Yöntem makalesi

İnsan Omentumu Kullanılarak Over Kanseri Periton Metastazının Ex Vivo Modeli

3.2K görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/66031

⸱

26 Ocak 2024

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Gynecologic Oncology, Karmanos Cancer Institute, 2C.S. Mott Center for Human Growth and Development, Department of Obstetrics and Gynecology, Wayne State University School of Medicine

Bu makalede

Özet

Bu protokol, kanser hücresi-omentum etkileşiminin üç boyutlu (3D) ex vivo modelinin kurulmasını açıklar. Model, yağ nişi içindeki pro-tümör mekanizmalarını aydınlatmak ve yeni tedavileri test etmek için bir platform sağlar.

Özet

Over kanseri en ölümcül jinekolojik malignitedir. Omentum, metastatik yumurtalık kanseri hücrelerine destekleyici bir mikro çevrenin yanı sıra tümör toleransına izin veren immün modülatör sinyallerin sağlanmasında önemli bir rol oynar. Bununla birlikte, yumurtalık kanseri hücreleri ile yağdan zengin dokular arasındaki etkileşimi yakından taklit eden sınırlı modellerimiz var. Omentumun pro-tümöral bir mikroçevre sağladığı hücresel ve moleküler mekanizmaları daha iyi anlamak için, kanser hücresi-omentum etkileşiminin benzersiz bir 3D ex vivo modelini geliştirdik. İnsan omentumunu kullanarak, bu yağ açısından zengin mikro çevre içinde yumurtalık kanseri hücrelerini büyütebilir ve tümör büyümesi ve bağışıklık regülasyonundan sorumlu faktörleri izleyebiliriz. Model, bu adipoz açısından zengin tümör mikroçevresinin incelenmesi için bir platform sağlamanın yanı sıra, bu niş içindeki metastatik kanser hücrelerini hedeflemek için yeni terapötik yaklaşımların geliştirilmesi ve değerlendirilmesi için mükemmel bir platform sağlar. Önerilen modelin üretilmesi kolaydır, ucuzdur ve translasyonel araştırmalara uygulanabilir.

Giriş

Over kanseri dünya çapında en ölümcül jinekolojik malignitedir1. Bu kansere yakalanma riski yaklaşık 70'de 1'dir ve ortalama tanı yaşı 63'tür2. Primer over maligniteleri histolojik olarak epitelyal ve epitelyal olmayan olarak sınıflandırılır. Epitelyal over kanserleri (EOC) tümörlerin %90'ından fazlasını oluşturur ve en sık görülen alt tip, EOC'lerin yaklaşık %70-80'ini oluşturan yüksek dereceli seröz karsinomdur (HGSC). Şu anda, hastalığı erken teşhis etmek için etkili bir tarama yöntemi yoktur. Bu nedenle çoğu hasta, kanser periton boşluğuna yayıldıktan sonra ileri bir aşamada (yani, Fédération Internationale de Gynécologie et d'Obstétrique [FIGO] evre III veya IV) teşhis edilir2.

Standart ön cephe tedavisi, tüm görünür makroskopik hastalıkları ortadan kaldırmak için sitoredüktif cerrahi ve ardından herhangi bir kalıntı mikroskobik hastalığı yok etmek için adjuvan platin bazlı kemoterapidir. Son yirmi yılda yumurtalık kanseri tedavisinde birçok ilerleme olmasına rağmen, ilerlemiş hastalığı olan hastaların yaklaşık %70'i tedaviden sonraki 3 yıl içinde nüksedecektir3. Bu hastaların genel olarak kötü prognozu göz önüne alındığında, EOC'de devam eden ve gelecekteki translasyonel araştırma çabaları, erken teşhis için biyobelirteçleri tanımlamayı, metastazı önlemeyi, dirençten kaçınmak için mevcut tedavileri iyileştirmeyi ve yeni kişiselleştirilmiş kanser tedavileri geliştirmeyi amaçlamaktadır.

