Bu çalışmada, intestinal manipülasyon ile oluşturulan postoperatif ileusun bir murin modeli tanımlanmıştır. Gastrointestinal geçiş fonksiyonu, patolojik değişiklikler ve immün hücre aktivasyonu ameliyattan 24 saat sonra değerlendirildi.
Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.
Yöntem makalesi
Ameliyat Sonrası İleus Murin Modeli
* These authors contributed equally
Bu makalede
Özet
Özet
Çoğu hasta, ameliyattan sonra artmış morbidite, mortalite ve hastanede kalış süresi ile ilişkili olan postoperatif ileus (POI) yaşar. POI, ameliyat sırasında mekanik hasarın bir sonucudur ve gastrointestinal sistemde motilitenin bozulmasına neden olur. POI mekanizmaları anormal nöronal duyarlılık, bozulmuş epitel bariyer fonksiyonu ve artmış lokal inflamasyon ile ilişkilidir. Ancak, ayrıntılar esrarengiz olmaya devam ediyor. Bu nedenle, deneysel murin modelleri, POI hasarının patofizyolojisi ve mekanizmasının aydınlatılması ve yeni tedavilerin geliştirilmesi için çok önemlidir.
Burada, klinik cerrahiye benzer şekilde bağırsak manipülasyonu (IM) yoluyla oluşturulan bir fare POI modelini tanıtıyoruz; Bu, pamuklu çubukla karın bölgesine 1-3 kez masaj yapılarak ince bağırsağa mekanik hasar verilmesiyle elde edilir. IM, segmental sindirim sisteminin FITC-dekstran gavajı ve floresan tespiti ile değerlendirildiği gibi, ameliyattan 24 saat sonra gastrointestinal geçişi geciktirdi. Ayrıca, submukozanın doku şişmesi ve immün hücre infiltrasyonu hematoksilen ve eozin boyaması ve akım sitometrisi ile araştırıldı. IM'nin uygun basıncı ve bağırsak üzerinde hiperemik bir etki prosedür için kritik öneme sahiptir. Bu murin POI modeli, abdominal cerrahi sonrası bağırsak hasarı ve iyileşme mekanizmalarını incelemek için kullanılabilir.
Giriş
Postoperatif ileus (POI), insan sağlığı alanında, özellikle abdominal cerrahi geçiren hastaların yönetiminde önemli bir sorun teşkil eden bir sendromdur. Gastrointestinal motilitenin gecikmiş iyileşmesi ile karakterize edilen POI, hastanede kalış sürelerinin uzamasına ve sağlık bakım maliyetlerinin artmasına katkıda bulunur, ancak yerleşik bir tanım, etiyoloji veya tedavi yoktur1. Son araştırmalar, POI 2,3,4'ün ilerlemesinde bağışıklık hücrelerinin önemli rolüne ışık tutmuştur, ancak ilgili altta yatan mekanizmaları aydınlatmak için daha fazla araştırmaya ihtiyaç vardır.
Bu protokolde, karın içi cerrahinin neden olduğu ve karın cerrahisinin sindirim sistemi üzerindeki etkisini yakından taklit eden bir murin POI modeli sunuyoruz. Amacımız, farelerde POI'yi modellemek için standart bir yöntem sağlamak, araştırmacıların patofizyolojisini araştırmalarını ve yeni terapötik müdahaleleri keşfetmelerini sağlamaktı.
Bu tekniğin geliştirilmesi ve kullanılmasının ardındaki mantık, POI'yi incelemek için güvenilir preklinik modellere duyulan ihtiyaçta yatmaktadır. POI'yi incelemeye yönelik geleneksel yaklaşımlar genellikle çeviri ilgisinden yoksundur veya duruma katkıda bulunan faktörlerin karmaşık etkileşimini yakalayamaz. Araştırmacılar, klinik senaryoyu yakından kopyalayan bir fare modeli sunarak, POI'nin altında yatan mekanizmaları daha doğru bir şekilde araştırabilir ve kontrollü bir deneysel ortamda potansiyel terapötik müdahaleleri test edebilir.
