Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Karotis Anevrizması Oluşumunun Bir Murin Modeli

778 görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/67872

⸱

9 Eylül 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1McGowan Institute for Regenerative Medicine, 2Department of Neurosurgery, University of Pittsburgh Medical Center, 3Biomedical Engineering, Department of Agricultural and Biological Engineering, Mississippi State University, 4Department of Neurological Surgery, Columbia Irving Medical Center

* These authors contributed equally

Bu makalede

Özet

Bu protokol, tek bir cerrahi operasyonla bir murin modelinde karotis anevrizmalarının indüklenmesi için standart bir cerrahi yöntemi tanımlamaktadır.

Özet

Serebral anevrizmalar toplumun yaklaşık %2-5'inde bulunur ve rüptür sonrası yüksek mortalite ve morbidite oranları nedeniyle önemli bir halk sağlığı sorunudur. Araştırmalardaki ilerlemelere rağmen etkili ve tekrarlanabilir hayvan modellerinin geliştirilmesi hâlâ bir zorluk olmaya devam ediyor. Mevcut modeller arasında cerrahi olarak indüklenen anevrizmalar yaygın olarak kullanılmaktadır; Ancak bu prosedürlerin teknik karmaşıklığı çoğu zaman erişilebilirliklerini sınırlamaktadır. Bu yöntemler kapsamlı cerrahi uzmanlık gerektirir ve deneysel sonuçların güvenilirliğini tehlikeye atabilecek daha yüksek intraoperatif mortalite oranları veya tutarsız anevrizma oluşumu ile ilişkilidir. Bu sınırlamaları gidermek için bu video makalesi, farelerde karotis anevrizmalarını indüklemek için tek seansta gerçekleştirilen basitleştirilmiş bir cerrahi prosedürü tanıtmaktadır. Bu kolaylaştırılmış yaklaşım, dişi farelerde karotis anevrizmalarının tetiklenmesinde %87'lik etkileyici bir başarı oranı göstermiştir. Bu yöntem, teknik zorlukları azaltarak ve tekrarlanabilirliği artırarak, serebral anevrizma araştırmaları için pratik ve güvenilir bir alternatif sunar. Yaygın olarak benimsenmesi, standartlaştırılmış çalışmaları kolaylaştırabilir, terapötik stratejilerin geliştirilmesini hızlandırabilir ve nihayetinde anevrizma patofizyolojisi anlayışımızı ilerletebilir.

Giriş

Serebral anevrizmalar, genel popülasyonun yaklaşık %2-5'ini etkileyen, serebral kan damarlarının duvarlarında lokalize genişlemelerdir. Bu anevrizmaların rüptürü, yüksek mortalite ve morbidite oranları taşıyan subaraknoid kanamaya neden olabilir 1,2. Serebral anevrizmaların patogenezini anlamak ve potansiyel terapötik hedefleri belirlemek, insan hastalığını taklit eden güvenilir ve tekrarlanabilir hayvan modelleri gerektirir. Bu makale, farelerde karotis anevrizmalarını indüklemek için standartlaştırılmış bir cerrahi yöntem sunmakta ve teknik olarak daha zorlu intrakraniyal modellere pratik ve etkili bir alternatif sunmaktadır3.

Bu tekniğin geliştirilmesi, mevcut serebral anevrizma modelleriyle ilgili zorluklar tarafından motive edilmektedir. İntrakraniyal anevrizma modelleri, yaygın olarak kullanılmasına rağmen, karmaşık cerrahi prosedürler gerektirir ve intrakraniyal damarların küçük kalibresi ile sınırlıdır, bu da endovasküler cihazları ve diğer müdahaleleri test etmek için kullanımlarını engeller 4,5. Ek olarak, elastaz konsantrasyonları ve maruz kalma sürelerindeki farklılıklar gibi çalışmalar arasında kullanılan yöntemlerdeki farklılıklar, tekrarlanabilirliği azaltır ve çalışmalar arası karşılaştırmaları engeller. Bu teknik, prosedürü standartlaştırarak bu sınırlamaları ele alır ve minimum cerrahi riskle yüksek oranda anevrizma indüksiyonu sağlar.

Alternatif yöntemlerle karşılaştırıldığında, karotis anevrizması modeli birkaç farklı avantaj sunar. Birincisi, basitleştirilmiş cerrahi prosedür teknik engelleri azaltarak daha geniş bir laboratuvar yelpazesi için daha erişilebilir hale getiriyor. İkincisi, karotis arterin intrakraniyal damarlara kıyasla daha büyük kalibresi, endovasküler cihazlar da dahil olmak üzere terapötik yaklaşımların test edilmesini kolaylaştırır. Önceki çalışmalar, bu modelin varyasyonlarını umut verici sonuçlarla göstermiştir, ancak tutarsız protokollerin tekrarlanabilirliği sınırlıdır 6,7. Yaklaşımımız bu yöntemleri geliştirerek dişi farelerde %87 başarı oranına ulaşıyor ve deneyler arasında tutarlılık sağlıyor.

