Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

İmplante Edilebilir Telemetri Kullanılarak Bilinçli Kemirgenlerde Sürekli Arteriyel Basınç İzlenimi ve Kuyruk-Manşet Yöntemi ile Karşılaştırılması

979 görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/69652

⸱

14 Kasım 2025

 ,  ,  , 
1Advanced Institute for Medical Sciences, Dalian Medical University, 2School of Basic Medical Sciences, Xi'an Jiaotong University, 3East China Normal University Health Science Center

Bu makalede

Özet

Bu protokol, bilinçli kemirgenlerde sürekli ve güvenilir arteriyel basınç izleme için implante edilebilir telemetri uygulamasını detaylandırmakta olup, cerrahi implantasyon, postoperatif bakım, veri toplama ve kuyruk-manşet yöntemiyle karşılaştırmayı kapsamaktadır.

Özet

Radyo telemetrisi, bilinçli kemirgenlerde fizyolojik koşullar altında güvenilir, sürekli arteriyel kan basıncının (KB) izlenmesini sağlarken, operatörle ilgili artefaktları en aza indirir. İmplante edilebilir verici, basınca duyarlı bir kateter içerir ve implantasyon prosedürü, kullanılan türe ve çalışmanın amacına bağlı olarak değişir. Kemirgenlerde en yaygın yaklaşımlar karotis arter veya abdominal aort yoluyla implantasyondur. Karotis arter yaklaşımı, doğru merkezi basınç ölçümünü kolaylaştıran aort arkına doğrudan yolu nedeniyle sıklıkla tercih edilirken, abdominal aort yaklaşımı da kronik çalışmalarda yaygın olarak kullanılmaktadır. Kuyruk manşeti gibi non-invaziv yöntemlerle karşılaştırıldığında, implante edilebilir telemetri daha doğru ve tutarlı ölçümler sağlar, bu da onu özellikle hassas uzun süreli KB izleme gerektiren hipertansiyon çalışmaları için yararlı kılar. Bu protokol, anestezi, cerrahi implantasyon teknikleri ve postoperatif bakımın yanı sıra hemodinamik parametrelerin (sistolik, diyastolik ve ortalama arter basıncı ve kalp atış hızı (HR) elde edilmesi ve analiz edilmesi prosedürlerini ve kuyruk manşeti ölçümleriyle karşılaştırmalı bir değerlendirmeyi detaylandırmaktadır.

Giriş

Bilinçli kemirgenlerde arteriyel kan basıncının (BP) doğru ve sürekli izlenmesi, özellikle dinamik hemodinamik değişikliklerin hassas ölçüm gerektirdiği hipertansiyon çalışmalarında kardiyovasküler araştırmalar için gereklidir 1,2,3. Kuyruk manşeti yöntemi gibi geleneksel non-invaziv yöntemler yaygın olarak kullanılmaktadır, ancak aralıklı örnekleme, stresle ilgili artefaktlar ve sirkadiyen KB varyasyonlarınıyakalayamama ile sınırlıdır 4,5. Bu sorunlar doğruluk ve tekrarlanabilirliği tehlikeye atarak uzun süreli hemodinamik çalışmalarda kullanımlarını kısıtlar6.

Radyo telemetri sistemleri daha doğru ve tutarlı KB ölçümleri sunar. Serbestçe hareket eden hayvanlarda sürekli, yüksek kaliteli KB izlemesi sağlayarak, operatörün kullanımından kaynaklanan değişkenliği ve kısıtlamanın neden olduğu stresi ortadan kaldırır 7,8,9,10. Bu yaklaşım, KB yükselmesinin başlangıcını, büyüklüğünü ve stabilitesini ve ayrıca sirkadiyen paternleriyakalamanın önemli olduğu hipertansiyon araştırmalarında özellikle yararlıdır 11,12,13. Ek olarak, sürekli telemetri, hastalığın ilerlemesi sırasında geçici dalgalanmaların tespit edilmesini sağlar ve geleneksel kuyruk manşeti yöntemlerinin sunamadığı avantajlar olan farmakolojik müdahalelerin ayrıntılı bir değerlendirmesini sağlar14.