Alternatif tekniklerle karşılaştırıldığında, bu protokolde sunulan POI'nin murin modeli çeşitli avantajlar sunmaktadır. Başlangıçta, deney hayvanlarında POI'yi indüklemek için standartlaştırılmış ve tekrarlanabilir bir protokol oluşturmak için deneysel bulgularımızı son gelişmelerle bütünleştirdik. Bu protokol, gastrointestinal geçiş fonksiyonunun tutarlı bir şekilde değerlendirilmesini kolaylaştırır. İkincisi, histolojik boyama ve akış sitometrisinin kullanılması, doku şişmesinin, bağışıklık hücresi proliferasyonunun ve aktivasyonunun değerlendirilmesini sağlayarak, POI5'in altında yatan inflamatuar süreçler hakkında değerli bilgiler verdi.
Literatürün daha geniş bağlamında, bir fare POI modeli oluşturmak, bu durumun patofizyolojisini anlamayı amaçlayan genişleyen araştırma grubuna katkıda bulunur. Klinik öncesi modeller, temel bilim ve klinik uygulama arasındaki boşluğu doldurarak, POI6 için yeni terapötik stratejiler geliştirmede çok önemli bir rol oynamaktadır. Ayrıca, standartlaştırılmış hayvan modellerinin mevcudiyeti, araştırma bulgularının farklı laboratuvarlarda tekrarlanabilirliğini ve karşılaştırılabilirliğini artırır. Bununla birlikte, bu POI modeli, cerrahi prosedür sırasında mekanik stimülasyona dayanır. Stimülasyona bağlı ileusun diğer formları bu model için uygun olmayabilir. Ek olarak, araştırmacılar bu modeli kullanarak deneyleri planlarken hayvan refahı düzenlemeleri, etik hususlar ve kaynak mevcudiyeti gibi faktörleri göz önünde bulundurmalıdır.
Özetle, bir fare POI modelinin tanıtılması, bu zayıflatıcı durumla ilgili klinik öncesi araştırmalarda kayda değer bir ilerlemeyi ifade etmektedir. Ek olarak, doku şişmesini ve bağışıklık hücresi proliferasyonunu ve aktivasyonunu değerlendirmek için H&E boyama ve akış sitometrisi kullandık. Bir murin POI modelinin oluşturulması, POI mekanizmalarının keşfini kolaylaştıracak ve POI için yeni tedavilerin geliştirilmesini teşvik edecektir.
Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.
Protokol
Hayvan bakımı ve deneysel prosedürler, Hayvanların Bakımı ve Kullanımında Yol Gösterici İlkelere (Çin) uygun olarak yürütülmüş ve Pekin Dostluk Hastanesi Etik İnceleme Komitesi (NO. 20-2056) tarafından onaylanmıştır. Çalışma için C57BL / 6 fareler (8-12 haftalık) kullanıldı.
1. Ameliyat için hazırlık
- Deneysel koşulların standardizasyonunu karşılamak için planlanan modellemeden önce tüm fareleri 12 saat boyunca hızlı bir şekilde çalıştırın (Şekil 1A).
- Cerrahi aletleri hazırlayın ve sterilize edin.
- Anestezik tribromoetanolü ve ısıtma yastığını hazırlayın. Aşırı ısınmayı önlemek için ısıtma yastığını izleyin ve sabit bir sıcaklıkta (37,5 °C) tutun.
2. Anestezi
- Her fareyi tribromoetanol ile uyuşturun.
- Normal tuzlu su içinde 20 mg / mL'lik bir çözelti hazırlamak için tribromoetanolü seyreltin. İntraperitoneal enjeksiyon yoluyla 10 g vücut ağırlığı başına 0.2 mL tribromoetanol çalışma solüsyonu uygulayın. Anestezi altındayken kuruluğu önlemek için farelerin gözlerine oftalmik merhem kullanın.
