Yöntem makalesi

Prematüre Bebek Akciğerlerinin Erken Ortamını Yeniden Yaratan Yenidoğan Domuz Yavrusu Akut Akciğer Hasarı Modelinin Geliştirilmesi

1.2K görüntüleme

⸱

DOI:

10.3791/68058

⸱

31 Ekim 2025

 ,  ,  ,  ,  , 
1Sinclair Centre for Regenerative Medicine, Ottawa Hospital Research Institute, 2Division of Neonatology, Karolinska University Hospital, 3Division of Neonatology, Children's Hospital of Eastern Ontario, 4Department of Obstetrics, Gynecology and Newborn Care, University of Ottawa, 5Faculty of Medicine, University of Ottawa

Bu makalede

Özet

Bu protokol, bronkopulmoner displazinin moleküler tetikleyicilerinin anlaşılmasını kolaylaştırmak ve terapötik translasyonu geliştirmek için yetersiz yüzey aktif madde miktarı, hiperoksi, yüksek basınçlı ventilasyon ve inflamasyon dahil olmak üzere erken akciğerde meydana gelen erken patojenik olayları modelleyen akut akciğer hasarının yenidoğan domuz yavrusu modelinin geliştirilmesini açıklar.

Özet

Prematüre doğum, pediatrik morbidite ve mortalitenin önemli bir nedenidir. Bronkopulmoner displazi (BPD), aşırı prematüreliğin ciddi bir sonucudur ve akciğer büyümesinde değişikliklere ve uzun süreli gelişimsel etkilere yol açar. BPD'nin patogenezi, gelişiminin ana itici güçleri olarak mekanik ventilasyon, hiperoksi ve inflamasyonu içeren çok faktörlüdür. Şu anda, BPD için bir tedavi yoktur. Bu çalışmada, insan preterm akciğerinin karşılaştığı klinik uyaranları taklit eden, akut akciğer hasarının (ALI) uygulanabilir ve tekrarlanabilir yeni bir yenidoğan domuz yavrusu modeli sunulmaktadır. Yüzey aktif madde tükenmesi, hiperoksi, yüksek basınçlı ventilasyon ve intratrakeal lipopolisakkarit (LPS) uygulamasını birleştiren çok isabetli ALI yenidoğan domuz yavrusu modeli, oksijenasyonda bozulma, akciğer fonksiyonunda bozulma, nötrofil infiltrasyonu ile iltihaplanma ve histolojik akciğer hasarı ile sonuçlanır. Başlıca avantajları, BPD patogenezini yönlendirdiği bilinen zararlı uyaranların kullanılması ve az bakım gerektirmesidir. Amerikan Toraks Derneği ALI kriterlerini karşılayan yüksek kaliteli ALI üretir. Bu domuz yavrusu modeli gibi büyük hayvan modelleri, erken patojenik faktörleri anlamak, terapötik hedefleri belirlemek ve hastalara klinik çeviriyi kolaylaştırmak için kritik öneme sahiptir.

Giriş

Aşırı prematürelik, beş yaşından önceki çocuklarda önemli bir ölüm nedenidir1. Prematüritenin en sık görülen ciddi komplikasyonu, inflamasyon, hiperoksiden kaynaklanan oksidatif stres ve ventilatöre bağlı travma gibi çok faktörlü faktörlerin olduğu kronik bir akciğer hastalığı olan bronkopulmoner displazidir (BPD)2. Bu mikro ortam, erken doğmuş bebeklerin büyümesi ve gelişmesi üzerinde uzun süreli bir etkiye sahip olabilen akciğer büyümesinin bozulmasına yol açar3. Şu anda, BPD için bir tedavi yoktur.

BPD için potansiyel bir tedavi olarak mezenkimal stromal hücrelerin kullanımına ilişkin yakın tarihli bir sistematik inceleme, klinik öncesi verilerin yalnızca kemirgenlerde olduğunu bulmuştur4. Bu fenomen, kemirgen modellerinin geniş kullanılabilirliği, kullanım kolaylığı ve bakımı göz önüne alındığında yaygındır. Bununla birlikte, çalışmaların büyük hayvan modellerinde çoğaltılması, erken doğmuş bebekler için yeni ve gelecek tedaviler için translasyonel çabalarda başarıyı sağlamak için kritik öneme sahiptir. Birçok klinik çalışma, yetersiz klinik öncesi çalışmalar5 nedeniyle başarısız olmakta ve hastalar için tedavi gelişimini yavaşlatmaktadır. İnsan olmayan bir primat modeli kullanmak, insan klinik deneylerine zemin hazırlamak için tercih edilen bir klinik öncesi model olsa da, zahmetli, maliyetli ve kolay erişilebilir değildir. Yenidoğan domuz yavrusu modeli, yenidoğan bakımına benzer ilaç ve ekipmanların kullanılmasıyla, klinik yenidoğan yoğun bakım ortamını taklit ederek klinik çeviri için gelişmiş fizibiliteye yol açması açısından avantajlıdır. Ayrıca, domuz akciğerlerinin bağışıklık sistemi, makrofajların lipopolisakkaritlere (LPS) 11,12 ve nitrik oksit13 üretimine tepki vermesiyle, toll benzeri reseptör 410'un genetik varyansının% 80'inden fazlasını paylaşan insanlarınkine çok benzer 6,7,8,9 - insan akciğerindeki iltihaplanmaya potansiyel katkıda bulunanlar 14. Ayrıca, domuz kaynaklı akciğer yüzey aktif maddesi, erken doğan bebeklerde akut akciğer hastalığı için kullanılan klinik olarak kanıtlanmış bir tedavidir15.

Bu protokol, Amerikan Toraks Derneği ALI kriterleri16,17,18 doğrultusunda tutarlı, standartlaştırılmış ve çevrilebilir sonuçlarla yeni doğan domuz yavrularında yeni bir günlük büyük hayvan çok vuruşlu akut akciğer hasarı (ALI) modelinin oluşturulmasını sunar. Yetişkin domuzlarda akciğer hasarını indüklemek için yüksek basınçlı ventilasyon ve ardından LPS veya diğer toksik maruziyet ile yüzey aktif madde tükenmesi için tekrarlanan salin akciğer lavajları kullanılmıştır18. Bununla birlikte, yenidoğan domuz yavrularında bulunan benzer modeller azdır19,20. Bu protokol, hiperoksik ve yüksek basınçlı ventilasyon altında uyarlanmış bir yüzey aktif madde tükenmesi akciğer lavajları 21,22,23 protokolü ve ardından doğrudan akciğere aşılanan LPS kullanılarak bir inflamatuar tetikleyici ile akciğer hasarının nasıl indükleneceğini açıklar. Bu model, indüklenen akciğer hasarından sonra lokal (intratrakeal - IT) veya sistemik (intravenöz - IV) olarak tercih edilen bir tedavinin uygulanması için hazırlanmıştır ve etkisi 5 saat boyunca izlenir. Genel çerçeve, prematüre bebek akciğerlerinin durumunu yakından taklit eder. Yüzey aktif madde tükenmesi, doğumda yüzey aktif madde eksikliği ile işaretlenen solunum sıkıntısı sendromunu yeniden yaratır. Bu rahatsızlık, barotravma, atelektotravma ve yüksek düzeyde oksijen ve mekanik ventilasyon gerektiren oksijenasyon sorunları ile ilişkili olabilir. Son olarak, erken doğmuş bebeklerin çoğu, bu domuz yavrusu modelinde LPS uygulamasıyla kopyalanmaya çalışılan özellikler olan koryoamniyonit veya enfeksiyon nedeniyle inflamatuar bir ortamda doğar. ALI'nin bu çok isabetli modeli, insan erken akciğerinin karşılaştığı benzer klinik uyaranlar yaratır ve bu, erken BPD patojenik süreçleri ve etkili klinik çeviri için potansiyel tedavi dağıtım optimizasyonu hakkında paha biçilmez bilgiler sunar24.

Protokol

Tüm deneyler, bölgesel Hayvan Bakım Komitesi ve Hayvan Bakım ve Veterinerlik Servisi (protokol OHRIe-3731) tarafından onaylandıktan sonra ulusal ve kurumsal düzenlemelere (https://ccac.ca/en/guidelines-and-policies/) uygun olarak sertifikalı personel tarafından gerçekleştirilir. Bu model için Yorkshire, Landrace ve Duroc melez cinsi olan 0-3 günlük her iki cinsiyetten yeni doğan domuz yavruları kullanıldı. Deneyin tüm uzunluğu boyunca kullanılan hazırlık, anestezi, sıvı ve ilaç yönetimi ve izleme (1-3), çok isabetli akciğer hasarını indüklemeden önce bir stabilizasyon periyodu (5) dahil olmak üzere cerrahi prosedürler (4) için adımların (parantez içinde tanımlanan adım numarası) ayrıntılı açıklaması (7), ötenazi ve deneyin tamamlanması (10) ile biten yaralanma sonrası gözlem ve idame ventilasyonu (6, 8) sağlanır. İntratrakeal tedavi için isteğe bağlı standart bir prosedür de sunulmaktadır (9). Çiftlikten deneyin sonuna ve numunelerin toplanmasına kadar geçen toplam süre yaklaşık 12-15 saattir. Bu çalışmada kullanılan reaktifler ve ekipman Malzeme Tablosunda listelenmiştir.