Radyo telemetri sistemi, türlere ve çalışma tasarımına göre seçilen anatomik bölgelere cerrahi olarak yerleştirilen, basınca duyarlı kateterli implante edilebilir bir verici kullanır. Farelerde, kateter tipik olarak stabil sinyaller sağlamak için karotis arterden aort arkına yerleştirilir9. Yaşlı veya daha ağır farelerde uzun süreli çalışmalar gibi belirli deneyler için abdominal aorta yerleştirme tercih edilebilir. Sıçanlarda abdominal aort, güvenilir uzun süreli kayıtlar için standart bölgedir15. Bu implantasyon stratejileri, sistolik, diyastolik ve ortalama arter basınçlarının yanı sıra kalp atış hızının (HR) hassas bir şekilde ölçülmesine izin vererek telemetri sistemini hipertansif modellerin fenotiplenmesi ve terapötik müdahalelerin değerlendirilmesi için değerli bir araç haline getirir16.

Bu protokol, kuyruk manşeti yöntemiyle karşılaştırmalı bir değerlendirmenin yanı sıra anestezi, cerrahi implantasyon (kateter yerleştirme seçenekleri dahil), ameliyat sonrası bakım ve veri toplama ve analizine yönelik ayrıntılı prosedürleri özetlemektedir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Tüm deneysel prosedürler, Xi'an Jiaotong Üniversitesi Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi (IACUC) tarafından onaylandı (No. XJTUAE2025-2784) ve laboratuvar hayvanlarının bakımı ve kullanımına ilişkin kurumsal ve ulusal yönergelere uygun olarak yürütülmüştür. Deneylerde sekiz haftalık erkek spontan hipertansif sıçanlar (SHR'ler) ve C57BL/6 fareleri kullanıldı.

1. Hayvan hazırlama

  1. Barınma koşulları: Tüm hayvanları çevre kontrollü odalarda barındırın. 21 °C'lik bir ortam sıcaklığını ve %60'lık bir bağıl nemi koruyun. 12 saat aydınlık/12 saat karanlık döngüsü ayarlayın. Standart laboratuvar yemeği ve ad libitum su sağlayın.
  2. Telemetri implantasyonu için önerilen ağırlık: Yeterli kateter implantasyon uzunluğunu sağlamak ve telemetri vericisinin boyutuna uyum sağlamak için 20-35 g ağırlığındaki fareleri seçin (HD-X11: 33 x 33 x 14 mm; HD-S10: 42 x 42 x 18 mm). Karotis arter kateterizasyonu için 20 g veya daha fazla fareleri seçin ve abdominal aort implantasyonu için yaklaşık 30 g'lık fareler kullanın. Sıçanlar için, uygun uyumu sağlamak ve cerrahi komplikasyonları en aza indirmek için 170 g ağırlığındaki ≥ hayvanları seçin. Sıçanlar için abdominal aort implantasyonu yaklaşımını kullanın.
    NOT: Bu ağırlık aralığı, kronik telemetri izleme için cerrahi fizibiliteyi hayvan refahı hususlarıyla dengeler.