- Farelerin 5 dakika içinde tamamen uyuşturulduğundan ve 20 dakika boyunca anestezi altında kaldığından emin olun.
- Farenin dik duramadığını gözlemleyerek anestezi derinliğini değerlendirin ve kas gevşemesini kontrol edin. İstemli hareket kaybını, göz kırpma refleksini ve refleks stimülasyonuna yanıtı (sıkı bir basınçla ayak parmağı veya kuyruk tutam) gözlemleyin.
- Göğüs duvarının ve karnın hareketini izleyerek farenin solunum hızını ve modelini değerlendirin. Optimal anestezi altında solunum hızının ~ 55-65 nefes / dak olduğundan emin olun.
- Anestezi uygulanmış fareyi bir tahtaya yerleştirin ve bantla sabitleyin.
- Fareler tamamen uyuşturulduktan sonra, karın bölgesindeki tüyleri almak için elektrikli bir saç tıraş makinesi kullanın. Tıraştan sonra, tuzlu suyla nemlendirilmiş bir pamuk top kullanarak karın bölgesindeki tüm gevşek tüyleri silin.
NOT: Maruz kalma risklerini en aza indirmek için tribromoetanolü kullanırken uygun havalandırmayı ve çeker ocak veya biyogüvenlik kabininin kullanılmasını sağlayın. Prosedür sırasında, kimyasallar ve biyolojik malzemelerle kazara teması önlemek için eldivenler ve laboratuvar önlükleri de dahil olmak üzere uygun kişisel koruyucu ekipman kullanın.
3. Cerrahi
- Karnı ortaya çıkarmak için uzuvları tamamen uzatın. Farenin kafasının temiz bir hava yolu sağlayacak şekilde konumlandırıldığından emin olun (Şekil 1B).
- % 75 alkolle ıslatılmış bir pamuk top kullanarak cerrahi alanın cildini iki kez dezenfekte edin. Dezenfeksiyondan sonra, fazla alkolü karın bölgesinden çıkarmak için kuru, steril bir tıbbi gazlı bez kullanın. İnsizyondan önce amaçlanan bölgeye lidokain (deri altından 10 mg / kg) uygulayın.
- Deride bir kesi yapmak için steril bir neşter kullanın ve cımbız kullanarak karnın ortasındaki rektus abdominis kasını kaldırın.
- Karın bölgesindeki çeşitli organların yaralanmasını önlemek için rektus abdominis kasının medyan çizgisi boyunca küçük bir kesi yapın.
- İnsizyonun yaklaşık aralığının aşağıdaki gibi olduğundan emin olun. Kesinin üst kenarının sternumun ksifoid işleminden 6-8 mm, alt kenarın dış genital bölgeden 6-8 mm ve kesi uzunluğunun ~1 cm olduğundan emin olun.
- Karın kesisinin her iki tarafına bir parça steril cerrahi örtü veya steril gazlı bez yerleştirin. Steril gazlı bezi insizyonun üst ve alt kenarlarına sabitlemek için hemostatik forseps kullanın ve insizyonu açığa çıkarın (Şekil 1C).
NOT: Sahte grupta herhangi bir cerrahi işlem yapılmadan kesi 5 dakika süreyle ıslak gazlı bez ile kapatıldı. - Steril örtüyü veya gazlı bezi düzgün bir şekilde sabitleyin, ardından insizyona bitişik karın duvarının her iki tarafına hafifçe bastırmak için tuzlu su ile önceden nemlendirilmiş iki pamuklu çubuk kullanın. Kesiden küçük bir miktar bağırsak tüpünü sıkın ve steril örtü veya gazlı bez üzerine yerleştirerek açığa çıkarın (Şekil 1D).
- İki steril pamuklu çubuğu normal tuzlu su ile tamamen nemlendirin. Nemli pamuklu çubuklarla bağırsak dokusunu nazikçe kavrayın ve ince bağırsağı dikkatlice çıkarın.