1. Deneysel hazırlık

  1. Domuz yavrusu gelmeden önce monitörleri ve ventilatörü açın ve kalibre edin. Deney sırasında devam eden veri kaydı için hafıza kartlarının monitöre takılı olduğundan emin olun.
  2. Ventilatörü 15 cmH2O tepe inspiratuar basıncı (PIP), 6 cmH2O pozitif ekspiratuar son basınç (PEEP), 8 L / dak inspiratuar akış, 30 / dak solunum hızı (RR), 0,4 s inspiratuar süre (Tinsp), solunan oksijen fraksiyonu (FiO 2) 1,0 ve yeni bir ventilasyon devresi ve nemlendirici takın.
  3. Steril cerrahi paketler, örtüler, sarf malzemeleri (ilaçlar dahil - Malzeme Tablosuna bakın), kateterler ve basılı CRF'yi hazırlayın. Araştırma ekibinin gerekli gördüğü şekilde ameliyat odası sıcaklığını 25 °C veya daha yükseğe çıkarın. Isıtıcı battaniyeyi/su yatağını 39 °C'ye getirin. Ek sıcaklık regülasyonu gerekiyorsa kullanıma hazır bir cebri hava ısıtma sistemi hazırlayın.
  4. Akciğer lavajlarını hazırlamak için 1 L torba normal salini ılık su banyosuna (39 °C) koyun.
  5. İlaç infüzyon pompalarını (ketamin ve propofol) kurun ve sıvı pompalarına yeni oda sıcaklığında Laktatlı Ringer ve Dekstroz torbaları ekleyin.
  6. Domuz yavrusu, yerel çiftlikte dişi domuzla birlikte kalır ve bir araştırma ekibi üyesi tarafından alınana kadar ona ücretsiz erişime sahiptir. Cinsiyeti, yaşı, yavru büyüklüğünü ve doğum zamanını not edin.
    NOT: Onaylı bir üniversite taşıma aracında, kalifiye şoförlü, taşıma boyunca deneyimli bir ekip üyesi hazır bulunur. Domuz yavrusu, domuz yavrusunun güvenli, özgürce hareket etmesine ve sınırsız bir şekilde uzanmasına izin veren büyük, kapalı yumuşak bir taşıyıcıya yerleştirilir (gerekirse battaniyelere sarılmış sıcak su kauçuk ısı yastığı ile). Bu, domuz yavrusunun bu rahatlatıcı ortamda sakin kalmasını (genellikle uykuya dalmasını) sağlar. Domuz yavrusunu içeren taşıyıcı, emniyet kemeri kullanılarak yerine sabitlenir. Ekip üyesi, domuz yavrusunu yumuşak bir şekilde sakinleştirme ve domuz yavrusunun stres seviyesini minimumda tutmak için yüksek seslerden kaçınma rolüne sahiptir.
  7. Araştırma kurumuna vardığınızda, gürültüyü minimumda tutun ve anestezi burun konisini yüzüne yerleştirirken domuz yavrusunu nazikçe tutun.

2. Hayvan hazırlama

NOT: Bu bölüm anestezinin indüksiyonunu ve sürdürülmesini içerir (kurumsal olarak onaylanmış protokolleri takip ederek).

  1. Burun konisini yerine yerleştirirken izofluran olmadan O2 akışını başlatın. Domuz yavrusu sakinleştiğinde, izofluranı başlatın ve %3 izofluran uygulanana kadar (yaklaşık 60 s) artırın. Solunumu dikkatlice izleyin ve izofluranı buna göre ayarlayın.
  2. Domuz yavrusunun tepkisizliğini sert bir ayak parmağı çimdiklemesiyle doğrulayın.
  3. Domuz yavrusu yanıt vermediğinde, uygun ilaç dozu için tartın ve ölçün.
  4. Analjezi için Buprenorfin HCL'yi (0,04 mg/ kg) kas içi (IM) yolla, arka bacağa 25 G'lik bir iğne ile enjekte edin.
  5. Nabız oksimetresini sağ üst tırnağa (pre-duktal), non-invaziv kan basıncı manşonuna (femoral arter kanüle edilene kadar) ve EKG uçlarına takın.
  6. Her iki kulağa 24 G anjiyokatlar yerleştirin. Tuzlu suyla yıkanmış 6" uzatma setlerini 4 musluklarla takın. Pozisyonel tıkanıklığı önlemek için kulağı bir dil bastırıcı ile destekleyin.
  7. Üreticinin talimatlarına göre kalibre edilmiş bir şeker ölçüm cihazı ile kan şekeri (KŞ) ölçümü için takılan kulak kateterinden kan alın.
  8. D5W infüzyonunu intravenöz olarak (IV) 5 mL/kg/saat hızında başlatın ve 4-5 mmol/L'lik bir KŞ seviyesini hedeflemek için kan şekeri seviyelerine göre ayarlayın.
  9. İkinci kulak damarına bolus analjezi / anestezi enjeksiyonları uygulayın.
    NOT: Bu ilaçların özelliklerinin ve yan etkilerinin kritik bir şekilde anlaşılması, optimal ve güvenli kullanımları için gereklidir.
    1. Birden fazla küçük hacimli bolusta uygulanan 2 mg/kg IV seyreltilmiş ketamin (10 mg/mL) bolus ve 5 mg/kg IV propofol (10 mg/mL,% 1) bolus uygulayın. Bir bolus propofolden sonra apne oluşma olasılığına dikkat edin. Domuz yavrusu sert ayak parmağı sıkıştırma testine yanıt vermeyene ve sürekli propofol infüzyonu sağlanana kadar propofol boluslarının (toplam 5 mg / kg) dikkatli bir şekilde uygulanmasına devam edin.
    2. İzofluranı bırakın (IV propofol infüzyonu başlatıldıktan sonra) ve deneyin geri kalanı boyunca sürekli IV anestezi ile devam edin.
  10. Anestezinin stabil cerrahi derinliğine ulaşmak için geri çekilme refleksi de dahil olmak üzere, kalp atış hızı ve kan basıncına dayalı dikkatli bir titrasyon ile aşağıdaki anestezik rejimin sürekli infüzyonuna başlayın:
    1. Propofol (10 mg/mL) 10-30 mg/kg/saat (1-3 mL/kg/saat'e eşdeğer) IV.
    2. Ketamin (100 mg/mL) 5-10 mg/kg/saat (0.05-0.1 mL/kg/saat'e eşdeğer) IV.
      NOT: Analjezi / anestezi infüzyon hatları, D5W infüzyonunun karşı kulak kateterine bağlanır. Uygun destek ve homeostazı sağlamak için toplam sıvı alımına ve ortam sıcaklığına ayarlama yapılması gerekebilir.

3. Sıvılar, ilaçlar ve izleme

NOT: Bu bölüm, hidrasyonun, glikoz tedarikinin, analjezi/anestezinin nasıl sürdürüleceği ve deneysel verilerin, endişelerin veya sorunların uygun şekilde gözden geçirilmesinin nasıl sağlanacağı hakkında bilgi sağlar.