2. Ameliyat öncesi hazırlık

  1. Telemetri implant modeli doğrulaması: Fareler için HD-X11 vericiyi kullanın. Sıçanlar için HD-S10 vericiyi kullanın. Vericilerdeki model numarasını ve kodlamayı doğrulayın (Şekil 1).
  2. Cerrahi aseptik hazırlık: Ameliyattan önce, cerrahi alanı iyice dezenfekte edin ve tüm aletleri 121 ° C'de 20 dakika otoklavlayarak sterilize edin (Ek Şekil 1A). Steril örtüler, cerrahi salin ve gerekli reaktifleri hazırlayın (Malzeme Tablosu). Uygun kişisel koruyucu ekipman (eldiven, maske ve başlık) giyin ve kullanmadan önce sterilite göstergelerini doğrulayacak şekilde aletleri steril bir tepsiye yerleştirin. Prosedür boyunca sıkı aseptik tekniği koruyun. Ameliyattan sonra, kontamine malzemelerin uygun şekilde atıldığından ve yeniden kullanılabilir aletlerin derhal yeniden sterilize edildiğinden emin olun.
  3. Vericilerin ön işlemi
    1. Steril paketi açmak için beyaz paket kapağını şeffaf plastik tepsiden soyun.
    2. Şeffaf tepsi kapağını kaldırın, kateter kanalını steril salinle doldurun ve kapağı hemen değiştirin. Steriliteyi korumak için verici veya iç tepsi ile temastan kaçının.
    3. Paketi bir kenara koyun ve steril alana aktarmadan önce kateterin 15 dakika nemlenmesine izin verin. Kateter ucunun eşit şekilde yarı saydam ve jel dolu göründüğünden emin olun. Opak veya beyaz uçların yeterince nemlendirilmediğini belirleyin ve devam etmeden önce yeniden sulandırın.
    4. Beyaz kapağı (kalibrasyon verilerini içerir) ve steril paketi (potansiyel geri dönüş için) saklayın.
      NOT: Hidrofilik özellikleri nedeniyle uygun kateter hidrasyonunu sağlayın. Hidratsız bir durumda implantasyon, kateterin kandaki suyu emmesine neden olarak genişlemeye yol açar. Bu genişleme, kateter ucunda jel çekilmesine ve boşluk oluşumuna neden olarak trombüs oluşumu riskini artırır.
  4. Anestezik indüksiyon
    1. İnhalasyon anestezisi: Hayvanı bir indüksiyon odasına yerleştirin ve 0,5 L/dak akış hızında oksijen içinde %5 izofluran ile uyuşturun. Düzeltme refleksi kaybolduğunda, hayvanı sıcaklık kontrollü bir cerrahi platforma (37 °C) aktarın ve prosedür boyunca 0,5 L/dak oksijen akışı ile %2 izofluran sağlayan bir burun konisi ile anesteziyi sürdürün17.
    2. Enjeksiyon anestezisi: Fareleri, 20 g vücut ağırlığı başına 20 μL'lik bir dozda bir Zoletil-ksilazin karışımının (1:2 v / v) kas içi enjeksiyonu ile uyuşturun18.
    3. Anestezi altındayken kuruluğu önlemek için gözlere veteriner merhemi sürün.
  5. Cerrahi bölge hazırlığı: Uzuvları bantla sabitleyin ve tüy dökücü krem kullanarak boyun tüylerini alın, ardından bölgeyi silerek temizleyin. Kesi bölgesini üç dairesel ovma kullanarak benzalkonyum bromür ile dezenfekte edin, ardından steril bir örtü yerleştirdikten sonra povidon-iyot ile iki ovma yapın.

3. Cerrahi telemetrik verici implantasyonu

NOT: Cerrahi implantasyonu karotis arter veya abdominal aort kateterizasyonu yoluyla gerçekleştirin (Şekil 2).