- Çekumu bulun ve ardından pankreasa dokunmamak için mideden 2 cm öncesine kadar steril pamuklu çubuklarla bağırsağı çıkarın. Bağırsağı pankreato-duodenal ligamanın proksimal ucundan ileoçekal bölgenin distal ucuna kadar uzatın.
- Proksimal kısımdan distal uçlara kadar tüm ince bağırsak boyunca tutarlı bir basınç uygulayın. Bağırsak yüzeyinde küçük kanama noktaları oluşana kadar 5 dakika boyunca düzgün kuvvet uygulamasını sağlayın (Şekil 1E).
- 5 dakika sonra, ince bağırsağın normal fizyolojik anatomik pozisyonunu takip ederek tüm ince bağırsakları dikkatlice karın boşluğuna geri yerleştirmek için önceden nemlendirilmiş steril pamuklu çubuklar kullanın.
- Bağırsağın doğal anatomik konumuna geri dönmesini sağlamak ve ameliyattan sonra yapay mekanik bağırsak tıkanıklığını veya mezenterik torsiyonu önlemek için steril gazlı bez ve karın duvarı boyunca karnı 3-5 saniye boyunca nazikçe masaj yapın.
- Ameliyat sırasında kaybedilen sıvıları yerine koymak ve karın dokusunu yağlamak için karın boşluğuna 100 μL salin enjekte edin.
- 6-0 cerrahi sütür kullanarak karnı kapatın ve karın kesisinde iki katmanlı bir kapatma gerçekleştirin. Karın organlarına zarar vermemeye özen göstererek, kas tabakasını sürekli dikişlerle kapatarak başlayın. Dikiş sırasında rektus abdominis kasını kaldırın (Şekil 1F).
- Rektus abdominis kasını tamamen kapattıktan sonra 6-0 cerrahi dikiş kullanılarak basit aralıklı dikişlerle tamamen dikilir. ~0,5 mm'lik bir dikiş uzunluğunu ve ~2 mm'lik bir iğne aralığını koruyun.
- Karın kesisini kapattıktan sonra, kesiğin yakınındaki alanı kuru ve kan, doku sıvısı veya normal tuzlu sudan temiz tutmak için kuru steril tıbbi gazlı bezle nazikçe silin.
- Ameliyattan sonra ayrılmayı önlemek için insizyonun üzerine ve çevresine az miktarda tıbbi insizyon yapıştırıcısı sürün.
- Tıbbi insizyon yapıştırıcısı tamamen kuruduktan sonra, fareleri bir kağıt havluya aktarın ve kafes kağıt havlusunu, fareler tamamen iyileşene kadar 37,5 ° C'lik sabit bir sıcaklıkta tutulan ısıtılmış bir battaniyenin üzerine yerleştirin. Sternal yaslanmayı sürdürmek için yeterli bilinci yeniden kazanana kadar hayvanları gözetimsiz bırakmayın.
- Uyanık fareleri hayvan besleme bariyeri ortamına aktarın ve algılama zamanına kadar serbestçe içmelerine izin verin.
4. Gastrointestinal geçiş testi
- Ameliyattan 22.5 saat sonra açlık farelere 200 μL FITC-dekstran solüsyonu (PBS'de 5 mg / mL) uygulayın (Şekil 1A).
- CO2 inhalasyonu ve ardından servikal çıkık gibi Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi (IACUC) tarafından onaylanan bir yöntem kullanarak farelere ötenazi yapın.
- Sindirim sistemini izole etmek için, diyaframdan pelvise orta hat kesisi yapın ve çevredeki bağ dokularını ve organlarını dikkatlice çıkarın.
- Sindirim sistemini çevre doku ve organlardan ayırın, mideden anüse kadar olan tüm yolun dahil edilmesini sağlayın.
- Sindirim sistemini fizyolojik pozisyona göre 1'den 15'e kadar sırayla numaralandırılmış 15 eşit bölüme (mideden kolona) bölün (sıra: St -S1: S10-Ce-L1: L3) (Şekil 2A).