Periton boşluğu içindeki jeneralize metastaz ve buna bağlı kemorezistans, yumurtalık kanserli hastaların tedavisinin iyileştirilmesi için en önemli sınırlamalardan ikisidir 4,5. Mideden bağırsakların üzerine sarkan yağlı önlük benzeri bir yapı olan omentum, yumurtalık kanseri metastazının ana bölgesidir 6,7. Fiziksel bir bariyer olarak işlevine ek olarak, omentumun rejeneratif ve anjiyojenik kapasitelere sahip olduğu ve birlikte vaskülarizasyonu destekleyen, yara iyileşmesini hızlandıran ve enfeksiyonu sınırlayan bağışıklık aktivitelerine sahip olduğu gösterilmiştir8. Çeşitli hücre tiplerine farklılaşabilen ve hasarlı dokuların onarılmasına yardımcı olabilen yüksek konsantrasyonda kök hücre içerir. Omentum, yaralanma veya enfeksiyona yanıt olarak iltihaplanabilir, bu da bağışıklık hücrelerinin yaralanma bölgesinegöçünü tetikler 9. Bu bağışıklık hücreleri, hasarlı dokunun onarımını ve yenilenmesini desteklemeye yardımcı olan büyüme faktörlerini ve diğer molekülleri serbest bırakır. Omentumda lokalize olan makrofajlar, lenfositler ve plazma hücreleri gibi bağışıklık hücreleri, patojenleri tespit etmekten ve bunlara saldırmaktan ve periton bağışıklığını düzenlemekten sorumlu olan "sütlü lekeler" olarak bilinen yapılardır. Omentumun ayrıca, bağışıklık sisteminin kendi antijenlerini tolere etme ve sağlıklı dokulara saldırmama yeteneği olan bağışıklık toleransını10 indüklemede rol oynadığı gösterilmiştir. Bununla birlikte, aynı bağışıklıkla ilgili aktiviteler, omental tümörlerin büyümesi, metastaz ve bağışıklık sürveyansından kaçış gibi patolojik yanıtlarda da rol oynar 9,11. Laboratuvarımızdan ve diğerlerinden yapılan önceki çalışmalar, anti-tümöral immün yanıtların inhibisyonunda ve kemodirenç12,13,14 kazanılmasında adipoz mikroçevrenin benzersiz ve aktif bir rolünü göstermiştir. Ne yazık ki, omentumun pro-tümöral bir mikroçevre sağladığı hücresel ve moleküler mekanizmalar hakkında sınırlı bilgiye sahibiz.

Kanser hücreleri ve omentum arasındaki etkileşimleri daha iyi anlamak için, insan yumurtalık kanseri hücreleri ve hasta kaynaklı omentum eksplantlarından oluşan bir 3D kültür sistemi geliştirilmiştir. Burada tarif edilen protokol, peritoneal karsinomatozisin yeni bir ex vivo modelini temsil etmektedir. Bu model, bu yağ açısından zengin dokuda yumurtalık kanseri tümör oluşumunun doğal ilerlemesini taklit eder. Önerilen modelin üretilmesi kolaydır, ucuzdur ve yumurtalık kanseri araştırmalarında translasyonel araştırmalara potansiyel olarak uygulanabilir.

Protokol

Aşağıdaki araştırma protokolü, Wayne State Üniversitesi Kurumsal İnceleme Kurulu (IRB) tarafından gözden geçirilmiş ve onaylanmıştır. Ameliyat öncesi tüm hastalardan bilgilendirilmiş onam alındı. Şekil 1 , bu protokoldeki üç genel adımı göstermektedir.

1. İnsan omentum dokusunun hazırlanması

  1. Omentum kültür ortamını hazırlayın (DMEM/F12 + %10 fetal sığır serumu + %1 penisilin-streptomisin) ve 4 °C'de saklayın. Bu ortamın 30-40 mL'sini steril bir 50 mL konik tüpe veya cerrahi numune kabına alın.
  2. Omental biyopsi veya omentektomi ameliyatından cerrahi örnekler alın. Steril numuneyi ameliyathanede çıkarıldıktan hemen sonra omentum kültür ortamına daldırın. İş akışı buna izin vermiyorsa, numuneyi mümkün olan en kısa sürede omentum kültür ortamına yerleştirin. Numuneyi buz üzerine koyarak aktarın ve işlenene kadar 4 °C'de saklayın.
    NOT: Çıkarılan omentum örneğinin boyutu, işlenebilir doku miktarını belirleyecektir.
  3. Omentum örneğini bir laminer akış başlığı kullanarak toplandıktan sonraki 1-2 saat içinde işleyin. Tüm malzemelerin ve aletlerin steril veya sterilize edildiğinden emin olun.
  4. Omentumu toplama kabından çıkarın ve 100 mm'lik bir kültür kabına aktarın. Numuneyi 1x fosfat tamponlu salin (1x PBS) içine daldırın ve kan pıhtılarını veya kalıntılarını gidermek için numuneyi nazikçe yıkayın.
  5. Dokuyu parçalara ayırın (0,5 cm x 0,5 cm veya 100-200 mg; Şekil 2A) küçük cerrahi makas veya 10-15 mm'lik bir neşter kullanarak. Dokuyu manipüle etmeye yardımcı olmak ve omentumun ezilmesini önlemek için küçük cerrahi forseps kullanın. Omentum örneğini cerrahi olarak çıkarmak için bir enerji cihazı kullanılmışsa, kapalı kenardaki çarpık dokuyu kullanmaktan kaçının.
  6. Her bir kesilmiş omentum parçasını 24 oyuklu bir kültür plakasının ayrı oyuklarına yerleştirin ve kuyucukları 500 μL omentum kültür ortamı ile veya omentum parçasının kuyu tabanının üzerinde yüzmesine izin vermeden omentumu kaplamaya yetecek bir hacme kadar doldurun (Şekil 2B).
  7. Omentum parçalarını enjeksiyona hazır olana kadar 4 °C'de taze kültür ortamında saklayın.