  1. Homeostaz için toplam kombine sıvı (LRS ve D5W) IV infüzyon hızının genellikle 5-8 mL/kg/saat olduğundan emin olun.
    1. D5W'yi kulak venöz kateterine 5-10 mL/saat hızla uygulayın (arteriyel kan şekeri (KŞ) değerlerine göre saatlik olarak ayarlanır - hedef 4-5 mmol/L).
    2. Sıvı homeostazını korumak için LRS'yi femoral venöz kateter yoluyla 1-6 mL/kg/saat hızında uygulayın. Hem arteriyel hem de venöz erişimin pıhtılaşmasını önlemek için, dönüştürücüye basınçlı heparinize bir NS infüzyon torbası takın ve basıncı 250-300 psi arasında tutun.
    3. Ameliyat boyunca ve stabilizasyon periyoduna (adım 5.1) başlamadan ve kas gevşemesini indüklemeden önce uygun genel anestezik derinlik ve analjezi sağlayın.
  2. Farklı parametrelerin izlenmesi (deney boyunca bir kişi için tam zamanlı iş).
    NOT: Yaşamsal belirtilerin, ventilatör ayarlarının, müdahalelerin, alınan numunelerin, ilaçların, doz ve sürelerle birlikte önceden hazırlanmış basılı bir CFR'de izlenmesi ve belgelenmesi (bkz. Ek Dosya 1) tüm deney boyunca. Basınç monitöründen ve ventilatörden kaydedilen sürekli veriler, daha sonra analiz edilmek üzere deneyin sonunda kaydedilir.
    1. Oksijen doygunluğunu izleyin (SpO2) - preduktal (sağ üst toynak) nabız oksimetresi sinyalini sağlayın.
    2. Kalp atış hızını (HR) izleyin - EKG uçlarını domuz yavrusuna takın.
    3. Sıcaklığı izlemek için yağlanmış rektal termometreyi 3-4 cm derinliğe yerleştirin ve bantla kuyruğa sabitleyin. Isıtma yastığını ve ortam oda sıcaklığını (25 °C) ayarlayarak domuz yavrusunun rektal sıcaklığını 38-39 °C'de tutun. Elektrikli bir ısıtma kaynağı kullanıyorsanız, yanıkları önlemek için domuz yavrusu ile ısıtma matı arasına fazladan bir battaniye yerleştirildiğinden emin olun.
      NOT: Sıcaklık homeostazı yeterince sağlanamazsa, cebri hava ısıtma sistemi (domuz yavrusunun üzerine yerleştirilmiş bir battaniye gibi) gibi ek bir ısıtma kaynağı kullanın.
    4. Kan basıncı için, ameliyat sonrasına kadar uygun boyutta bir manşetle non-invaziv izleme yapın, ardından ortalama arter basıncı (MAP) ve santral venöz basınç (CVP) dahil olmak üzere invaziv kan basıncını belirleyin ve CRF'yi belgeleyin.
      NOT: Doğru okumalar için arteriyel ve venöz dönüştürücü kubbelerinin kalp seviyesinde yerleştirildiğinden ve sıfırlandığından emin olun.
    5. Santral arteriyel veya venöz kateter yoluyla önceden belirlenmiş zaman noktalarında kan örneklemesi yapın. Deney boyunca ventilasyonu ve metabolik kontrolü yönetmek için taşınabilir bir kan analizörü (minimum pH, PCO2, PO2, HCO3, BE, BG, laktat, kreatinin, Na, K, Cl - CRF'de not edilecektir) kullanarak 0,1 mL heparinize arteriyel kanın kan gazı analizini gerçekleştirin.
    6. Gelecekteki deney ve analizler için biyolojik örnekleme yapın: çalışma amaçlarına göre deney protokolü sırasında ilgili zaman noktalarında devam eden tam kan, plazma ve idrarı toplayın. Ayrıca, çalışmanın amaçlarıyla ilgili olarak bronkoalveoler lavaj sıvısı (BALF), akciğer dokusu ve diğer dokular16,17 dahil olmak üzere son nokta örneklerini toplayın.
      1. İyatrojenik anemi ve hipovolemiyi sınırlayın:
        1. Bir şırıngada yavaşça (ölü boşluk hacminin üç katına eşdeğer) kan alın, bir kenara koyun ve enflamatuvar ve oksidatif stres belirteçleri gibi gelecekteki deneysel analizler (0.4-1.5 mL)25 için yeterli hacim çekin. Numune hacimlerini domuz yavrusunun vücut ağırlığına, hemoglobin seviyesine ve stabilitesine göre uyarlayın.
          NOT: Ölü boşluk kanı hayvana geri verilir ve hat, kan hattını temizlemek için en azından kan örneklemesi için alınan eşdeğer hacimde (kan gazı ± gelecekteki deneyler için kan) salin ile yıkanır ve kan pıhtısı nedeniyle olası tıkanmayı sınırlar.
    7. Tüm hayati değerleri ve ventilasyon parametrelerini her 15-30 dakikada bir düzenli aralıklarla, anestezi ve ameliyat indüksiyonu sırasında veya domuz yavrusu stabil değilse CRF'ye kaydedin.
    8. Deney boyunca anestezinin başlangıcından itibaren ilaçlardaki değişiklikleri, başlangıç ve bitiş zamanını ve ayrıca doz değişikliklerini not ederek not edin.
    9. Başlangıçta düzenli bir sıklıkta geri çekilme refleksi için ayak parmağı/koroner bant sıkışmasını değerlendirerek anestezi derinliğini değerlendirin. Tam kas gevşemesi sağlandığında, sürekli anestezi derinliği değerlendirmesi için kalp atış hızını ve kan basıncını izleyin.
    10. Deney boyunca başka hiçbir şey belirtilmemişse aşağıdakileri hedefleyin: HR: 120-180 bpm, MAP: 50-80 mmHg, CVP: 3-10 cmH2O, Vücut ısısı: 38-39 °C, BG: 4-5 mmol/L, PaCO2: 35-45 mmHg, RR'yi ayarlayın (maks. 60 nefes/dak), Gelgit hacmi (VT): 7 mL/kg, PIP'yi ayarlayın.

4. Cerrahi prosedür (Süre: ~30-40 dk)

  1. Ameliyat sırasında havalandırmayı koruyun.
    1. RR'yi 30 nefes/dk'da tutun, pip ile ayarlanan 10 mL/kg'da ekspiratuar VT'yi, 6 cmH2O sabit PEEP'i, 0,4 sn'lik Tinsp ve 1,0'da FiO2'yi hedefleyin.
  2. Trakeotomi için boyunda ve femoral damar erişimi için kasıkta standart ovma teknikleri kullanarak tercih edilen aseptik cilt peelingi yaparak steril bir alan oluşturun.
    1. Boyun kesisini gerçekleştirin.
      1. Krikoid kıkırdak ile sternal çentik (yaklaşık 10 cm boyutunda) arasında bir neşter ile boyunda cilt kesisi yapın. Trakeayı izole etmek için künt diseksiyon kullanın.
      2. Trakeanın altına iki adet 12 inçlik göbek bağı geçirin.
      3. Trakeal halkalar ile trakeanın en ön kısmı arasında, krikoid kıkırdağın hemen altında 5 mm'lik bir kesi yapın. Endotrakeal tüpü (ETT) yerleştirin. İlk düğümü kesiye en yakın trakeanın üstüne atın.
      4. ETT manşetini şişirin, manşet kravat tarafından durdurulana kadar ETT'yi yavaşça geri çekin. İlk bağı sıkın ve ikinci bağı ETT'ye sabitleyin. Bu yöntem, simetrik ve iki taraflı nefes seslerinin oskültasyonu ile doğrulanan ucun karinanın üzerinde olmasını sağlar.
        NOT: Kraniyal sağ lob bronş, trakeanın çatallanmasının proksimalinde ortaya çıkar. ETT çok derine yerleştirilirse bu bronşun tıkanmasına karşı dikkatli olun. Havalandırmayla ilgili sorunlar veya ani değişiklikler meydana gelirse tüpü ayarlamayı düşünün. Vagosempatik gövde ve gırtlak sinirleri boynun bu bölgesinde bulunur. Bu sinirlerin uyarılmasını veya yaralanmasını önlemek için özen gösterilmelidir.
    2. Kasık kesisini gerçekleştirin.
      1. Femoral arteri palpe edin, sağ kasıkta neşter ile yüzeysel bir cilt kesisi yapın (yaklaşık 8-10 cm).
      2. Femoral arter ve veni izole etmek için künt diseksiyon kullanın.
      3. Femoral arter ve venin her birinin altına iki dikiş (3.0 ipek) geçirerek onları izole edin26. Yerleştirilecek kateterleri hazırlayın.
        1. Sağ femoral ven kateterizasyonu için, herhangi bir kan akışını tıkamak için her iki dikişi de kaldırın. Önerilen yerleştirme bölgesinin distalindeki femoral veni bağlayın.
          1. Kateteri tam olarak yerleştirin, stile hafifçe geri çekin ve kateteri yerine sabitlemek için distal bağı bağlayın. Stileyi çıkarın ve 6 inçlik uzatma setini salinle doldurulmuş üç bir muslukla takın.
          2. Kateteri sabitlemeden önce, açıklığı sağlamak için az miktarda kanı geri çekin. Proksimal sütür bağını kullanarak kateteri damara sabitleyin ve kateterin kaymasını önleyin.
          3. Bakım sıvısının verilmesi ve ilaçların infüzyonu için ikincil portu takın. Merkezi venöz basınç için birincil portu takın.
        2. Sağ femoral arter kateterizasyonu için, femoral arter üzerinde 4.2.2.3.1.1 ila 4.2.2.3.1.3 adımlarında açıklanan damar için aynı adımları kullanın.
          1. İnvaziv kan basıncı izleme için 3 vananın ilk portunu takın ve kasık ve boyun kesilerini cerrahi zımbalarla kaybedin.
    3. İdrar erişimi için suprapubik mesane kateteri yerleştirmeyi gerçekleştirin.
      1. Mesane yüzeysel olarak alt karın bölgesinde, orta sagital çizginin biraz solunda bulunur. Karnı aseptik teknikle temizleyin.
      2. Karın duvarına paralel, kraniyal olarak en alttaki meme ucu çiftine (göbek deliğinin 5-6 cm altında) steril bir 18 G anjiyo-kateter (2") yerleştirin, bir elinizle göbeğe doğru işaret ederken, stabilize etmek ve biraz daha büyütmek için mesanenin her iki tarafına hafif bir baskı uygulayın (suprapubik aspirasyon için isteğe bağlı protokol başka bir yerde bulunabilir27).
      3. İdrar akışı onaylandıktan sonra, konumunu sabitlemek için kateteri karına bantlayın. Katetere geniş çaplı bir uzatma seti takın. Distal ucu hayvanın altına yerleştirilmiş 50 mL'lik bir tüpe yerleştirin.

5. Stabilizasyon ve ameliyat sonrası standardize akciğer alımı (Süre: ~30-60 dk)

NOT: Stabilizasyon, tüm cerrahi prosedürler tamamlandığında başlar. Kas gevşemesinden önce yeterli analjezi/anestezik derinlik önemlidir, çünkü MAP ve HR gibi hayati değerlerin normal aralıkta olmasını ve geri çekilme reflekslerinin olmamasını sağlar. MAP ve HR, uygun anestezi derinliğini sağlamak için protokol boyunca sürekli olarak izlenecektir.