- Bağırsak dokusunun her bir segmentini içeriğiyle birlikte 1-4 mm'lik parçalar halinde kesin ve bunları 1 mL DPBS içeren ayrı 1.5 mL santrifüj tüplerine yerleştirin.
- Numuneleri homojenize etmek için santrifüj tüplerini 10 saniye boyunca vorteksleyin.
- Tüpleri 500 × g'da 1 dakika santrifüjleyin. Çok modlu bir mikroplaka okuyucu kullanarak FITC floresan ölçümü için süpernatanı toplayın.
- FITC-dekstran'ın geometrik merkezini (GC) hesaplayarak gastrointestinal geçişi tanımlayın ve aşağıdaki formülü kullanarak hesaplayın: (Σ [segment x segment numarası başına % FITC]) / 100.
5. Parafin gömme ve hematoksilen ve eozin (HE) boyama
- Fareleri CO2 inhalasyonu ile ötenazi yapın ve ardından 24 saat sonra servikal çıkık yapın. Aynı hayvan üzerinde parafin gömme ve gastrointestinal testler yapın.
- Karın boşluğunu açın ve daha fazla analiz için ince bağırsak dokusunu toplayın.
- Tüm bağırsağı bağırsak içeriği ile Carnoy'un fiksatifinde (%60 metanol + %10 asetik asit + %30 kloroform) 4 ° C'de 2 saat sabitleyin.
- Her seferinde 30 dakika boyunca metanol ile iki kez durulayarak dokuyu asitten arındırın.
- Metanolü her seferinde 30 dakika boyunca iki kez etanol ile değiştirin.
- Her seferinde 30 dakika boyunca metanol ile iki kez durulayarak dokuyu asitten arındırın. Ksilen ile doku şeffaflığı elde etmek için, dokuyu ksilene daldırın ve 1 saat inkübe edin.
- Bir parafin gömme makinesi kullanarak dokuyu parafin mumuna gömün. Gömülü dokuyu bir mikrotom kullanarak 4 μm kalınlığında dilimler halinde kesin.
NOT: Daha iyi performans için ince bağırsağı farklı mumlara bölün. Konumlarını belirlemek için segmentleri uygun şekilde etiketleyin. - HE boyama kitini kullanarak HE boyama işlemini gerçekleştirin. Slaytları kapatın ve analiz için mikroskop altında inceleyin.
6. İmmün hücre izolasyonu ve akış sitometrisi
- Aşağıdaki çözümleri hazırlayın.
- Ön sindirim çözeltisi: Hank'in dengeli tuz çözeltisini 1 mM ditiotreitol (DTT) ve 2 mM etilendiamintetraasetik asit (EDTA) ile Ca1 + ve Mg10 + olmadan hazırlayın.
- Sindirim çözeltisi: RPMI 1640'ta 200 μg/mL DNAaz I, 500 μg/mL kollajenaz IV, %4 FBS ve 100 μM HEPES tamponu içeren bir çözelti hazırlayın.
- Manyetik ile aktive edilen hücre sıralama işleri (MACS) tamponu: Ca2+ veya Mg 2+ olmadan PBS'de 5 g/L BSA ve 2 mM EDTA içeren bir tampon hazırlayın.
- Bağırsakları normal tuzlu su ile yıkayarak dışkı içeriğini çıkarın. Peyer'in yamalarını ve ince bağırsağın bağ dokusunu çıkarın. İnce bağırsakları uzunlamasına kesin ve ardından buz gibi PBS'de 1 cm'lik segmentler halinde kesin.
- Bağırsak segmentlerini ön sindirim solüsyonu ile 37 ° C'de 20 dakika boyunca bir orbital çalkalayıcıda yıkayın. Ön sindirim solüsyonunu toplayın ve intraepitelyal lenfositler (IEL'ler) elde etmek için 70 μm hücre süzgeçlerinden süzün.
- Sindirim solüsyonundaki segmentleri 30 dakika boyunca sindirin ve ardından lamina propria lenfositleri (LPL'ler) elde etmek için süspansiyonu 70 μm hücre süzgeçlerinden süzün.