  1. Karotis arter implantasyonu
    1. Çene altındaki derinin orta hattı boyunca 1-1,5 cm'lik bir kesi yapın ve künt diseksiyon kullanarak iki taraflı cilt altı boşluklar oluşturun.
    2. Trakeal kasları ortaya çıkarmak için künt aletler kullanarak parotis ve submandibular bezleri nazikçe geri çekin. Künt diseksiyon kullanarak trakeaya komşu sol karotid arteri tanımlayın (Şekil 3A).
    3. Karotis arteri çevre dokulardan serbest bırakın. Çatallanmayı ortaya çıkarmak için arter duvarından 10 mm'lik bir segment üzerinde belirgin beyaz bir iplik olan eşlik eden vagus sinirini dikkatlice inceleyin.
      NOT: Otonomik regülasyon için gerekli olduğu için fonksiyonel bozukluğu önlemek için vagus sinirini traksiyon olmadan dikkatlice inceleyin.
    4. İzole karotis arter segmentinin altından üç adet salinle ıslatılmış, emilmeyen 6-0 sütür geçirin ve bunları sırasıyla kraniyal, kaudal ve orta konumlara yerleştirin (Şekil 3B). Damar yaralanmasını önlemek için damarı dikkatlice kaldırın.
    5. Daha ön dikişi karotis çatallanmasının yanına yerleştirin ve ardından damarı kalıcı bir düğümle güvenli bir şekilde bağlayın. Kaudal sütür geçici damar tıkanıklığı sağlarken, orta sütür yerleştirme sonrası kateter stabilizasyonu için gevşek bir halka oluşturur. Damarı şişirmek için dikişlerin her iki ucunu vasküler klemplerle kaldırın (Şekil 3C).
      NOT: İç ve dış karotid arterlerin çatallanması, implante edilen kateterin uygun yerleştirme uzunluğunu belirlemek için önemli bir dönüm noktası görevi görür.
    6. 1 mL'lik bir şırınga iğnesinin ucunu yaklaşık 100° bükün ve kraniyal ligatür yakınındaki arter duvarını dikkatlice delin. Kateteri artere ilerletmek için iğneyi kılavuz olarak kullanın, kateter tutma forsepsleri ile damar boyunca hafifçe kaydırın (Ek Şekil 1B-C).
    7. Sabit bir el kullanarak iğneyi geri çekin ve kateteri yavaşça damarın daha derinlerine ilerletmek için ince forseps ile değiştirin. Kateter üzerindeki derinlik işaretlerini izleyin, önceden belirlenmiş pozisyona ulaşıldığında yerleştirmeyi durdurun (Ek Şekil 2A-B). Kateteri yerine sabitlemek için orta dikişi sıkın. Ek sabitleme için distal dikişi sıkıca bağlayın. Proksimal dikişi kateterin dış kısmının etrafına sarın ve yerinden çıkmasını önlemek için bağlayın. Dikişlerin uçlarını mümkün olduğunca kısa kesin (Şekil 3D).
    8. İşaretleyiciyi kullanarak kateter derinliğini doğrulayın ve aort arkına ulaştığından emin olun. Delinme bölgesinde veya kateter çevresinde kan sızıntısı veya kabarcıklanma olup olmadığını kontrol edin. Sızıntı meydana gelirse derhal düzeltici önlem uygulayın. Dikişler veya yapıştırıcı ile güvenli bir şekilde yerinde kalmasını sağlamak için kateteri hafifçe çekin.
    9. Künt forseps kullanarak, kesiden sol karın kanadına doğru bir deri altı cebi oluşturun. Alanı genişletmek için 200 μL önceden ısıtılmış (37 ° C) salin enjekte edin, ardından telemetri vericisini cebe yerleştirin ve sol karın bölgesinde deri altına yerleştirin (Şekil 4A-C).
    10. İsteğe bağlı: EKG elektrotları (HD-X11) olan implantları kullanırken bu adımı gerçekleştirin. Renksiz EKG kurşun telini sağ göğüs kasının üzerine deri altına yerleştirin ve kırmızı kurşun teli sol alt karın deri altı boşluğuna sabitleyin. Yara ayrılmasını önlemek için kesiği kesintili dikişlerle kapatın (Şekil 4D-E).
      NOT: Gösterilen prosedür ötenazi uygulanmış bir hayvanda gerçekleştirilmiştir. Tüm hayatta kalma ameliyatları, hayvan refahını ve deneysel başarıyı sağlamak için steril örtü ile sıkı aseptik koşullar altında gerçekleştirildi.
    11. Kapalı kesiyi temiz ve uygun tutun. Hızlı şişlik, hematom oluşumu veya dikiş hattından sızan kan gibi aktif deri altı kanama olup olmadığını kontrol edin.
  2. Abdominal aort implantasyonu
    1. Hayvanı, başı cerrahtan uzağa bakacak şekilde sırtüstü pozisyonda konumlandırın.
    2. Karın derisinden 3-4 cm orta hat kesisi yapılır, ardından cilt ile karın duvarı arasında künt diseksiyon yapılır.
    3. Linea alba'yı orta hat boyunca kesikoyun ve retroperitoneal boşluğu ortaya çıkarmak için bağırsakları nemli gazlı bezle nazikçe geri çekin.