  1. Roküronyum (0.3 mg / kg) bolus IV (kulak damarı D5W erişimi yoluyla ) uygulayın ve akciğer açma manevrasından önce kas gevşemesi için sürekli bir roküronyum (5.5 mg / kg / saat) infüzyonu başlatın. Bu infüzyon, lavaj prosedürünü standartlaştırmak ve ventilatör ile asenkronizmi önlemek için deney süresince devam edecektir.
  2. Standart bir akciğer açma manevrası yapın.
    1. PEEP'in kademeli olarak artması: PEEP 6 cmH2O'dan başlayın, PEEP 10cmH2 O elde edilene kadar her dakika 1 cmH2O yukarı çıkın. VT 10 mL/kg'ı korumak için PIP'yi ayarlayın.
    2. VT 10mL/kg'ı korurken PEEP 6 cmH 2 O'ya ters şekilde (adım 5.2.1'de olduğu gibi) dönmeden önce 2 dakika PEEP 10 cmH2O'da kalın.
    3. PEEP 6 cmH2O üzerinde VT 10 mL/kg'da stabil olduğunda, solunum ayarlarını, fizyolojik parametreleri kaydedin ve arteriyel kan gazı alın (CRF'de VT 10 mL/kg zaman noktası ).
      1. PaO2'nin >400 mmHg olduğundan emin olun (sağlıklı akciğerleri olan bir hayvanda hiperoksiye beklenen yanıt). FiO2 1.0, bir inklüzyon kriteri olarak hiperoksiye uygun bir yanıt sağlamak için deneyin ilk aşamalarında kullanılır.
      2. Buna ulaşılamazsa:
        1. Endotrakeal tüpün konumunu, ventilatör ayarlarını, oksijen dağıtımını ve uygun kan örnekleme tekniğini kontrol edin. Uygun alımı sağlamak için akciğer açma manevrasını bir kez tekrarlayın.
        2. Hala iyileştirilmemişse, hayvanı hariç tutun ve akciğerin potansiyel içsel sorunu (önceki deneysel olmayan maruziyetten kaynaklanan sağlıksız akciğer - yani çiftlikte) nedeniyle derhal ötenazi yapın (kurumsal olarak onaylanmış protokolleri izleyerek).
      3. PaCO2'yi 35-45 mmHg arasında tutmak için RR'yi ayarlayın.
      4. FiO 2 1.0 ve PEEP6 cmH2O tutarak VT 7 mL/kg'a ulaşmak için PIP'yi düşürün.
      5. Stabilizasyondan sonra, arteriyel ve venöz kan gazı dahil olmak üzere fizyolojik parametreler ve örneklerle birlikte CRF sayfasına VT 7 mL/kg için zaman noktası başlangıç okumalarını kaydedin. Stabilizasyon, adım 3.2.10'da olduğu gibi yaşamsal belirtileri ve şu kan gazı değerlerini içerir: PaO2: 400-500 mmHg, PaCO2: 35-45 mmHg, pH: 7.35-7.45, BG: 4-5 mmol/L.

6. Kontrol hayvanları için havalandırma

  1. 7 mL/kg tidal hacim, 6 cmH2O PEEP ve 1.0 FiO2 ile hacim kontrollü ventilasyon kullanın. Kontrol hayvanlarında akciğer hasarına neden olmayın (yani, yüzey aktif madde tükenmesi veya endotoksin damlatma işlemi yapmayın).
  2. Deney hayvanlarında akciğer hasarını indüklemek için gereken ortalama süreye uyması için yaklaşık 90 dakika ventilasyona devam edin (bkz. adım 7 ve Şekil 1). Bu sürenin sonunda doğrudan 10. adıma geçin.

7. Akut akciğer hasarının indüksiyonu (çoklu vuruş modeli)

  1. Yüzey aktif madde tükenmesi gerçekleştirin (Süre: 1-2 saat)
    1. Akciğer lavajına başlamadan önce aspirasyon aparatını açın ve kullanıma hazır olduğundan emin olun. Lavaj toplama kovasını yerine yerleştirin. Lavaj sırasında sızan ve geri kazanılan tüm sıvıyı yakalamak için emici pedleri hayvanın başının altına ve ameliyat masasının altına yerleştirin.
      1. Lavajdan önce ve sonra pedleri tartın. Ventilatörü PEEP 5 cmH2O, PIP 25 cmH2O, RR 25/dak ve FiO2 1.0 olarak ayarlayın. Lavaj prosedürü boyunca bu basınç kontrollü ventilasyon ayarlarını koruyun. Tam lavaj sırasında VT'nin yaklaşık %35-%45 oranında azalmasını bekleyin.
    2. Ventilasyon devresini ETT'den ayırın ve lavaj hunisi aparatını takın (bkz. Ek Dosya 1).
    3. NS'yi domuz yavrusunun yaklaşık 30 cm yukarısında tutulan huniye nazikçe dökerek akciğerlere 30 mL/kg ılık izotonik salin (NS) damlatın.
    4. Mekanik bir "sıkma" sağlamak için yan tarafa iki taraflı bastırarak göğüs kafesine masaj yapın. Salinin akciğerlere taşınmasına ve lavaj aparatı içinde dolaşmasına yardımcı olun. Masajlar arasında 2-3 saniye bekleyin.
      NOT: Yetersiz yüzey aktif madde çıkarılmasını veya venöz dönüşün bozulmasını önlemek için çok hızlı veya çok yavaş masaj yapmaktan kaçının. Lavaj turu başına 30 saniyeyi aşmayın.
      1. Huniyi domuz yavrusunun altına indirerek lavaj sıvısını çıkarın. Sıvının zemindeki toplama kovasına akmasını sağlamak için huniyi ETT'den hafifçe ayırın.
      2. Aktif emiş işlemini 10 saniyeden fazla yapmayın. Sıvı drenajını kolaylaştırmak için göğüs kafesi masajına devam ederken aspirasyon kateterini ETT'ye yerleştirin. MAP ve HR'yi izleyin ve parametrelerden herhangi biri önemli ölçüde düşerse havalandırmayı erkenden yeniden takın.
      3. Ventilasyon devresini tekrar bağlayın. ETT'de fazla sıvı kalırsa, ikinci bir emme yapın.
    5. Stresi ve hoşgörüsüzlük riskini azaltmak için domuz yavrusunun lavaj turları arasında en az 3 dakika iyileşmesine izin verin.
    6. SpO2 %100'e döndüğünde bir sonraki lavaj turuna başlayın. SpO2 %100'e dönmezse, SpO 2 stabilize olduktan sonra PaO2'yi kan gazı yoluyla kontrol edin
      1. PaO2 >100 mmHg ise - akciğer lavajlarını tekrarlayın (7.1.2-7.1.6 adımları).
      2. PaO2 <100 mmHg ise - lavaj havalandırma ayarlarını korurken 15 dakika bekleyin, ardından kan gazı analizini tekrarlayın.
      3. PaO2 >100 mmHg ise - lavaja devam edin ve yaralanma derecesini yeniden değerlendirmek için adım 7.1.6'ya geçin.
    7. PaO2 15 dakika boyunca <100 mmHg kaldığında yüzey aktif madde tükenme hasarının elde edildiğini doğrulayın. Lavajı durdurun ve bir sonraki adıma geçin.
  2. İntratrakeal endotoksin aşılayın (Süre: 15 dk)
    1. NS'de 3 mL'lik bir şırıngada toplam 2 mL hacme seyrelterek Escherichia coli'den (1.5 mg / kg) lipopolisakkarit (LPS) hazırlayın.
      NOT: Suş ve dozu uygun şekilde seçin, etkilerdeki suşa bağlı potansiyel varyasyonu kabul edin.
    2. Son akciğer lavajından sonra 15 dakika bekleyin, ardından domuz yavrusu sırtüstü pozisyondayken LPS'yi intratrakeal (IT) olarak aşılayın.
    3. Aşağıdaki adımları kullanarak atelektatik akciğerde homojen LPS dağılımını iyileştirin:
      1. Valfli yan porttan bir kateter yoluyla eşzamanlı ventilasyon ve LPS uygulamasına izin vermek için standart ETT ucunu bir Y-port adaptörüyle değiştirin.
      2. 1 dakika boyunca 10 cmH2O PEEP uygulayın. VT'yi 7 mL/kg'da tutmak için PIP'yi ayarlayın ve RR'yi 40 nefes/dk'ya ayarlayın.
      3. Yan porttan ETT'ye önceden ölçülen bir derinliğe kadar bir kateter yerleştirin, böylece uç ETT'nin 1-2 mm ötesine uzanır.
      4. LPS'yi kateter yoluyla enjekte edin. Tam iletimi sağlamak için kateteri 1 mL NS ve ardından 9 mL hava bolusu ile yıkayın.
      5. Kateteri çıkarın ve yan portu kapatın.
      6. LPS uygulamasından sonra 3 dakika boyunca PEEP 10 cmH2O ile ventilasyona devam edin (VT 7 mL/kg'ı korumak için PIP'yi ayarlayın).
      7. İstenmeyen akciğer dokusu alımını tersine çevirmek için ventilatör devresini ETT'den 30 saniye ayırın.
      8. Bağlantı kesilmesi sırasında, VT 7 mL/kg'ı korumak için ventilatör ayarlarını FiO2 0,5, PEEP 6 cmH2O, PIP olarak ayarlayın ve 35-45 mmHg PaCO2 elde etmek için RR'yi 40-60 nefes/dk'ya yükseltin.
      9. VT 7 mL/kg'da stabilize edildikten sonra, Zaman Noktası 0 saatlik fizyolojik ölçümleri kaydedin ve CRF sayfasını tamamlayın. RR'yi PaCO'ya göre ayarlayın2 kan gazı analizinden.

8. Gözlem süresi boyunca havalandırma (Süre: ~6 saat)

  1. 0,5'te FiO2 ve 6cmH2O'da PEEP ile hacim kontrollü ventilasyona geçin. VT'yi 7 mL/kg'da tutmak için PIP'yi gerektiği gibi ayarlayın (maksimum PIP ayarlamayın). Normal PaCO2'yi korumak için RR'yi maksimum 60 nefes/dk'ya kadar ayarlayın.
  2. Deneyin geri kalanında RR ayarlamalarına rehberlik etmek için saatlik kan gazı ölçümlerini kullanın. VT'yi 7 mL/kg'da tutmak için PIP'yi sürekli olarak ayarlayın.
  3. Bu havalandırma parametrelerini, 6 saatlik gözlem süresinin tamamı boyunca hem kontrol hem de çok vuruşlu hayvanlara eşit şekilde uygulayın (bkz. Şekil 1).