- LPL hücrelerini 500 × g'da 10 dakika santrifüjleyin ve süpernatanı atın.
- Hücreleri 1 x 106 hücre / 100 μL konsantrasyonda DPBS (sodyum azid, Tris ve protein içermeyen) ile yıkayın ve askıya alın.
- Hücreleri karanlıkta oda sıcaklığında (RT) 15 dakika boyunca floresan canlılık boyası (1:500) ile inkübe edin.
- Hücreleri MACS tamponu ile askıya alın ve 5 dakika boyunca 500 × g'da santrifüjleyin.
- Bir hemositometre veya otomatik hücre sayacı kullanarak lekeli hücreleri sayın. Hücreleri 1 x 106 hücre / 100 μL MACS tamponu konsantrasyonunda yeniden süspanse edin. Hücre süspansiyonuna uygun hacimde antikor ekleyerek ve 4 ° C'de 15 dakika inkübe ederek antikor boyaması (1: 200-1: 400) gerçekleştirin.
- Hücreleri adım 6.8'de anlatıldığı gibi yıkayın.
- Akış sitometrisi kullanarak numuneleri tespit edin ve ilgili akış sitometrisi yazılımı 7,8 ile verileri analiz edin.
Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.
Sonuçlar
Bu protokolde, POI, klinik cerrahinin etkisine benzer şekilde bağırsak manipülasyonu (IM) ile cerrahi olarak indüklendi. Sahte grupta, IM olmadan bir kesi yapıldı. POI fareleri, sahte kontrol fareleri ile birlikte POI ameliyatından 24 saat sonra sakrifiye edildi. Sindirim sisteminin kritik işlevi olan içerik geçiş işlevi, FITC-dekstran'in gavajı ile tespit edildi. İnce bağırsağın proksimal kısmında FITC yoğunluğu arttığı için POI modeli başarılı kabul edildi (Şekil 2B). Ortalama GC'ler, IM'n...
Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.
Tartışma
Cerrahinin başarısı birkaç kritik adıma dayanır. İlk olarak, bağırsak intramural (IM) cerrahisi sırasında tutarlılığı korumak, ince bağırsakta geniş çaplı yaralanmaya neden olmak için zorunludur. IM işlemi sırasında uygulanan uygun basınç ve bunun barsakta ortaya çıkan hiperemik etki cerrahi başarı için çok önemlidir. Pamuklu çubukla ovulduktan sonra tüm sindirim sisteminin pembeye döndüğü ve kırmızı hemorajik lekeler gösterdiği gözlemi, başarılı bir operasyonun göstergesi olarak hizmet ...
Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.
Açıklamalar
Yazarların ifşa edecek hiçbir şeyi yok.
Teşekkürler
Laboratuvar Hayvanları Merkezi'ne, Pekin Klinik Araştırma Enstitüsü'ne ve Pekin Dostluk Hastanesi'ne hayvan bakımı sağladıkları için minnettarız. Bu çalışma, Ulusal Anahtar Teknolojiler Ar-Ge Programı (No. 2015BAI13B09), Pekin Doğa Bilimleri Vakfı (No. 7232035), Çin Ulusal Doğa Bilimleri Vakfı (No. 82171823, 82374190) ve Pekin Dostluk Hastanesi'nden Seçkin Genç Akademisyenler (No. yyqcjh2022-4) tarafından desteklenmiştir.
Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.