2. Yumurtalık kanseri hücrelerinin hazırlanması

  1. İnsan yumurtalık kanseri hücrelerini 75cm2'lik bir kültür şişesinde 37 ° C'de ve% 5 CO2 ila en az% 75 birleşme gününe kadar kültürleyin.
    NOT: Bu protokol, daha önceaçıklanan mCherry pozitif OCSC1-F2 insan yumurtalık kanseri hücrelerini kullanır 15,16,17,18. Bir floresan sinyali ile etiketlenmiş herhangi bir kanser hücresi hattına modifiye edilebilir.
  2. Omentum örneğinin toplanmasından hemen sonra hücreleri laminer akış başlığı içinde hazırlayın. Tüm malzemelerin ve aletlerin steril veya sterilize edildiğinden emin olun.
  3. Kültür şişesine 10 mL steril 1x PBS ekleyin ve şişeyi hafifçe sallayarak hücreleri yıkayın. 1x PBS'yi çıkarın ve ardından 3 mL% 0.05 Tripsin-EDTA ekleyin.
  4. Tüm hücreleri kaplamak için kültür şişesini hafifçe sallayın ve ardından şişeyi 5 dakikadan fazla olmamak üzere bir inkübatöre (37 °C ve %5 CO2) yerleştirin. Hücreleri tamamen ayırmak için kültür şişesine dokunun ve ardından 3 mL omentum kültür ortamı ekleyerek tripsini nötralize edin.
  5. Hücre süspansiyonunu pipetleme ile karıştırın ve ardından süspansiyonu 15 mL'lik konik bir tüpe aktarın. Süspansiyonu 24 °C'de 1.200 x g'de 5 dakika santrifüjleyin. Süpernatanı çıkarın ve hücre peletini 6 mL taze omentum kültürü ortamında yeniden süspanse edin.
  6. Bir hemasitometre kullanarak hücreleri sayın. Hücre süspansiyonunu 100-200 μL süspansiyon başına en az 100.000 hücreye seyreltin. Bu, kesilen her bir omentum parçasına enjeksiyon hacmidir.
  7. Hücre geçişine devam etmek için uygun sayıda hücreyi yeni bir kültür şişesine aktarın.