    4. İnferior vena kavaya bitişik pulsatil abdominal aortu tanımlayın, daha sonra aort segmentini sol renal venden (üstte) iliak bifurkasyona (altta) maruz bırakmak için çevredeki yağ/bağ dokusunu pamuklu çubuklarla dikkatlice inceleyin ve tüm ventral yüzey dokusunu temizleyin (Şekil 5A).
      NOT: Ventral aort yüzeyini geçen sol renal ven, proksimal aort mobilizasyonu için kritik bir dönüm noktası görevi görür.
    5. İzole abdominal aortun altından salinle nemlendirilmiş iki adet 4-0 emilmeyen dikiş geçirin. Kraniyal sütürü sol renal ven-aort geçişine ve kaudal sütürü iliak bifurkasyona yerleştirin. Kan akışını tıkamak için her iki dikişi de geçici olarak sıkın (Şekil 5B).
    6. 5 mL'lik bir şırınga iğnesinin ucunu kabaca 100° bükün, ardından kaudal mezenterik arterin hemen altındaki aort duvarını dikkatlice delin. İğneyi kılavuz olarak kullanarak, kateteri özel kateter tutma forsepsleri ile giriş bölgesinden aorta doğru ilerletin ve damar boyunca rostral olarak hafifçe kaydırın.
    7. İğneyi geri çekin ve distal ucu ön oklüzyon sütüründe hafif bir dirençle karşılaşana kadar kateteri kraniyal olarak dikkatlice ilerletin (Şekil 5C ve Ek Şekil 2C-D).
    8. Kateter giriş bölgesine bir damla doku yapıştırıcısı uygulayın ve 30 saniye kurumasını bekleyin. Yerleştirme bölgesinde herhangi bir kanama olup olmadığını yakından izlerken kaudal traksiyon sütürünü kademeli olarak serbest bırakın (Ek Şekil 3A). Kateter ucunun sol renal venin kraniyal pozisyonunda olduğunu doğrulayın.
    9. 5 mm x 3 mm'lik bir fibröz membran yaması hazırlayın ve kateter yerleştirme bölgesinin üzerine yerleştirin (Ek Şekil 3B), ardından kateteri stabilize etmek için biyouyumlu yapıştırıcı ile sabitleyin (Şekil 5D).
    10. Net görselleştirme altında, delinme bölgesinden veya kateter çevresinden aktif kan sızıntısı olup olmadığını kontrol edin. Kabarcıklanma veya sızıntı meydana gelirse derhal durun ve düzeltici önlem uygulayın. Dikişler ve/veya yapıştırıcı ile güvenli bir şekilde yerinde kalmasını sağlamak için kateteri hafifçe çekin.
      NOT: Hipertansif hayvanlar üzerinde prosedürler uygularken, atravmatik klemplerle başlayın. Aşamalı bir klemp serbest bırakma protokolü kullanarak basıncı kademeli olarak geri yükleyin: contayı düşük basınç altında test etmek için önce distal klempi serbest bırakın, ardından proksimal klempi ancak hemostazı doğruladıktan sonra serbest bırakın.
    11. Tüm karın gazlı bezlerini çıkarın ve bağırsakları nazikçe yeniden konumlandırın. Karın boşluğunu önceden ısıtılmış (37 °C) salinle durulayın ve ardından kateter giriş yerinde hemostazı onaylayın.
    12. Vericiyi karın içine bağırsak halkaları arasına yerleştirin ve 6-0 emilmeyen dikiş kullanarak parietal peritona sabitleyin (Şekil 6A).
    13. İsteğe bağlı: EKG elektrotları (HD-X11) olan implantları kullanırken bu adımı gerçekleştirin. Sağ lateral insizyonun (hayvanın sağ tarafı) yakınındaki karın duvarından periton boşluğuna 18 G'lik bir iğne sokun, iç organlardan kaçının. Negatif ucu (şeffaf kateter) iğneden geçirin ve karından dışarı çıkarın. Kurşun pozisyonunu korurken iğneyi geri çekin. Pozitif lead'i (kırmızı kateter) dışarıya çıkarmak için prosedürü karşı tarafta tekrarlayın (Şekil 6B-C).
    14. Karın duvarının kapatılması: Karın duvarını 5-0 veya 6-0 emilmeyen dikişlerle basit bir kesintili desen kullanarak dikin.
    15. Kurşun hazırlama ve yerleştirme: Küçük bir bobin bırakarak fazla kurşun uzunluğunu kesin; Telleri açığa çıkarmak ve boruları 5-0/6-0 dikişlerle sabitlemek için ~1 cm terminal silikonunu çıkarın. Pozitif ucu sol kaudal kaburgaya ve negatif ucu sağ pektoral kasa tünelleyin ve her birini kalan dikişlerle sabitleyin (Şekil 6D).
    16. Yara ayrılmasını önlemek için kesiği kesintili dikişlerle kapatın (Şekil 6E).
      NOT: Bu çalışma, gösteri için ötenazi uygulanmış bir hayvan üzerinde prosedürü gerçekleştirmektedir. Hayvan refahını ve prosedür başarısını sağlamak için tüm hayatta kalma ameliyatlarını sıkı aseptik koşullar altında steril örtü ile gerçekleştirin.