Malzemeler
| Ad | Şirket | Katalog numarası | Yorumlar |
|---|---|---|---|
| 1 M HEPES | Thermo | 15630080 | |
| APC anti-fare I-A/I-E (MHC-II)Biolegend | 107614 | ||
| APC anti-fare TCRb | Biolegend | 109212 | |
| APC/Cy7 anti-fare CD4 | Biolegend | 100414 | |
| APC/Cy7 anti-fare Ly6G | Biolegend | 127624 | |
| Brilliant Violet 421 anti-fare CD69 | Biolegend | 104545 | |
| Brilliant Violet 421 anti-fare F4/80 | Biolegend | 123132 | |
| Brilliant Violet 785 anti-fare/insan CD44 | Biolegend | 103041 | |
| BUV395 anti-fare CD8a | BD | 563786 | |
| BUV737 anti-fare CD3e | BD | 612771 | |
| Kollajenaz IV | Sigma-Aldrich | C5138 | |
| Kültür Mikroskobu | CKX53 | Sığır | |
| Deoksiribonükleaz I (DNaz I) | Sigma-Aldrich | DN25-5G | |
| DL-Dithiothreitol çözeltisi | Sigma-Aldrich | 43816-10ML | |
| EDTA | Sigma-Aldrich | EDS-100G | |
| FITC anti-fare CD45 | Biolegend | ||
| FITC-dekstran (70 kWM) | Sigma-Aldrich | FD70-100MG | Gastrointestinal Transit Testi |
| HE boyama kiti | solarbio | G1120 | |
| PE anti-fare CD11b | Biolegend | 101208 | |
| PE anti-fare PD-1 | Biolegend | 114118 | |
| PE / Cy7 anti-fare CD11c | Biolegend | 117318 | |
| Percoll | GE (Eczacı) | 17-0891-01 | |
| Senfoni A5 Akış sitometresi | BD-İmmün | hücre tespiti ve sınıflandırması | |
| Tribromoetanol | Sigma-Aldrich | T48402 | Anestezi |
| Varioskan LUX | Thermo | N16699 | Çok modlu mikroplaka okuyucu |
| Zombie Aqua Tamir Edilebilir Canlılık kiti | Biolegend | 423102 | Floresan Canlılık Boya |
Kaynaklar
- Chapman, S. J., Pericleous, A., Downey, C., Jayne, D. G. Postoperative ileus following major colorectal surgery. Br J Surg. 105 (7), 797-810 (2018).
- Farro, G., et al. CCR2-dependent monocyte-derived macrophages resolve inflammation and restore gut motility in postoperative ileus. Gut. 66 (12), 2098-2109 (2017).
- Wouters, M. M., Vicario, M., Santos, J. The role of mast cells in functional GI disorders. Gut. 65 (1), 155-168 (2016).
- Engel, D. R., et al. T helper type 1 memory cells disseminate postoperative ileus over the entire intestinal tract. Nat Med. 16 (12), 1407-1413 (2010).
- Schwartz, C., Voehringer, D. Identification of murine basophils by flow cytometry and histology. Methods Mol Biol. 2163, 367-375 (2020).
- Funk, E. K., Weissbrod, P., Horgan, S., Orosco, R. K., Califano, J. A. Preclinical experience with a novel single-port platform for transoral surgery. Surg Endosc. 35 (8), 4857-4864 (2021).
- Nemoto, S., Mailloux, A. W., Kroeger, J., Mulé, J. J. OMIP-031: Immunologic checkpoint expression on murine effector and memory T-cell subsets. Cytometry A. 89 (5), 427-429 (2016).
- Brandi, J., Wiethe, C., Riehn, M., Jacobs, T. OMIP-93: A 41-color high parameter panel to characterize various co-inhibitory molecules and their ligands in the lymphoid and myeloid compartment in mice. Cytometry A. 103 (8), 624-630 (2023).
- Swidsinski, A., Weber, J., Loening-Baucke, V., Hale, L. P., Lochs, H. Spatial organization and composition of the mucosal flora in patients with inflammatory bowel disease. J Clin Microbiol. 43 (7), 3380-3389 (2005).
- Bialkowska, A. B., Ghaleb, A. M., Nandan, M. O., Yang, V. W. Improved Swiss-rolling technique for intestinal tissue preparation for immunohistochemical and immunofluorescent analyses. J Vis Exp. (113), e54161(2016).
- van Bree, S. H., et al. Novel method for studying postoperative ileus in mice. Int J Physiol Pathophysiol Pharmacol. 4 (4), 219-227 (2012).
Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.
Yeniden basım ve izinler