Literatürün daha geniş bağlamında, serebral anevrizmalara yönelik hayvan modelleri, hastalık mekanizmalarının anlaşılması, terapötik hedeflerin değerlendirilmesi ve müdahale stratejilerinin geliştirilmesi açısından kritik öneme sahiptir. Zebra balığı, sıçanlar, tavşanlar ve köpekler dahil olmak üzere çeşitli türlerde modeller geliştirilmiştir ve her biri benzersiz avantajlara ve sınırlamalara sahiptir 3,8. Bu karotis anevrizması modeli, teknik fizibilite ve insan hastalıklarıyla ilgisi arasında bir denge sunarak mevcut repertuarı tamamlar ve klinik öncesi çalışmalar için güvenilir, tekrarlanabilir bir model arayan araştırmacılar için ideal bir seçenek haline getirir.

Bu yöntem özellikle anevrizma oluşumunun moleküler ve biyomekanik temellerini araştırmayı, farmakolojik ajanları test etmeyi veya endovasküler cihazları değerlendirmeyi amaçlayan laboratuvarlar için çok uygundur. Araştırmacılar bu modelin anatomik ve fizyolojik özelliklerinin kendi spesifik deneysel hedefleriyle uyumlu olup olmadığını değerlendirmelidir. Standartlaştırılmış, tekrarlanabilir bir protokol sağlayarak, bu teknik serebral anevrizma araştırmalarını ilerletmeyi ve bu alandaki çalışmalar arasında daha fazla tutarlılık sağlamayı amaçlamaktadır.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Hayvan protokolü, Pittsburgh Üniversitesi Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi (IS00022015) tarafından onaylandı. Deneyler için 6-8 haftalık dişi C57BL/6J vahşi tip (WT) fareler kullanıldı. Kullanılan reaktifler ve ekipman Malzeme Tablosunda listelenmiştir.

1. Hayvan hazırlama

  1. Anesteziyi indükleyin.
    1. Fareyi bir indüksiyon odasına yerleştirin ve bir anestezi buharlaştırıcı sistemi kullanarak indüksiyon için %3-%4 konsantrasyonda izofluran gazı uygulayın (kurumsal olarak onaylanmış protokolleri izleyerek). Akış hızını 1,0-1,5 L/dak oksijene ayarlayın.
    2. Hayvanı tam anestezi belirtileri açısından izleyin (örneğin, dış uyaranlara yanıt vermeme ve solunum hızının azalması).
  2. Ameliyat bölgesine transfer.
    1. Fare tamamen uyuşturulduktan sonra, izofluran anestezisini %1-3 idame konsantrasyonunda ve 0.8-1.0 L/dak oksijen akış hızında korurken cerrahi istasyona aktarın. Farenin anestezi dağıtım sistemine bir burun konisi aracılığıyla bağlandığından emin olun.
  3. Sıcaklık bakımı.
    1. Fareyi önceden 36 °C'ye ayarlanmış bir ısıtma pedinin üzerine yerleştirin. İşlem boyunca vücut ısısını sürekli olarak izlemek için bir sıcaklık probu takın. Sabit bir sıcaklığı korumak için gerekirse ısıtma yastığı ayarını yapın.

2. Ameliyata hazırlık

  1. Hayvanı hareketsiz hale getirin.
    1. Fareyi sırtüstü pozisyona getirin. Her bir uzvu cerrahi platforma nazikçe sabitlemek için cerrahi bant şeritleri kullanın ve vücudun aşırı gerginlik olmadan stabilize olmasını sağlayın.
  2. Boyun bölgesini tıraş edin.
    1. Küçük cerrahi makaslar kullanarak boyun bölgesindeki (yaklaşık 2 cm x 2 cm'lik alan) tüyleri tıraş edin. Gevşek saçları steril cerrahi gazlı bezle alın.
  3. Ameliyat bölgesini sterilize edin.
    1. Pamuk uçlu aplikatörler kullanarak boyun bölgesine iki tur povidon-iyot solüsyonu uygulayın, ardından iki tur %70 etanol uygulayın. Uygun sterilizasyonu sağlamak için uygulamalar arasında alanın kurumasını bekleyin.