3. Yumurtalık kanseri hücrelerinin enjeksiyonu

  1. Hücre süspansiyonunu hazırlamak için 1 mL'lik bir şırınga kullanın, ardından 26 G'lik bir iğne takın. Hücreleri parçalayabileceğinden, iğneyi kullanarak hücre süspansiyonunu çizmeyin.
  2. Bir parça kesilmiş omentum almak için küçük cerrahi forseps kullanın. Enjeksiyonu kolaylaştırmak için omentumu ayrı bir çalışan steril kaba aktarın. Omentumu iğne ucuyla nazikçe delin ve dokuya küçük bir hacimde hücre süspansiyonu enjekte edin (Şekil 2C).
  3. En az 100 μL veya 100.000 hücrelik toplam hacme kadar birkaç omentum alanına enjeksiyonu tekrarlayın. Hücre süspansiyonunun çoğunun numunenin etrafında toplanmış gibi görünebileceğini unutmayın. Enjeksiyonun kalitesiyle ilgili endişeler varsa, enjeksiyonu tekrarlayın veya numuneye daha büyük hacimde hücre süspansiyonu enjekte edin.
  4. Enjekte edilen omentum örneklerini 24 oyuklu bir kültür plakasının her bir oyuğuna geri koyun. Omentum kültür ortamının hacminin, omentumun yüzmesine izin vermeden üzerini örtecek düzeyde olduğuna dikkat edin. Plakayı dikkatlice tutun ve bir inkübatörün içine yerleştirin (37 °C ve %5 CO2).
  5. İSTEĞE BAĞLI: Daha kolay enjeksiyon ve daha konsantre hücre süspansiyonu iletimi sağlamak için omentum dokusunu katı bir matriste askıya almak için Matrigel (bazal membran matrisi) kullanın.
    1. Bazal membran matrisini 4 °C'de çözdürün ve kullanımdan hemen önce omentum kültür ortamı ile 1:1 oranında karıştırın. Bazal membran matris karışımını enjeksiyona kadar buz üzerinde veya 4 °C'de saklayın. Kesilmiş bir omentum parçasını daldırmak için boş kuyuları yeterli bazal membran matris karışımı ile doldurun.
    2. Numuneleri bazal membran matris karışımına yerleştirin ve ardından 24 kuyulu kültür plakasını 20 dakika boyunca bir inkübatöre (37 °C ve %5CO2) yerleştirin. Karışım katılaştıktan sonra, yukarıda tarif edildiği gibi enjeksiyona devam edin.
  6. Floresan görüntüleme kullanarak enjeksiyonun başarılı olduğunu onaylayın. Enjeksiyon bölgelerinde bir floresan sinyal çizgisinin görüntülendiğinden emin olun (Şekil 2D). Enjeksiyondan sonra omentuma bağlı gerçek hücre sayısının tahmin edilemez olduğunu unutmayın.

4. İnsan omentum ve yumurtalık kanseri hücrelerinin birlikte kültürü

  1. Her 48-72 saatte bir 500-2000 μL taze omentum kültür ortamı ekleyerek ortamı değiştirin. Kanser hücrelerinin yerini alabileceğinden ortamı doğrudan omentum dokusunun üzerine pipetlemeyin. Ortam rengi sarıya dönerse, ortamı değiştirin.
    NOT: Ortam değişiminin sıklığı, kullanılan ortamın hacmine ve kanser hücresi büyümesinin gidişatına bağlı olacaktır. Kanser hücreleri omentumu tohumladıktan sonra, omentum parçasının yüzer olup olmadığı artık önemli değildir.
  2. İSTEĞE BAĞLI: Bir bazal membran matrisi kullanılmışsa, matris tipik olarak ilk ortam değişikliği sırasında çözülür.
  3. Floresan görüntüleme kullanarak yumurtalık kanseri tümörlerinin büyümesini izleyin. Görüntüleme sıklığı araştırıcının takdirindedir. Küçük tümörlerin kanıtlarını yaklaşık 14 gün önceden tahmin edin (Şekil 3A-C). Sonuçlar enjeksiyonun kalitesine bağlı olarak değişebilir.
  4. Denemeyi deneme uç noktasına göre sonlandırın.
    NOT: Tümör büyümesi ve omentum dokusunun bütünlüğü 50 günden fazla gözlenmiştir.

Sonuçlar

Yumurtalık kanseri hücrelerinin omentum örneklerine başarılı bir şekilde yerleşmesi yaklaşık 14. günde belirgindi. Daha fazla deneye izin vermek için toplanan örnek başına en az 24 kopya hazırlandı ve enjekte edildi. Tümör büyümesi floresan görüntüler alınarak izlendi (Şekil 3D,E). Görüntülerin dikkatli bir şekilde yorumlanması gerekiyordu, çünkü omentuma bağlı olmayan her kuyucuğun dibinde tek katmanlı bir kanser hücresi de büyüdü. Floresan sinyallerinin kanser hücresi tek tabakası ile üst üste binmesini önlemek için ortamda süspanse edildiğinde omentumun görüntülerini çekmeyi tercih ettik.