9. Tedavi prosedürü - isteğe bağlı (Süre: ~10-20 dakika)

  1. Potansiyel müdahale çalışmaları için, terapötik ajanı intratrakeal (IT), intravenöz (IV), subkutan, intramüsküler veya intranazal gibi klinik olarak ilgili bir yoldan verin. Deneysel tasarıma göre tedavinin zamanlamasını seçin. Herhangi bir tedavi uygulanmazsa, 10. adıma geçin. BT yönetimine bir örnek aşağıda verilmiştir:
    1. Domuz yavrusunu sağ yanal yaslanmışlığa yerleştirin.
    2. PEEP'i 6cmH2O'de tutun. 7 mL/kg'lık bir VT elde etmek için PIP'yi ayarlayın.
    3. Kateteri önceden belirlenmiş uzunlukta valfli yan porta yerleştirin (adım 7.2.3.3'te açıklandığı gibi). Müdahalenin amaçlanan dozunun veya hacminin yarısını damlatın. 1 mL NS bolusu ve 9 mL hava ile takip edin. Bolus enjeksiyonunu takiben ventilasyon tıkanıklığı riskini en aza indirmek için toplam hacmi 2,5 mL / kg ile sınırlayın.
    4. Havalandırma sızıntısını önlemek için valfli yan portu kapakla kapatın.
    5. Domuz yavrusunu sol yanal yatık konuma getirin ve 9.1.3-9.1.4 adımlarını tekrarlayın.
    6. Domuz yavrusunu sırtüstü pozisyona getirin. VT'yi 7 mL/kg'da tutmak için PIP'yi ayarlayın.
    7. 8. adımda açıklandığı gibi havalandırmaya devam edin.

10. Ötenazi ve deneyin tamamlanması

  1. Gözlem süresi boyunca 6 saatlik ventilasyondan sonra son fizyolojik kayıtları ve numune koleksiyonlarını gerçekleştirin (adım 8).
  2. Hayvana bolus olarak uygulanan 120 mg / kg Pentobarbital Sodyum IV (240 mg / mL) ile ötenazi yapın (kurumsal olarak onaylanmış protokolleri izleyerek).
  3. Hayati belirtilerin (kalp atışı, kan basıncı ve nefes alma) olmadığı bir hayvanın ölümünü sağlayın. Ölümün doğrulanması için bir stetoskop ile kalp atış hızı ve nefes seslerinin olmaması için oskültasyon yapın. Ölüm, kalp ve akciğerin terminal doku toplanmasıyla daha da doğrulanır.
  4. Gelecekteki deneyler için daha fazla biyokimyasal, moleküler ve/veya histolojik analiz14,17 için doku örneklerini ve vücut sıvılarını toplayın.
  5. İzleme ekipmanındaki ve ventilatördeki tüm verileri kaydedin, yedek kopyaların yerel sürücüye ve paylaşılan sürücüye yüklendiğinden emin olun ve tüm ekipmanı kapatın.
  6. Tüm kesici aletleri/biyolojik olarak tehlikeli maddeleri yerel politikaların belirttiği şekilde atın.
  7. Tüm yüzeyleri tercih edilen antiseptik ürünle temizleyin.
  8. Tüm aletleri yıkayın ve gece boyunca kurumaya bırakın.

Sonuçlar

Bu modelin son noktaları, fizyolojik, histolojik, enflamatuar ve alveolar-kılcal bariyer değişikliklerini içeren ALI için Amerikan Toraks Derneği kriterleri (en az 3/4) ile uyumludur16,17. Çalışmaya bağlı olarak ve bu modeli uygulamak isteyen her araştırma grubunun takdirine bağlı olarak başka son noktalar da dahil edilebilir. Orta derecede akciğer hasarı, arteriyel kandaki oksijenin kısmi fraksiyonunun solunan oksijen fraksiyonuna oranı olarak tanımlanır (PaO2 /FiO 2, P / F oranı olarak da bilinir) 200 mmHg'< ve şiddetli < 100 mmHg17. Oksijen indeksi (OI) aşağıdaki formül kullanılarak hesaplanır: OI = (ortalama hava yolu basıncı (mAWP) * %O2)/PaO2 ve 8-16 arasındaki değerler orta derecede yaralanma28 olarak sınıflandırılır. Kontrol hayvanlarıyla karşılaştırıldığında, çok isabetli hayvanlar, bozulmuş oksijenasyon indeksleri, P/F oranları ve azalmış solunum sistemi kompliyansı nedeniyle ciddi ila orta derecede akciğer hasarı gösterdi (Şekil 2). 5 modaliteli histolojik akciğer hasarı skoru16,17 (Şekil 3) kullanıldığında, alveolar ve interstisyel boşlukta nötrofil akışı, hava boşluklarını dolduran proteinli kalıntılar ve alveolar septal kalınlaşma ile birlikte açık histolojik hasar belirtileri mevcuttu. BALF'deki nötrofil akışı, akciğer dokusunda artmış IL-6 sitokin ile birlikte inflamatuar süreçlerin bir göstergesini sağlar (Şekil 4).

figure-results-1
Şekil 1: Yenidoğan domuz yavrularında akut akciğer hasarının akış şeması. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

figure-results-2
Şekil 2: Bu protokolde sunulan çoklu vuruş yaralanmasını takiben orta ila şiddetli bir ALI gözlenir. (A,B) Burada sunulan çoklu vuruş modelinde (kırmızı çizgi) kontrole (mavi çizgi) kıyasla artmış oksijenasyon indeksi (8-12 arasında) ve düşük PaO2 / FiO2 (P / F) oranı, orta ila şiddetli akciğer hasarı ile uyumlu olarak elde edilir. (C) Çok isabetli hayvanlarda akciğer fonksiyonu bozulur, burada solunum sistemi uyumunda %>50 azalma olarak gösterilmiştir. Hayvan sayısı (N): kontrol (N = 5) ve çoklu vuruş (LPS suşu O55:B5, 1.5 mg/kg) (N = 3). Kullanılan tüm değerler ± SD anlamına gelir. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

figure-results-3
Şekil 3: Çok vuruşlu ALI modeli, heterojen bir histolojik yaralanma gösterir. (A,B) Tercihen çok vuruşlu akciğerin posterior santral yönünü etkileyen yamalı akciğer hasarının makroskopik kanıtı gözlenir. (C,D) Hematoxylin ve Eosin (H&E) boyalı akciğer kesitlerinin temsili görüntüleri (100x), alveolar ve interstisyel boşlukta nötrofilik inakış, çoklu vuruşlu akciğerde alveolar ve septal kalınlaşma gösterir. (E,F) H&E boyalı akciğer bölümlerinin temsili görüntüleri (400x), yapısal bütünlüğün bozulmasını, nötrofilik infiltrasyonu ve çoklu isabetli akciğerin alveolar boşluğunda enkaz birikimini vurgular. Mavi kareler, (E,F)'deki yakınlaştırılmış alanı temsil eder. Siyah ölçek çubuğu 100 mm (C,D) ve 50 mm'yi (E,F) temsil eder. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

figure-results-4
Şekil 4: Çoklu vuruş modeli, ALI'den sonra inflamatuar bir yanıt gösterir. (A) Kontrol hayvanlarına kıyasla indüklenmiş akciğer hasarından (çoklu vuruş) 6 saat sonra bronkoalveoler lavaj sıvısındaki (BALF) toplam hücre fraksiyonunun u'inden fazlasına ulaşan nötrofillerle nötrofil akışı. (B) Proinflamatuar sitokin IL-6, indüklenen ALI'den 6 saat sonra bronkoalveoler lavaj sıvısında (BALF) ve (C) akciğer dokusunda yükselir. Hayvan sayısı (N), analiz için zaman noktasında mevcut materyale bağlı olarak değişir. BALF (B) için enzime bağlı immünosorbent testi kullanılırken, akciğer dokusu (C) için multipleks lazer boncuk teknolojisi uygulandı. Tüm değerler ortalama ± SD olarak gösterilmiştir. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Ek Dosya 1: Yenidoğan domuz yavrusu akut akciğer hasarı modeli için vaka izleme formu. Bu fle'yi indirmek için lütfen buraya tıklayın.

Tartışma

Yenidoğan domuz yavrusu ALI modeli, yüzey aktif maddenin uzaklaştırılması için akciğer lavajı (atelektotravmaya yol açan solunum sıkıntısı sendromunu taklit eder), yüksek oksijene maruz kalma (reaktif oksijen türlerine yol açar), mekanik ventilasyon (baro/volüm travması) ve ayrıca erken doğmuş bebeklerde BPD patogenezinde rol oynadığı düşünülen çeşitli bileşenleri yansıtan, inflamatuar bir uyaran olarak LPS'nin BT uygulamasını içeren çok isabetli bir modelden oluşur2. Yüzey aktif madde tükenme işlemi sırasında, yaralanmaya katkıda bulunmak için kasıtlı bir basınç ve oksijen artışı vardır. FiO2 1.0 ile hiperoksiye maruz kalma yaklaşık 3 saattir ve indüklenen akciğer hasarı fazı (yüzey aktif madde tükenmesi, lavaj ve endotoksin kurulumu) sırasında yaklaşık 90 dakika boyunca yüksek basınç eklenir. Aşırı erken doğmuş bebeklerde resüsitasyon sırasında yüksek solunan oksijen seviyeleri (yüksek FiO2 0.9'a karşı düşük FiO2 0.3), hiperoksiye maruz kalma 1 saat29'dan daha az olan daha yüksek oksidatif stres ve inflamasyona neden oldu. Domuz yavrusu modelinde yüzey aktif madde tükenmesi üzerine, akciğerler çökecek/atelektazi ile sonuçlanacak ve uygun ventilasyon ve oksijenasyon için alveolar açıklığı koruma yeteneği azalacaktır. Bu nedenle, gözlem periyodunda ayarlar azaltılsa bile, yüzey aktif madde giderimi, 7 mL/kg'lık bir gelgit hacmi elde etmek için daha yüksek basınca ihtiyaç duyulmasına neden olacaktır. Akciğerler zaman geçtikçe yüzey aktif madde üretebilecek ve devam eden yaralanma sürecinin kapsamı zamanla azalabilecektir. Bununla birlikte, ALI'nin bu yeni yenidoğan domuz yavrusu modeli, indüklenen akciğer hasarını takiben 6 saat boyunca gözlem süresi boyunca akciğer fonksiyonunda (uyum) ve oksijenasyonda (PF oranı) çok az iyileşme (Şekil 2) gösterir. Bu model, aşırı derecede erken doğmuş bebeklerin karşılaştığı en yaygın ilk doğum sonrası koşullara çok benzemektedir ve bu da onu çeviri çabaları için oldukça uygun hale getirmektedir. Model, P/F oranı28 ile tanımlanan orta (100-200 mmHg) ila şiddetli (<100 mmHg) akut akciğer hasarı oluşturur. Enflamasyon ile LPS etkisi, yaralanmadan bir ila 2 saat sonra zirve yapar30. Bu model, araştırma programlarına uyacak şekilde kullanılan gözlem veya tedavi uzunluğunu değiştirerek diğer gruplar tarafından manipüle edilebilecek bir iskele olarak kullanılabilir.