3. Evre I: Ortak karotis arter ligasyonu

  1. Anesteziyi onaylayın.
    1. Künt forseps kullanarak bir ayak parmağı sıkıştırma testi yapın. Geri çekilme veya refleks hareketin olmaması yeterli anesteziyi doğrular.
  2. Orta hat insizyonu yapın.
    1. Cerrahi makas kullanarak çene çizgisinin hemen altından başlayarak boynun orta hattı boyunca 1 cm'lik dikey bir kesi yapın. Dermisi ve alttaki fasyayı kesin.
  3. Submandibular bezi ortaya çıkarın.
    1. Submandibular bezi laterale doğru harekete geçirmek için künt forseps kullanın, çevre dokulara zarar vermemeye dikkat edin. Bezi nazikçe kaldırın ve künt diseksiyon ile sternumdan ayırın.
    2. Açık bir cerrahi alan sağlamak için bezi küçük bir steril ekartör veya klipsle sabitleyin.
  4. Sternokleidomastoid (SCM) kasını açığa çıkarın.
    1. İpsilateral sternokleidomastoid (SCM) kasını görsel olarak tanımlayın. Kası nazikçe kaldırmak için künt forseps kullanın ve altına 5-0 örgülü ipek dikiş geçirin. Karotis kılıfını ortaya çıkarmak için dikişi hafifçe çekerek kası yanal olarak yansıtın.
  5. Karotis arteri izole edin.
    1. Keskin forseps kullanarak karotis kılıfını açın. Karotis arteri komşu şah damarı ve vagus sinirinden dikkatlice ayırın.
    2. Görünürlüğü artırmak için karotis arterin altına steril bir silikon manşet veya ekartör yerleştirin. Arter veya çevresindeki yapılarda travmaya neden olmaktan kaçının.
  6. Karotis arteri bağlayın.
    1. Keskin forseps kullanarak karotis arteri alın ve altına 9-0'lık bir dikiş atın. Arteri bağlamak için güvenli bir çift düğüm atın ve damara zarar vermeden kan akışını tıkamak için uygun gerginliği sağlayın. Doku tahrişini en aza indirmek için dikiş uçlarını kesin.
  7. Kesiği kapatın.
    1. Steril naylon sütür (5-0) veya cerrahi zımba kullanarak cilt kenarlarını yaklaştırın. Hemostazı sağlamak için steril gazlı bezle hafif baskı uygulayın.

4. Ameliyat sonrası bakım

  1. Hayvanı izleyin.
    1. Erken anevrizmal rüptür (ani uyuşukluk veya hematom ile kanıtlanır), felç, nöbetler veya önemli kilo kaybı (başlangıç ağırlığının %>10'u) gibi klinik komplikasyon belirtileri açısından hayvanı günlük olarak gözlemleyin.
    2. Ağrı ve sıkıntıyı en aza indirmek için şiddetli semptomlar gösteren hayvanlara (kurumsal olarak onaylanmış protokolleri izleyerek) derhal ötenazi yapın.
  2. Yara bakımı
    1. Ameliyattan hemen sonra, lokal ağrının giderilmesi için kesi bölgesine %4 lidokain jeli uygulayın. Enfeksiyonu önlemek için ince bir tabaka antibiyotik merhem (örn. basitrasin) uygulayın. Yara bakımını en az 3 gün boyunca veya yara iyileşme belirtileri gösterene kadar her gün tekrarlayın.
  3. Kurtarma ortamı
    1. Hayvanı yumuşak yataklı temiz bir kurtarma kafesine yerleştirin. İyileşmeye yardımcı olmak için ısıtılmış sıvılara veya hidrasyon jeline erişim sağlayın. Hayvan tamamen uyanana ve hareket edene kadar izleyin, ardından standart yuvasına geri koyun.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Toplam 15 dişi vahşi tip (WT) fareye, açıklanan standartlaştırılmış protokol izlenerek anevrizma indüksiyon prosedürü uygulandı (Şekil 1). Ameliyattan iki hafta sonra, brüt morfolojik inceleme ile doğrulandığı gibi, farelerin yaklaşık %87'sinde anevrizma oluşumu başarıyla sağlanmıştır (Şekil 2 ve Şekil 3). Bu sonuçlar, tekniğin sağlamlığını ve tekrarlanabilirliğini v...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Karotis arterin ligasyonu ile indüklenen karotis anevrizma modeli ilk olarak 1970'lerde anevrizma gelişimini indüklemek için ven greftlerini kullanan Yaşargil ve Matsuda tarafından tanımlanmıştır 9,10. Elastaz tedavisi ve karotis ligasyonunun eklenmesi de dahil olmak üzere bu teknikte yapılan müteakip modifikasyonlar, daha büyük karotis anevrizmalarının daha verimli ve hızlı bir şekilde üretilmesini sağlamıştır<...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Hiç kimse.

