-100 mL 1:100 Fosfat tamponlu salin (PBS, 10x), pH 7.4 (1370 mM NaCl, 27 mM KCl, 80 mM Na2HPO4 ve 20 mM KH2PO4 içerir)

Kaynaklar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Sernagor, E., Eglen, S. J., Wong, R. O. Development of retinal ganglion cell structure and function. Progress in Retinal and Eye Research. 20 (2), 139-174 (2001).
  2. Sanes, J. R., Masland, R. H. The types of retinal ganglion cells: current status and implications for neuronal classification. Annual Review of Neuroscience. 38, 221-246 (2015).
  3. Seabrook, T. A., Burbridge, T. J., Crair, M. C., Huberman, A. D. Architecture, function, and assembly of the mouse visual system. Annual Review of Neuroscience. 40, 499-538 (2017).
  4. Cang, J., Savier, E., Barchini, J., Liu, X. Visual function, organization, and development of the mouse superior colliculus. Annual Review of Vision Science. 4, 239-262 (2018).
  5. Quigley, H. A. Understanding glaucomatous optic neuropathy: the synergy between clinical observation and investigation. Annual Review of Vision Science. 2, 235-254 (2016).
  6. Whitmore, A. V., Libby, R. T., John, S. W. Glaucoma: thinking in new ways-a role for autonomous axonal self-destruction and other compartmentalised processes. Progress in Retinal and Eye Research. 24 (6), 639-662 (2005).
  7. Syc-Mazurek, S. B., Libby, R. T. Axon injury signaling and compartmentalized injury response in glaucoma. Progress in Retinal and Eye Research. 73, 100769(2019).
  8. Puyang, Z., Chen, H., Liu, X. Subtype-dependent morphological and functional degeneration of retinal ganglion cells in mouse models of experimental glaucoma. Journal of Nature and Science. 1 (5), (2015).
  9. Tatham, A. J., Medeiros, F. A. Detecting structural progression in glaucoma with optical coherence tomography. Ophthalmology. 124, S57-S65 (2017).
  10. Shu, X., Beckmann, L., Zhang, H. Visible-light optical coherence tomography: a review. Journal of Biomedical Optics. 22 (12), 1-14 (2017).
  11. Miller, D. A., et al. Visible-light optical coherence tomography fibergraphy for quantitative imaging of retinal ganglion cell axon bundles. Translational Vision Science and Technology. 9 (11), (2020).
  12. Beckmann, L., et al. In vivo imaging of the inner retinal layer structure in mice after eye-opening using visible-light optical coherence tomography. Experimental Eye Research. 211, 108756(2021).
  13. Grannonico, M., et al. Global and regional damages in retinal ganglion cell axon bundles monitored non-invasively by visible-light optical coherence tomography fibergraphy. Journal of Neuroscience. 41 (49), 10179-10193 (2021).
  14. Allen-Worthington, K. H., Brice, A. K., Marx, J. O., Hankenson, F. C. Intraperitoneal Injection of Ethanol for the Euthanasia of Laboratory Mice (Mus musculus) and Rats (Rattus norvegicus). J Am Assoc Lab Anim Sci. 54 (6), 769-778 (2015).
  15. Boivin, G. P., Bottomley, M. A., Schiml, P. A., Goss, L., Grobe, N. Physiologic, Behavioral, and Histologic Responses to Various Euthanasia Methods in C57BL/6NTac Male Mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 56 (1), 69-78 (2017).
  16. Chen, H., et al. Progressive degeneration of retinal and superior collicular functions in mice with sustained ocular hypertension. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 56 (3), 1971-1984 (2015).
  17. Feng, L., Chen, H., Suyeoka, G., Liu, X. A laser-induced mouse model of chronic ocular hypertension to characterize visual defects. Journal of Visualized Experiments: JoVE. 78 (78), (2013).
  18. Gao, J., et al. Differential effects of experimental glaucoma on intrinsically photosensitive retinal ganglion cells in mice. Journal of Comparative Neurology. 530 (9), 1494-1506 (2022).
  19. Thomson, B. R., et al. Angiopoietin-1 knockout mice as a genetic model of open-angle glaucoma. Translational Vision Science and Technology. 9 (4), (2020).
  20. Feng, L., et al. Sustained ocular hypertension induces dendritic degeneration of mouse retinal ganglion cells that depends on cell type and location. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 54 (2), 1106-1117 (2013).
  21. Grannonico, M., et al. Longitudinal analysis of retinal ganglion cell damage at individual axon bundle level in mice using visible-light optical coherence tomography fibergraphy. Translational Vision Science and Technology. 12 (5), (2023).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya şekillerini yeniden kullanmak için izin iste

İzin iste

Etiketler

G r n r I k OCTKonfokal MikroskopiRetinal Sinir LifleriFare Retina G r nt lemeRetinal Ganglion H crelerimmunboyal RetinaLif Gram HizalamasRetinal Vask larizasyonKan Damar HaritalamaN ral Hasar De erlendirmesi

İlgili makaleler