4. Cerrahi iyileşme

  1. Anestezinin sonlandırılması: Gaz anestezisini bırakın ve dağıtım aparatını çıkarın. Spontan hareket tamamen devam edene kadar normotermiyi korumak için hayvanı 37 °C'lik bir ısıtma yastığına aktarın. Sternal yaslanmayı sürdürmek için yeterli bilinci yeniden kazanana kadar hayvanı gözetimsiz bırakmayın.
  2. Postoperatif analjezi: Postoperatif ağrının giderilmesi için meloksikamı 5 mg / kg vücut ağırlığında subkutan olarak uygulayın 19,20,21,22.
    NOT: Ağrıyı proaktif olarak önlemek için ameliyattan önce önleyici analjezi uygulanabilir.
  3. İyileşme izleme: Ameliyattan sonra fareleri ağrı ve enfeksiyon açısından sistematik olarak izleyin. Orbital sıkılaşma, burun şişkinliği, yanak şişkinliği, kulak pozisyonu ve bıyık değişimini puanlayarak Fare Yüz Buruşturma Ölçeğini (MGS) kullanarak spontan ağrıyı değerlendirin. Kilo kaybı, yiyecek veya su alımının azalması, kambur duruş, piloereksiyon, aktivite azalması ve sosyal izolasyon dahil olmak üzere günlük klinik gözlemleri kaydedin. Ameliyat bölgesini kızarıklık, şişme, ısı veya akıntı açısından günlük olarak inceleyin (Ek Tablo 1). Anormal davranış veya görünüm gözlenirse, önceden tanımlanmış insani son noktalara göre analjezik uygulayın veya bir veterinere danışın 23,24,25,26,27. Tam iyileşmeden sonra (tipik olarak ameliyattan 10 gün sonra), sürekli veri toplama için fareleri telemetri alıcı plakaları üzerindeki standart kafeslerde ayrı ayrı barındırın.