Protokoldeki kritik adımlar

Erişilebilirliğe yönelik önceliklendirmeye rağmen, bu büyük hayvan modeli karmaşık olmaya devam ediyor ve bu deneyi tamamlamak için yüksek vasıflı bir ekibin işbirliği içinde çalışmasını gerektiriyor. Protokolde ekstra dikkat gerektiren kritik adımlar var. Bu hususlar, bu karmaşık deneysel çerçevenin başarısını sağlamak için kritik öneme sahiptir.

Hayvanın taşınması

Anneden erken ayrılmanın hayvan için son derece stresli bir dönem olması beklenir, bu da potansiyel olarak kardiyovasküler stabilitenin korunamamasına ve taşıma sırasında olası ölüme yol açar. Bununla birlikte, burada sunulan taşıma protokolü (bkz. adım 3), çok sakin hayvanlara (hatta bazıları uykuya dalarak) izin vererek tam deney yapılmasına izin verdi. Maksimum taşıma uzunluğuna ilişkin net önerilerde bulunmak zor olsa da, deneyimlerimize göre domuz yavruları yaklaşık 60 dakikalık bir taşımaya rahatça dayanabildiler.

Havalandırma optimizasyonu

Ventilatörün, tam tidal hacmin akciğerlere iletilmesini sağlamak için devre uyumunu telafi edecek şekilde ayarlanması gerekir. Bu, özellikle yüzey aktif madde tükenmesi sırasında önemlidir, çünkü devrede tidal hacim kaybedilirse domuz yavrusu hemodinamik olarak kararsız hale gelebilir. Araştırmacıların, mevcut ventilatörün yenidoğan için uygun tidal hacim iletimine izin vereceğini doğrulamaları gerekiyor. Yetişkin ventilatörler genellikle uygun yenidoğan tidal hacimlerine ulaşamayacaktır. PIP, ekspiratuar tidal hacim değerlerini korumak için kullanılır (akciğer lavajı hariç, daha önce başkaları tarafından 14,19,20,21,31,32 tanımlandığı gibi bu protokolde kullanılan 7 mL/kg - sonraki bölüme bakınız). LPS uygulaması sırasında veya herhangi bir BT tedavisi için valfli bir yan porta sahip endotrakeal tüp adaptörünün standartlaştırılmış kullanımı, ventilasyon devresinden ayrılmayı önleyerek hava yolu basıncının korunmasına izin verir.

Ameliyat sonrası standartlaştırılmış akciğer işe alım stratejisi

Atelektazi, hazırlık ve cerrahi aşamalarda domuz yavrusu akciğerlerinde gelişebilir. Uygun akciğer havalandırmasını sağlamak için kas gevşemesinden sonra bir "akciğer toplama" manevrası33 verilmiştir. Açma manevrasını takiben, sağlıklı açık akciğerlerde normal hiperoksik yanıt göz önüne alındığında, arteriyel kandaki kısmi oksijen basıncının 400 mmHg'den fazla olması beklenir. Buna ulaşılamazsa, araştırmacının, optimize edilmemiş deneysel koşullar nedeniyle akciğerlerin uygun şekilde alınıp alınmadığını veya domuz yavrusunun önceden var olan bir duruma sahip olup olmadığını (örneğin, domuz yavrusu bilinmeyen maruziyetlerin meydana gelebileceği bir çiftlikten elde edilmişse) dikkate alması gerekir. Protokol, bu hedefe ulaşılıp ulaşılamayacağını görmek için işe alım manevrasının bir kez yeniden başlatılmasıyla önceki açıklamanın test edilmesine izin veriyor. İkinci kez 400 mmHg PaO2'ye ulaşılamaması durumunda, hayvanın dışlanmasını, deney sonuçlarını uygunsuz bir şekilde etkileyecek önceden var olabilecek bir durum olarak düşünün.

Yeterli sıvı ve metabolik homeostaz son derece önemlidir

Bu, yetersiz hidrasyon ve metabolik kontrol ile bağlantılı önemli kafa karıştırıcı etkileri sınırlayacaktır. Genellikle büyük bir çöpte doğan bu yeni doğan term domuz yavrularının hepsi emzirme için benzer bir fırsata sahip olmayacaktır. Bu nedenle, deneyde kullanılmadan önce bir miktar doğum sonrası dehidrasyona maruz kalabilirler. 5-8 mL/kg/saat toplam sıvı alımının sağlanması, iyi intravasküler hacmi korumak için yeterlidir14,34. Metabolik kontrolün sağlanması, kan şekeri seviyesinin 4-5 mmol/L arasında tutulmasıyla gerçekleşir (yeni doğan domuz yavruları için normal fizyolojik aralık35,36). Yüksek kan laktat, zayıf oksijen iletimini yansıtmak için kullanılan başka bir referanstır ve muhtemelen hipoksiden önce düşük damar içi sıvı durumunu yansıtabilir. Yeterli bir sıvı rejimi ve iyi nemlendirilmiş bir hayvan, yüzey aktif madde tükenmesine, kardiyovasküler stabilite ile lavajlara dayanır ve ciddi asidoz oluşturmaz. Hemoglobin ve diğer biyokimya parametrelerinin referans değerleri yaşa ve türe göre değişir37,38. Düşük hemoglobin, optimize edilmiş ve konservatif kan örneklemesi gerektiren oksijenasyonu etkileyebilir39,40. Her kan alımı eşit hacimde NS ile telafi edilir. Yeterli sıvı rejimini takip etmek için kan elektrolitleri, üre ve kreatinin düzeyleri kullanıldı.

Akciğer lavaj prosedürü sırasında yeterli iyileşme süresine izin verilmesi

Akciğer lavajı sırasında, tehlikeli karaciğer tıkanıklığını41, karaciğer kanamasını ve sağ kalp yetmezliğini önlemek için uygun venöz dönüşe izin vermek için her lavaj arasında en az 3-5 dakikalık önemli bir iyileşme penceresi gereklidir. Bu fenomen, deney kohortundaki birkaç hayvanda gözlendi. Klinik stabilitenin korunması için uygun ve proaktif sıvı yönetimi zorunludur. Bu domuz yavrusu modeli için küçük bir yoğun bakım ortamını yeniden oluşturarak, önemli durumları ve bunlarla ilişkili acil durum planlarını tanımak için ekip üyeleri arasında bilgi çevirisini kolaylaştırabilecek bir klinisyen, neonatolog veya kıdemli bir veteriner teknisyenine sahip olmanın önemi çok önemlidir.

Önerilen sorun giderme

Domuz yavrusu, tüm cerrahi ve deneysel süre boyunca genel anestezi ve analjezi altında olacaktır. Bir kişi, tüm deney boyunca domuz yavrusunu izlemeye kendini adamıştır. Her hayvanın anesteziklere duyarlılığı ve tepkisi farklıdır. Hayati değerler ve saatlik kan gazı ile anestezi indüksiyonundan hemen sonra hayvanın durumunun izlenmesi kritik öneme sahiptir. Gerektiğinde fiziksel değerlendirmeye ek olarak anestezi seviyesi ve metabolik stabilite hakkında bilgi sağlayacaktır. Yüzey aktif madde tükenmesine ulaşmak için gereken akciğer lavajlarının sayısında (6'dan 20'ye) ve dolayısıyla sürede (28-115 dakika arası) bir değişkenlik vardır.

Anestezi indüksiyonu, stabilizasyonu ve cerrahisi sırasında olası sorunlar ve çözümleri: (1) Apne gelişirse anestezik gaz kapatılmalı ve spontan solunum geri gelene kadar solunumun torba-maske ventilasyonu ile desteklenmesi gerekir. (2) Yüksek HR, düşük MAP veya düşük CVP yoluyla hipovolemi belirtileri mevcutsa, 10 mL/kg NS'lik bir sıvı bolusu uygulanmalı ve artan bir idame sıvısı oranı dikkate alınmalıdır. (3) MAP'nin 30-40 mmHg'ye düştüğü hipotansiyon sıvı bolusu ile çözülmediğinde, anestezi pompaları azaltılmalı/durdurulmalı ve perfüzyon ve hipotansiyon belirtileri 10-15 dakika sonra yeniden değerlendirilmelidir. Olası iç kanamayı değerlendirmek için hemoglobin seviyeleri için kan gazı analizi. (4) Solunum semptomları pnömotoraks (akut desatürasyon veya bradikardi >%20) gösteriyorsa, domuz yavrusuna hemen ötenazi yapılır.