14. güne kadar floresan sinyalinin olmaması başarısız enjeksiyonlar olarak kabul edilebilir. Kanser hücrelerinin başlangıçta ilk 7 gün boyunca omentumun yüzeyine yayıldığı, ancak zamanla tümör oluşturmak üzere toplandıkları gözlendi (Şekil 3A-D). Numuneler arasındaki tümör yükü için vekil bir ölçü, omentum kültür ortamının rengi kırmızıdan sarıya değiştirme oranıydı (Şekil 3F). 50 günlük ko-kültürden sonra tümör büyümesini ve omental doku canlılığını doğrulamak için floresan görüntüleme, histolojik inceleme ve brüt inceleme kullandık (Şekil 4).

figure-results-1
Şekil 1: Protokoldeki genel adımların gösterimi. (A) Adım 1: Omentumun hazırlanması; (B) Adım 2: kanser hücrelerinin enjeksiyonu; (C) Adım 3: kanser hücresi-omentum mikroçevresinin kurulması. (Şekil BioRender.com'de hazırlanmıştır). Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

figure-results-2
Şekil 2: Kanser hücrelerinin hazırlanması ve omentuma enjeksiyonu . (A) Omentum 1x1 cm'lik parçalar halinde kesilir. (B) Her parça 24 oyuklu bir plakanın kuyucuğuna yerleştirilir ve 500 μL ortam ile kaplanır. (C) Kanser hücrelerinin omentum parçasına enjeksiyonu. (D) Enjeksiyondan sonra bir dizi floresan kanser hücresi gözlenir. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

figure-results-3
Şekil 3: 14 ve 25 günlük ortak kültürden sonra temsili görüntüler. (A-C) 14 günlük ortak kültürden sonra temsili görüntüler: (A) fazı, (B) mCherry kanalı, (C) birleştirildi. (D-E) 25 günlük ortak kültürden sonra temsili görüntüler. (F) Ortam renginin pembeden sarıya değişmesi, başarılı kanser hücresi enjeksiyonunun ve ko-kültürün kurulmasının bir göstergesidir. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

figure-results-4
Şekil 4: Brüt morfoloji ve Hematoksilen ve Eozin (H & E) boyama. (A,B) 50. günde ko-kültürlerin temsili brüt morfolojisi; oklar, mCherry+ yumurtalık kanseri hücrelerinin büyüme bölgelerini gösterir. (C,D) 50. günde ko-kültürlerin temsili H&E boyaması. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Tartışma

Bu protokol kullanılarak, temel in vitro ve ex vivo tekniklerin bir kombinasyonu kullanılarak yumurtalık kanseri için klinik öncesi bir peritoneal karsinomatoz modeli geliştirilmiştir. Omentum örneklerinin mCherry + OCSC1-F2 insan yumurtalık kanseri hücreleri ile tohumlanmasından sonra 50 günlük ko-kültür boyunca ilerleyici bir tümör büyümesi gözlendi. Bu yöntem, farklı omentum örnekleri kullanılarak yapılan çeşitli deneysel çalışmalarda geliştirilmiş ve optimize edilmiştir. Başarılı tümör büyümesi, omentumun kalitesine, kanser hücrelerinin canlılığına ve enjeksiyonun etkinliğine bağlıydı. Bu raporda sadece daha önce çeşitli yayınlarda bildirilen mCherry+ OCSC1-F2 hücreleri ve mCherry+ R182 insan yumurtalık kanseri hatları kullanıldı 12,15,16,17,18,19,20,21,22. Farklı ikiye katlama sürelerine sahip bu iki hücre hattını kullanarak (OCSC1-F2 için 16 saat ve R182 için 36 saat), omental doku içinde logaritmik büyüme elde etme süresinde bir fark kaydedildi. Bununla birlikte, ko-kültür sisteminde her iki hücre hattını da kurmayı başardık.

Araştırmacılar, araştırma koordinatörleri ve cerrahi ekipler arasındaki etkili iletişim, omentum örneklerinin toplanması ve işlenmesi için kritik öneme sahipti. Araştırmacı protokol adaylarını belirledi, araştırma koordinatörleri ameliyattan önce hastalardan onay aldı ve araştırmacı ameliyathaneden örnekleri topladı. Bu iş akışı göz önüne alındığında, tahsilatı etkileyen birçok hasta taraflı faktör öngörülemez olduğundan (örneğin, ameliyat iptal edildi, ameliyat zamanı değiştirildi, yetersiz veya hiç omentum çıkarılmadı) araştırmacının programının esnek olması gerekiyordu. Ameliyathaneden dokuların doğrudan görselleştirilmesi ve seçilmesi, numune bütünlüğünü, cerrahi steriliteyi ve zamanında işlemeyi sağladı. Başlangıçta, örnek toplama araştırma koordinatörlerine devredildi; Bununla birlikte, birkaç örnek toplandıktan sonra, işleme süresinin geciktiğini (yani >4 saat) ve omentum kalitesinin büyük ölçüde düşük olduğunu (örneğin, doku parçalar halindeydi) kaydettik. Bir deneysel çalışmada, kanser hücreleri zamanında hazır olmadığı için omental doku enjeksiyondan önce 48 saat boyunca 4 ° C'de saklandı. Benzer tümör büyümesi hala gözlendi, ancak sıcaklık değişikliklerinin tümör mikroçevresini (TME) etkilediği bilindiğinden bu dizi tekrarlanmadı.