Teşekkürler

Hiç kimse.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
5-0 emilebilir örgülü dikişEthicon / EthilonJ463G
5-0 emilemez monofilament dikişEthicon / Ethilon8698G
9-0 emilen monofilament dikişEthicon / Ethilon2829G
Alkol hazırlık pedleriMedlineCUR45585RB
Animal Pocket Pro tıraş makinesiWahl9861-900
Dumont #5 PensetlerRobozRS-5058
Dumont Titanium cımbızları; Kalıp #5RobozRS-5050
Graefe pensepsiRobozRS-5138 
Graefe doku pensepsiRobozRS-5155
lidokain, %4, topikalMedline52565-009-50
mikro-klips düz, 5 mmRobozRS-5420
Mikro-diseksiyon makasıRobozRS-5610
mikro-sclip düz, 8 mmRobozRS-5424
Sivrisinek pense, 4"RobozRS-7100
Nitril eldivenlerFisherbrand19-130-1597
Penisillin-StreptomisinThermo Fisher15140122
Domuz pankreas elastazıWorthingtonLS002274
Povidon-iyotMedlineMDS093943
Makas, ekstra inceRobozRS-5880
Makas, tamamRobozRS-5840
Steril %0,9 salin çözeltisiBaxter2B1324X
Steril Pamuk UygulamacısıDynarex4303
Steril Tek Kullanımlık Cerrahi Havlular, MaviMedlineMDT2168202H
Tegaderm Şeffaf Film Pansumi3M1624W

Kaynaklar

  1. Vlak, M. H., Algra, A., Brandenburg, R., Rinkel, G. J. Prevalence of unruptured intracranial aneurysms, with emphasis on sex, age, comorbidity, country, and time period: A systematic review and meta-analysis. Lancet Neurol. 10 (7), 626-636 (2011).
  2. van Gijn, J., Kerr, R. S., Rinkel, G. J. E. Subarachnoid haemorrhage. Lancet. 369 (9558), 306-318 (2007).
  3. Strange, F., Gruter, B. E., Fandino, J., Marbacher, S. Preclinical intracranial aneurysm models: A systematic review. Brain Sci. 10 (3), 134(2020).
  4. Frösen, J. Smooth muscle cells and the formation, degeneration, and rupture of saccular intracranial aneurysm wall - A review of current pathophysiological knowledge. Transl Stroke Res. 5 (3), 347-356 (2014).
  5. Frösen, J., et al. Remodeling of saccular cerebral artery aneurysm wall is associated with rupture: Histological analysis of 24 unruptured and 42 ruptured cases. Stroke. 35 (10), 2287-2293 (2004).
  6. Tulamo, R., Frösen, J., Hernesniemi, J., Niemelä, M. Inflammatory changes in the aneurysm wall: A review. J Neurointerv Surg. 2 (2), 120-130 (2010).
  7. Hashimoto, N., et al. Experimental induction of cerebral aneurysms in monkeys. J Neurosurg. 67 (6), 903-905 (1987).
  8. Lv, X., Zhang, H., Kong, W., Liang, S., Zhang, H. Evaluation of an antithrombotic surface-coated flow diverter in a rabbit model without dual antiplatelet drugs. World Neurosurg. 192, e155-e162 (2024).
  9. Yasargil, M. G., Fox, J. L. The microsurgical approach to intracranial aneurysms. Surg Neurol. 3 (1), 7-14 (1975).
  10. Nishikawa, M., Yonekawa, Y., Matsuda, I. Experimental aneurysms. Surg Neurol. 5 (1), 15-18 (1976).
  11. Hoh, B. L., et al. A novel murine elastase saccular aneurysm model for studying bone marrow progenitor-derived cell-mediated processes in aneurysm formation. Neurosurgery. 66 (3), 544-550 (2010).
  12. Staarmann, B., Smith, M., Prestigiacomo, C. J. Shear stress and aneurysms: A review. Neurosurg Focus. 47 (1), E2(2019).
  13. Dolan, J. M., Kolega, J., Meng, H. High wall shear stress and spatial gradients in vascular pathology: A review. Ann Biomed Eng. 41 (7), 1411-1427 (2013).
  14. Aoki, T., Nishimura, M. The development and the use of experimental animal models to study the underlying mechanisms of CA formation. J Biomed Biotechnol. 2011, 535921(2011).
  15. Starke, R. M., et al. Critical role of TNF-α in cerebral aneurysm formation and progression to rupture. J Neuroinflammation. 11, 77(2014).
  16. Hussain, S., et al. Search for biomarkers of intracranial aneurysms: A systematic review. World Neurosurg. 84 (5), 1473-1483 (2015).
  17. Broderick, J. P. Jr Unruptured intracranial aneurysms: Epidemiology, natural history, management options, and familial screening. Lancet Neurol. 13 (4), 393-404 (2014).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

Serebral AnevrizmaCerrahi İşlemElastaz TedavisiKarotis ArterleHayvan ModeliAnevrizma İndüksiyonuTerapötik Stratejiler
Karotis Anevrizması Oluşumunun Bir Murin Modeli
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.