Sınırlama

Buradaki model, büyük bir hayvan modelinde kısa süreli (6 saat) yenidoğan ALI'yi temsil etmektedir. BPD'ye yol açan yaralanmanın kronikliği dikkate alınması gereken önemli bir faktördür. Bu model, patogenezin bu yönünü tam olarak yakalayamayabilir ve akciğer hasarının 6 saatten sonraki ilerlemesini bildiren veriler belirsizliğini koruyor. Bununla birlikte, bu modelin tutarlılığı, üzerine inşa edilecek güçlü bir temel olarak durmaktadır (uzunluğu uzatmak/protokolü değiştirmek), onu uygulayacak araştırma gruplarına çok yönlülük sağlar. Bu büyük hayvan modelinin konsepti sırasında erişilebilirliğine ve fizibilitesine yapılan vurguya rağmen, deneyin sorunsuz bir şekilde yürütülmesi için özel beceri setleri garanti edilmektedir. Fizyolojide güçlü bir temele sahip klinik uzmanlık ve ilaç/infüzyon/vb. yoluyla hızlı değişiklikleri/bozulmaları yönetme bilgisi, erken aşamalarda uygulama ve başarılı bir şekilde tamamlama için gereklidir. Bu beceriler daha sonra modelin zaman içinde sürekli bakımı için ekip üyelerine aktarılabilir. Ek olarak, güçlü iletişim ve işbirliğinin kurulduğu bir veteriner teknisyeni, laboratuvar teknisyenleri ve son sınıf lisansüstü öğrencilerinden oluşan bir ekip, her deneyin tüm bileşenlerinin uygun şekilde kapsanmasını sağlayabilir. İş akışı optimize edildiğinde deneyi baştan sona gerçekleştirmek için en az üç ekip üyesinin gerekli olması beklenir.

Önemi ve potansiyel uygulaması

Klinik çeviri, klinik öncesi düzeyde güçlü temel çalışmalara dayanır. Bununla birlikte, klinik öncesi model ile insan fizyolojisi arasındaki uyumsuzluk nedeniyle birçok klinik çalışma başarısız olmakta ve çeviri potansiyelini güçlendirmek için yakından ilişkili büyük hayvan modellerinin önemini vurgulamaktadır. Akciğer hasarının yeni bir yenidoğan domuz yavrusu modelinin oluşturulması, erken patojenik olayları daha iyi anlamak için kritik öneme sahiptir ve insan preterm akciğerinde BPD gelişimi için elverişli bir ortamı teşvik eder. Burada sunulan model, prematüre bebekler için yaşamın ilk birkaç gününde yoğun bakım ortamının (hiperoksi, yüksek basınçlı ventilasyon ve yüzey aktif madde eksikliği) önemli yönlerini yeniden yaratmaktadır ve bu da yakından modellenmiştir. Bu çok yönlü yeni yenidoğan domuz yavrusu çoklu vuruş modeli, erken BPD patojenik süreçleri hakkında paha biçilmez bilgiler, terapötik adaylar hakkında ileri bilgi ve etkili klinik çeviri için terapötik dağıtım optimizasyonları sunacaktır. Güvenlikten etkililiğe ve bilgi üretimine kadar değişen kavram kanıtlama çalışmaları için bir hipotez test çerçevesini teşvik ederek işbirlikleri için mükemmel bir vektör görevi görecektir. Gelecekteki denemeler için temel teşkil edecek olan bu model, erken doğmuş bebeklerde görülen akut akciğer hasarı için klinik çeviri çabalarını önemli ölçüde ilerletecektir.

Açıklamalar

Diğer tüm yazarların beyan edecek hiçbir çıkarı yoktur.

Teşekkürler

Bu proje boyunca kullanılan bir yenidoğan ventilatörünü bize cömertçe ödünç veren Toronto SickKids Hastanesi'nden Dr. Martin Post'a minnettarız. Ayrıca Dan DeVette ve Ottawa Üniversitesi Kalp Enstitüsü Hayvan bakımı ve veterinerlik hizmetindeki ekibine bu modelin geliştirilmesi sırasındaki tüm yardımları için teşekkür ederiz. Bu çalışma, CHEO'nun CHAMO inovasyon fonu, Kök Hücre Ağı, Prenses Lovisa'nın derneği [HKH Kronprinsessan Lovisas förening], David ve Astrid Hagelén Vakfı ve İsveç Kalp Akciğer Vakfı tarafından desteklenmiştir.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
#10 bisterli bıçağıDeri kesisi
1 ml şırıngaBectonDicksonBD309659slip tip 
10 ml şırıngalarBectonDicksonBD302995Arterial ve venöz hatlar için flush şırıngaları
18 G anjiyokateter Insytemesane kanülasyonu
20 ml şırıngalarBectonDicksonBD302830Gerekliyse sıvı bolusu
22 G hipodermik iğneBectonDicksonDoldurma şırıngası
24 G anjiyokateterInsyte160465Kulak IV erişimi ve femoral arter ile ven
25 G hipodermik iğnelerBectonDicksonintrakas (IM) bupenorfin enjeksiyonu
3 ml şırıngalarBectonDicksonilaç enjeksiyonu ve izleme hattı ölü alanının kaldırılması
3-0 ipek kravatlarEtikonA304Harteriyel ve venöz kateterleri sabitlemek için kullanılır
4 yönlü durdurma musluklarıDiscofix, BraunD500456020yıkama ve örnekleme için sıvı ve izleme hatlarına bağlı,
6" uzatma setiSAI İnfuzyon TeknolojileriExt-6IV/arterial hatlara bağlı;
60" uzatma setiBBV6223İlaç infüzyon hatları
Endotrakeal tüpler için AirLife Neo-verso Y Hava Yolu Erişim AdaptörüVyaireCSC300Maddeyi intratrakeal uygulamak için kullanılır
Bupenorfin, 0.3 mg/mLCDMV128140Ağrı kesici olarak IM bolus
Dekstroz, %5BaxterJB0063Kan şekeri bakımı
Tek kullanımlık perdeler3M3M1050steril saha perdeleri
EKG elektrotları3M220790EKG için tek kullanımlık elektrotlar
Endotrakeal tüp (ETT) uygulama kateteri
Endotrakeal tüp 3.5 Teleflex5-10107Trakeostomi için kullanılır
Epinefrin, 1 mg/mLHospira07541L01Gerekirse yeniden canlandırma için steril normal salinle 0.1 mg/mL'ye kadar seyreltildi
Epoc kan gazı analizörü Siemens10736398NXS Host ile epoc kan analiz sistemi
Epoc örnek kartlarıSiemensBD309659Kan gazı kartuşları
Formalin, %10 tamponluFisher ScientificSF100-4Akciğer fiksasyonu
Isıtma pediKent ScientificTPZ-814EASu Dolaşan Battaniye
Damar içi (IV) infüzyon pompaları x 3Sigma AldrichZ401358Ketamin/propofol ve rocuronium infüzyonu
Ketamin, 10 mg/mLVetoquinol112170Anestezi bakımı için şırınga pompasında sürekli infüzyon (steril normal salinle seyreltilmiş hali)
Ketamin, 100 mg/mLVetoquinol112170Genel anestezi indüksiyonu için bolus olarak ve anestezi bakımı için şırınga pompası olarak kullanılır 
Laktasyonlu RingersBaxterJB2323Kan hacmi koruması
Lavaj ekipmanı: huni, 3 konnektör, ETT konnektör, 4 feet boru.YokYokEv yapımı tuuplar için
Lipopolisakkarid, LPS (O55:B5), 100 mgSigma-AldrichL2880-100mgİkinci darbe akciğer yaralanması
MR850 solunum nemlendiriciFisher ve PaykelMR850JXX*
Pentobarbital Sodyum (Ötanil), 240 mg/mLVetoquinol381İnsancıl ötenazi için IV bolus
Basınç dönüştürücüsüMcCarthy Veterinerlik MalzemeleriV6402Arterial/venöz basınçlar için Surgivet'te
Propofol, 10 mg/mLGenel anestezi indüksiyonu için bolus olarak ve anestezi bakımı için şırınga pompası olarak kullanılır 
Nabız oksimetresiMaismoNEOPT-500
Rokuronyum, 10 mg/mLAuropharma2498820Ameliyattan sonra ve akciğer yaralanması indüksiyonu başlamadan önce kullanılır, ardından sürekli infüzyon yapılır
Salin, %0,9BaxterJB1324Kan hattı kızarması ve kan hacmi yeniden canlandırma
Steril suYokYokVentilatör nemlendirici için
Aspirasyon kateteri 10 CH/25 cmMediplast608810251Akciğer lobun broncheoalveolar yıkaması için kullanılır
Aspirasyon kateteri 6 CH/40 cmMediplast60880640Yıkama sırasında fazla tuzlu suyu çıkarın
Cerrahi Aletler: bistür sapı, sivrisinek pensesi, başparmak forsepti, metzenbaum makasi, zımbalar, cerrahi makas, retraktör, gazlı bez, paslanmaz çelik kaseYOKYOKCerrahi Paket Otoklav
Cerrahi: NIBP manşet, sıcaklık probu, vb. 2 kez invaziv tansiyon, EKG, nabız oksimetresiMcCarthy Veterinerlik Malzemeleriv9203şunları içerir: invaziv olmayan tansiyon manşeti (NIBP), termometre, 2 kat invaziv tansiyon (BP), elektrokardiyografi (EKG) ve nabız oksimetresi
Şırınga pompaları x 3Anestezi pompaları
TeypKulak IV hatlarının sabitlenmesi
Göbek bantEtikonendotrakeal tüpü trakea içinde sabitlenir
Ventilatör (Servo-I)GetingeDoğru gelgit hacmi için yenidoğan ayarları olmalı
Havalandırma devresiFisher ve PaykelRT265nemlendirici ile
Vorse tüpünü kapatan kelepçeYokYokYıkama sırasında tüpleri kapatır