Örnek toplanmadan önce, ameliyat programına göre yeterince birleşen kanser hücrelerine sahip olmak önemliydi. Her ay toplanan örneklerin sayısı değiştiğinden, yumurtalık kanseri hücrelerinin aktif kültürleri her zaman korunmamıştır. Dondurulan hücreler en az 1 hafta önceden çözüldü, standart bir protokol kullanılarak kaplandı ve daha sonra canlılığı sağlamak için hücrelerden en az bir kez geçirildi. Bu protokolde kullanılan hücre hatları nispeten esnekti; Bununla birlikte, hücrelerin ameliyat gününe kadar iyileşmediği ve enjekte edilemediği durumlarla karşılaştık. Bu çalışmada,% 50'den daha az birleşik olan kanser hücrelerini enjekte etme girişiminde bulunulmamıştır. Hücre hazırlığı ile ilgili müteakip gecikmeler, iyi steril teknik kullanılarak ve beklenen numune toplama programına bağlı olarak birleşmeyi sürdürmek için hücrelerin oranlarda bölünmesiyle hafifletildi. Protokolü sadece iki floresan etiketli kanser hücre dizisiyle sınırladık, ancak diğer yerleşik kanser hücre dizilerinin veya floresan proteinleri olmayan birincil kanser hücrelerinin de kullanılabileceğini belirtmek önemlidir.

Son olarak, tümör büyüme hızı, enjeksiyondan hemen sonra adipositlere bitişik ve içinde kanser hücrelerinin birleşmesi ile ilişkilendirildi. Bu, enjeksiyon sonrası tüm omentum örneklerinin floresan görüntüleri alınarak belirlendi. Katı organların veya deri altı dokuların tümör hücresi inokülasyonu ile karşılaştırıldığında, kanser hücrelerinin omental dokuya enjekte edilmesi daha zordu. Omentumun gevşek yapısı ve yağlı kıvamı, dokunun sızıntı yapmadan hücre süspansiyonu hacimlerini etkili bir şekilde tutmasını engeller. Enjekte etmek için daha küçük bir iğne (yani 30 G veya daha dar) kullanıldığında, hücre proliferasyonu azaldığı için hücre parçalanması endişesi vardı. Çeşitli enjeksiyon tekniklerini, hücre sayılarını ve hücre süspansiyon hacimlerini test ettik ve yukarıda açıklanan protokolle tutarlı sonuçlar bulduk. Aynı zamanda, protokoldeki bu tür varyasyonların, hücrelerin kötü huylu doğası göz önüne alındığında hala benzer sonuçlar üretebileceğini kabul ediyoruz. Matrigel ilavesi, hücre dışı matris hücre süspansiyonunu daha iyi tuttuğu için enjeksiyon adımını kolaylaştırdı; Bununla birlikte, bu yöntem daha pahalıdır ve örneklerde sürekli olarak daha yüksek bir tümör yükü üretmemiştir. Genel olarak, omentum örneklerinden herhangi birinin tümör üretmemesi nadirdi, ancak tümör sayısı ve büyüme hızı değişiyordu.

Bu model, adipoz açısından zengin peritoneal dokulara erken metastazı çoğaltarak yumurtalık kanseri tümör oluşumunun ayırt edici bir özelliğini simüle etti. Bu protokol, gerekli beceri gerektirmeden varyasyona izin verir, çoğaltılması kolaydır ve potansiyel çeviri değerine sahip bir sistem oluşturur. Yumurtalık kanserinde mevcut in vitro ve ex vivo modellerle karşılaştırıldığında, burada açıklanan yöntem, tümör mimarisini ve TME'yi uzun bir yaşam süresi boyunca koruyan bir model üretmek için çeşitli teknikleri birleştirir. Ek olarak, birden fazla tümörü olan bir omentum örneği yeni bir kuyuya transfer edildiğinde ve kansersiz omentum ile kültürlendiğinde (yani enjekte edilmediğinde), naif omentumun 7 gün içinde kanser hücreleri ile tohumlandığını gözlemledik. Bu bulgu, replikasyon yapan tümörlerin epitelyal-mezenkimal geçiş yoluyla metastatik potansiyeli koruduğunu göstermektedir. Literatürde doku biyopsilerini uzun süre kültürleyen benzer yumurtalık kanseri modelleri tespit etmedik. Bu yaklaşım, fare omentumundan izole edilen mezotelyal hücrelerin, toplama23'ten sonra 30'dan fazla pasaj için kültürlenebileceğine dair önceki bir bulgu ile desteklenmektedir.