Kaynaklar

  1. Perin, J., et al. regional, and national causes of under-5 mortality in 2000-19: An updated systematic analysis with implications for the sustainable development goals. Lancet Child Adolesc Health. 6 (2), 106-115 (2022).
  2. Thebaud, B., et al. Bronchopulmonary dysplasia. Nat Rev Dis Primers. 5 (1), 78(2019).
  3. Demauro, S. B., et al. Early motor development in infants with moderate or severe bronchopulmonary dysplasia. J Neonatal Perinatal Med. 15 (1), 55-62 (2022).
  4. Augustine, S., et al. Mesenchymal stromal cell therapy in bronchopulmonary dysplasia: Systematic review and meta-analysis of preclinical studies. Stem Cells Transl Med. 6 (12), 2079-2093 (2017).
  5. Contopoulos-Ioannidis, D. G., Ntzani, E., Ioannidis, J. P. Translation of highly promising basic science research into clinical applications. Am J Med. 114 (6), 477-484 (2003).
  6. Haworth, S. G., Hislop, A. A. Adaptation of the pulmonary circulation to extra-uterine life in the pig and its relevance to the human infant. Cardiovasc Res. 15 (2), 108-119 (1981).
  7. Rendas, A., Branthwaite, M., Reid, L. Growth of pulmonary circulation in normal pig--structural analysis and cardiopulmonary function. J Appl Physiol Respir Environ Exerc Physiol. 45 (5), 806-817 (1978).
  8. Starbaek, S. M. R., et al. Animal models for influenza a virus infection incorporating the involvement of innate host defenses: Enhanced translational value of the porcine model. ILAR J. 59 (3), 323-337 (2018).
  9. Schneberger, D., Aharonson-Raz, K., Singh, B. Pulmonary intravascular macrophages and lung health: What are we missing. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 302 (6), L498-L503 (2012).
  10. Thomas, A. V., Broers, A. D., Vandegaart, H. F., Desmecht, D. J. Genomic structure, promoter analysis and expression of the porcine (sus scrofa) TLR4 gene. Mol Immunol. 43 (6), 653-659 (2006).
  11. Islam, M. A., et al. Age-related changes in phagocytic activity and production of pro-inflammatory cytokines by lipopolysaccharide stimulated porcine alveolar macrophages. Cytokine. 60 (3), 707-717 (2012).
  12. Kapetanovic, R., et al. The impact of breed and tissue compartment on the response of pig macrophages to lipopolysaccharide. BMC Genomics. 14, 581(2013).
  13. Chen, L., He, H., Fernandez Mondejar, E., Hedenstierna, G. Cyclooxygenase inhibitor blocks rebound response after no inhalation in an endotoxin model. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 284 (1), H290-H298 (2003).
  14. Spengler, D., Rintz, N., Krause, M. F. An unsettled promise: The newborn piglet model of neonatal acute respiratory distress syndrome (nards). Physiologic data and systematic review. Front Physiol. 10, 1345(2019).
  15. Tridente, A., De Martino, L., De Luca, D. Porcine vs. bovine surfactant therapy for preterm neonates with RDS: Systematic review with biological plausibility and pragmatic meta-analysis of respiratory outcomes. Respir Res. 20 (1), 28(2019).
  16. Kulkarni, H. S., et al. Update on the features and measurements of experimental acute lung injury in animals: An official American Thoracic Society workshop report. Am J Respir Cell Mol Biol. 66 (2), e1-e14 (2022).
  17. Matute-Bello, G., et al. An official American Thoracic Society workshop report: Features and measurements of experimental acute lung injury in animals. Am J Respir Cell Mol Biol. 44 (5), 725-738 (2011).
  18. Matute-Bello, G., Frevert, C. W., Martin, T. R. Animal models of acute lung injury. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 295 (3), L379-L399 (2008).
  19. Preuss, S., et al. Inositol-trisphosphate reduces alveolar apoptosis and pulmonary edema in neonatal lung injury. Am J Respir Cell Mol Biol. 47 (2), 158-169 (2012).
  20. Spengler, D., et al. Novel therapeutic roles for surfactant-inositols and -phosphatidylglycerols in a neonatal piglet ARDS model: A translational study. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 314 (1), L32-L53 (2018).
  21. Von Bismarck, P., et al. Improved pulmonary function by acid sphingomyelinase inhibition in a newborn piglet lavage model. Am J Respir Crit Care Med. 177 (11), 1233-1241 (2008).
  22. Van Kaam, A. H., et al. Response to exogenous surfactant is different during open lung and conventional ventilation. Crit Care Med. 32 (3), 774-780 (2004).
  23. Lachmann, B., Robertson, B., Vogel, J. In vivo lung lavage as an experimental model of the respiratory distress syndrome. Acta Anaesthesiol Scand. 24 (3), 231-236 (1980).
  24. Thebaud, B., et al. Benefits and obstacles to cell therapy in neonates: The incubator (innovative neonatal cellular therapy for bronchopulmonary dysplasia: Accelerating translation of research). Stem Cells Transl Med. 10 (7), 968-975 (2021).
  25. Davies, M. W., Mehr, S., Morley, C. J. The effect of draw-up volume on the accuracy of electrolyte measurements from neonatal arterial lines. J Paediatr Child Health. 36 (2), 122-124 (2000).
  26. Ettrup, K. S., et al. Basic surgical techniques in the Gottingen minipig: Intubation, bladder catheterization, femoral vessel catheterization, and transcardial perfusion. J Vis Exp. (52), e2652(2011).
  27. Stenersen, E. O., et al. A piglet perinatal asphyxia model to study cardiac injury and hemodynamics after cardiac arrest, resuscitation, and the return of spontaneous circulation. J Vis Exp. (191), e64788(2023).
  28. Force, A. D. T., et al. Acute respiratory distress syndrome: The Berlin definition. JAMA. 307 (23), 2526-2533 (2012).
  29. Vento, M., et al. Preterm resuscitation with low oxygen causes less oxidative stress, inflammation, and chronic lung disease. Pediatrics. 124 (3), e439-e449 (2009).
  30. Vincent, D., et al. Intratracheal E. coli lipopolysaccharide induces platelet-dependent bronchial hyperreactivity. J Appl Physiol (1985). 74 (3), 1027-1038 (1993).
  31. Preuss, S., et al. 18:1/18:1-dioleoyl-phosphatidylglycerol prevents alveolar epithelial apoptosis and profibrotic stimulus in a neonatal piglet model of acute respiratory distress syndrome. Pulm Pharmacol Ther. 28 (1), 25-34 (2014).
  32. Von Bismarck, P., et al. Surfactant "fortification" by topical inhibition of nuclear factor-kappa b activity in a newborn piglet lavage model. Crit Care Med. 35 (10), 2309-2318 (2007).
  33. Pape, A., et al. Neuromuscular blockade with rocuronium bromide increases the tolerance of acute normovolemic anemia in anesthetized pigs. Eur Surg Res. 48 (1), 16-25 (2012).
  34. Gasthuys, E., et al. Repetitive urine and blood sampling in neonatal and weaned piglets for pharmacokinetic and pharmacodynamic modelling in drug discovery: A pilot study. Lab Anim. 51 (5), 498-508 (2017).
  35. Noblet, J., Dourmad, J. Y., Etienne, M., Le Dividich, J. Energy metabolism in pregnant sows and newborn pigs. J Anim Sci. 75 (10), 2708-2714 (1997).
  36. Keibl, C., Kerbl, M., Schlimp, C. J. Comparison of Ringer's solution with 0.4% glucose or without in intraoperative infusion regimens for the prevention of hypoglycemia in juvenile pigs. Lab Anim. 48 (2), 170-176 (2014).
  37. Perri, A. M., O'sullivan, T. L., Harding, J. C., Wood, R. D., Friendship, R. M. Hematology and biochemistry reference intervals for Ontario commercial nursing pigs close to the time of weaning. Can Vet J. 58 (4), 371-376 (2017).
  38. Egeli, A. K., Framstad, T., Morberg, H. Clinical biochemistry, haematology and body weight in piglets. Acta Vet Scand. 39 (3), 381-393 (1998).
  39. Linderkamp, O., et al. Blood volume in newborn piglets: Effects of time of natural cord rupture, intra-uterine growth retardation, asphyxia, and prostaglandin-induced prematurity. Pediatr Res. 15 (1), 53-57 (1981).
  40. Talbot, R. B., Swenson, M. J. Blood volume of pigs from birth through 6 weeks of age. Am J Physiol. 218 (4), 1141-1144 (1970).
  41. Berger, D., et al. Effect of PEEP, blood volume, and inspiratory hold maneuvers on venous return. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 311 (3), H794-H806 (2016).

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

Yenido an Domuz Yavrusu ModeliBronkopulmoner DisplaziS rfaktan Eksikli iHiperoksiye MaruziyetY ksek Bas n l VentilasyonLipopolisakkarit UygulamasAkci er nflamasyonuKan Gaz AnaliziN trofil nfiltrasyonu
Prematüre Bebek Akciğerlerinin Erken Ortamını Yeniden Yaratan Yenidoğan Domuz Yavrusu Akut Akciğer Hasarı Modelinin Geliştirilmesi
Bize ulaşın
Kütüphaneye tavsiye et

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Telif hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.