Bu çalışmada açıklanan model, yumurtalık kanseri hücreleri ile adipozdan zengin omentum içindeki hücreler arasındaki doğrudan etkileşimin etkisini daha iyi anlamak için kullanılabilir. Kanser hücreleri omentum dokularından ayrılabilir ve transkriptomik veya immünohistokimya (IHC) analizi için elde edilebilir. Ek olarak, hücreler ilaç yanıtı çalışmaları için kullanılabilir.

Bu modelin birincil sınırlamaları, tümör sayısının, tümör büyüme hızının ve tümörlerin yerinin tahmin edilemez olmasıdır. Numuneler arasında standardizasyon ve varyasyon eksikliği, bu modelin uygulanmasını sınırlayabilir. Ayrıca, bu protokolün geliştirilmesi sırasında daha fazla inceleme gerektirecek birkaç gözlem yaptık. Örneğin, bir deneydeki "kontrol" kopyaları, hastaya daha sonra omental mikrometastaz teşhisi konduğu için aslında kansersiz değildi; Bununla birlikte, enjekte edilmeyen tümörler deney süresi boyunca canlı kaldı. Bu modelin gelecekteki uygulamaları, erken tümör oluşumu sırasında TME'nin moleküler çalışmalarını, bağışıklık hücrelerinin enjekte edilmesiyle TME'nin manipülasyonunu ve ilaç yanıtı araştırmalarını içerecektir. Özetle, burada açıklanan klinik öncesi modelin mevcut araştırma araçlarının repertuarına katkıda bulunacağına ve yumurtalık kanserinde TME'nin moleküler mekanizmalarının aydınlatılmasına yardımcı olacağına inanıyoruz.

Açıklamalar

Yazarların açıklayacak hiçbir şeyi yok.

Teşekkürler

Bu çalışma kısmen Janet Burros Memorial Vakfı tarafından finanse edilmektedir. Omentum örneklerinin toplanması için hastalara ve Karmanos Kanser Enstitüsü Jinekolojik Onkoloji Bölümü'ne teşekkür ederiz. Ayrıca, hasta alımının koordinasyonu ve patoloji slaytlarının hazırlanması için Karmanos Kanser Enstitüsü'ndeki Biobank ve Korelasyon Bilimleri Çekirdeği'ne de teşekkür ediyoruz. Biobank ve Correlative Sciences Core, kısmen NIH Center'ın Wayne State Üniversitesi'ndeki Karmanos Kanser Enstitüsü'ne verdiği P30 CA22453 tarafından desteklenmektedir.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
% 0.05 Tripsin-EDTA (1x)Gibco25300054
1 mL İnsülin Şırıngası, 26 G çıkarılabilir iğneile BD329652
10 mL Serolojik PipetlerCELLTREAT229010B
100 mm Doku Kültürü KabıFisherbrandFB012924
15 mL Santrifüj TüpüCELLTREAT229411
24 Kuyulu Hücre Kültür PlakasıCostar3524
50 mL Santrifüj TüpüCELLTREAT229421
75 cm2 Doku Kültürü ŞişesiCELLTREAT229341
Corning Hücre SayacıCorning9819000
Sitasyon 5 görüntüleyiciBiotek
DMEM/F12 (1:1) (1x), +L-Glutamin, +2.438 g/L Sodyum BikarbonatGibco11320033
Fetal Sığır Serumu, NitelikliGibco1043028
MatrigelCorning356230Bodrum membran matrisi
No. 10 Paslanmaz Çelik Tek Kullanımlık NeşterIntegra-Miltex4410
Penisilin StreptomisinGibco15140122
Fosfat Tamponlu Salin, pH 7.4 ( 1x)Gibco10010023
Revolve mikroskobuEcho

Kaynaklar

  1. Siegel, R. L., Miller, K. D., Wagle, N. S., Jemal, A. Cancer statistics. CA Cancer J Clin. 73 (1), 17-48 (2023).
  2. Berek, J. S., Renz, M., Kehoe, S., Kumar, L., Friedlander, M. Cancer of the ovary, fallopian tube, and peritoneum: 2021 update. Int J Gynaecol Obstet. 155 (Suppl 1), 61-85 (2021).
  3. Ledermann, J. A., et al. Newly diagnosed and relapsed epithelial ovarian carcinoma: ESMO clinical practice guidelines for diagnosis, treatment and follow-up. Ann Oncol. 24 (Suppl 6), vi24-32 (2013).
  4. Jelovac, D., Armstrong, D. K. Recent progress in the diagnosis and treatment of ovarian cancer. CA Cancer J Clin. 61 (3), 183-203 (2011).
  5. Morgan, R. J. Jr, et al. Ovarian cancer. Clinical practice guidelines in oncology. J Natl Compr Canc Netw. 6 (8), 766-794 (2008).
  6. Nieman, K. M., et al. Adipocytes promote ovarian cancer metastasis and provide energy for rapid tumor growth. Nat Med. 17 (11), 1498-1503 (2011).
  7. Motohara, T., et al. An evolving story of the metastatic voyage of ovarian cancer cells: cellular and molecular orchestration of the adipose-rich metastatic microenvironment. Oncogene. 38 (16), 2885-2898 (2019).
  8. Di Nicola, V. Omentum a powerful biological source in regenerative surgery. Regen Ther. 11, 182-191 (2019).
  9. Meza-Perez, S., Randall, T. D. Immunological functions of the omentum. Trends Immunol. 38 (7), 526-536 (2017).
  10. Liu, M., Silva-Sanchez, A., Randall, T. D., Meza-Perez, S. Specialized immune responses in the peritoneal cavity and omentum. J Leukoc Biol. 109 (4), 717-729 (2021).
  11. Lee, W., et al. Neutrophils facilitate ovarian cancer premetastatic niche formation in the omentum. J Exp Med. 216 (1), 176-194 (2019).
  12. Cardenas, C., et al. Adipocyte microenvironment promotes Bclxl expression and confers chemoresistance in ovarian cancer cells. Apoptosis. 22 (4), 558-569 (2017).
  13. Wu, Q., et al. Cancer-associated adipocytes: key players in breast cancer progression. J Hematol Oncol. 12 (1), 95(2019).
  14. Zhang, Z., Scherer, P. E. Adipose tissue: The dysfunctional adipocyte - a cancer cell's best friend. Nat Rev Endocrinol. 14 (3), 132-134 (2018).
  15. Alvero, A. B., et al. TRX-E-002-1 Induces c-Jun-dependent apoptosis in ovarian cancer stem cells and prevents recurrence in vivo. Mol Cancer Ther. 15 (6), 1279-1290 (2016).
  16. Alvero, A. B., et al. Novel approach for the detection of intraperitoneal micrometastasis using an ovarian cancer mouse model. Sci Rep. 7, 40989(2017).
  17. Craveiro, V., et al. Phenotypic modifications in ovarian cancer stem cells following Paclitaxel treatment. Cancer Med. 2 (6), 751-762 (2013).
  18. Sumi, N. J., et al. Murine model for non-invasive imaging to detect and monitor ovarian cancer recurrence. J Vis Exp. (93), e51815(2014).
  19. Agarwal, R., et al. Macrophage migration inhibitory factor expression in ovarian cancer. Am J Obstet Gynecol. 196 (4), 348.e1-348.e5 (2007).
  20. Kelly, M. G., et al. TLR-4 signaling promotes tumor growth and paclitaxel chemoresistance in ovarian cancer. Cancer Res. 66 (7), 3859-3868 (2006).
  21. Li, J., et al. CBX7 binds the E-box to inhibit TWIST-1 function and inhibit tumorigenicity and metastatic potential. Oncogene. 39 (20), 3965-3979 (2020).
  22. Tedja, R., et al. Generation of stable epithelial-mesenchymal hybrid cancer cells with tumorigenic potential. Cancers (Basel). 15 (3), 15030684(2023).
  23. Dauleh, S., et al. Characterisation of cultured mesothelial cells derived from the murine adult omentum. PLoS One. 11 (7), e0158997(2016).

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

Tümör MikroçevresiAdipoz DokuKanser Hücresi EnjeksiyonuFloresan GörüntülemeTümör Büyüme İzlemeBazal Membran Matrisi
İnsan Omentumu Kullanılarak Over Kanseri Periton Metastazının Ex Vivo Modeli
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.