5. Veri kaydı ve analizi

  1. Verici implantasyonu ve çalıştırılması: İmplante edilebilir vericiyi AÇMAK veya KAPATMAK için güçlü bir mıknatıs kullanarak kontrol edin. Yakındaki bir FM radyoda sesli bir sinyalin varlığını doğrulayarak başarılı aktivasyonu onaylayın.
  2. Verici konfigürasyonu ve veri toplama
    1. Yazılımı kullanarak veri elde edin (Ponemah v5.00). Yapılandırma seçenekleri için Ek Dosya 1'e bakın.
    2. Ponemah v5.00'ı açın, yeni bir deney oluşturun veya mevcut bir deneyi açın. Configuration > Hardware (Yapılandırma ) öğesine gidin ve boş bir alıcı seçmek için APR Yapılandırmasını Düzenle öğesine tıklayın.
    3. İmplantı bağlamak için Donanım > MX2 Yapılandırmasını Düzenle'yi açın. İmplantla İlişkili Alıcıyı seçin ve şu parametreleri yapılandırın: ad, implant modeli, sinyal tipi, örnekleme hızı ve seri numarası.
    4. HD İmplant Ara'yı tıklayın. İmplantı bir mıknatıs kullanarak etkinleştirin ve sistem sinyali tanıyana kadar belirlenen algılama plakasına yerleştirin. Onaylamak için Kaydet'i tıklayın.
    5. Konu adını, cinsiyetini ve türünü ayarlayarak Konu Ayrıntılarını yapılandırın, ardından İmplant Tipine Karşılık Gelen Algılama Öğelerini seçin.
    6. Hedef Verici(ler)i seçin, tıklayın ve sinyal alımını başlatmak için Oynat Düğmesini (üçgen başlangıç sembolü) seçin. Onaylamak için Tamam'ı tıklayın.
    7. Tıkla Duraklat Kaydı sonlandırmak için düğmesine basın .
    8. Deneysel veri toplama için, deneysel gereksinimlere göre örneklem yapın.
  3. Veri analizi
    1. Telemetri verilerini yükleyin. Yazılımda, Dosya > Veri Yükle'ye gidin. Hedef Parametreler'i seçin. Form Listesinden Vericiler'i seçin ve analiz zaman dilimini kaydedilen başlatma/durdurma zamanlarına göre ayarlayın.
    2. BP ofsetini belirleyin: Örneklemenin sona ermesinden önceki 30 dakikalık süreden verileri çıkarın. Değerleri Ortalama ± SEM olarak hesaplayın ve raporlayın.
    3. Nabız basıncı, sistolik KB (SBP), diyastolik KB (DBP), ortalama arter basıncı (MAP), HR ve aktivite sayıları dahil olmak üzere kardiyovasküler parametreleri dışa aktarın (Şekil 7A). Hacim Basıncı Kaydı (VPR) prensibi ile farelerde BP'yi ölçmek ve analiz için basınç eğrileri oluşturmak için kuyruk manşeti yöntemi 5,6,28'i (Ek Dosya 2) kullanın (Şekil 7B).
    4. İstatistiksel analiz: Verileri SEM ± ortalama olarak ifade edin. GraphPad Prism 8.0 kullanarak istatistiksel analizler yapın. Eşleştirilmemiş bir Student's t testi ile grup ortalamaları arasındaki farkları değerlendirin ve 24 saatlik sürekli verileri iki yönlü ANOVA ve ardından Bonferroni'nin post hoc testi ile analiz edin. 0,05bir p değerinin istatistiksel anlamlılığı gösterdiği kabul edilir.

6. Vericilerin alınması

  1. Standart teknikler kullanarak hayvana ötenazi yapın. Katetere zarar verebileceğinden servikal çıkık kullanmayın.
  2. Vericiyi içeren deri altı cebini ince cerrahi makasla kesin. Cebin kaudal ucundan başlayın ve kateterle temastan kaçınarak kesiği kraniyal olarak uzatın. Vericiyi cepten çıkarın ve katetere zarar vermemeye dikkat ederek insizyona kraniyal olarak ventral boyun bölgesine doğru devam edin.
  3. Kateteri tüm bağ dokusundan kurtarın. Vericiyi yavaşça kaldırın ve kateterin yanlışlıkla kesilmesini önlemek için hayvanın başının yakınındaki cerrahi alana yerleştirin.
  4. İnce cerrahi makasla orta hatta bir karın kesisi yapın ve diyaframı ve sternumu kesecek şekilde kraniyal olarak uzatın. Göğüs boşluğunu tamamen ortaya çıkarmak için yan göğüs kafesi boyunca iki taraflı kesiler oluşturun.
  5. Kalbi tanımlayın. Aort arkını görselleştirmek için beyaz doku olarak görünen timus bezini dikkatlice inceleyin ve çıkarın. Kateter timusun altındaki aort arkının içinde yer aldığından, alttaki damarlara zarar vermemek için diseksiyon sırasında yalnızca timusu kavrayın.
  6. Timus çıkarıldıktan sonra aort arkını bulun. Çevre dokulardan nazikçe izole edin ve kateter ucunu bulmak için kemerin altına ince uçlu forseps yerleştirin. Katetere zarar vermemeye dikkat ederek, kateter ucunu ortaya çıkarmak için bu bölgedeki aort arkını kesin.
  7. Kateter ucunu takip edin ve aortu ligasyon sütür bölgesine kadar ortak karotis artere doğru dikkatlice kesin. Yerleştirme noktasını ortaya çıkarmak ve tüm kateteri almak için dikiş düğümünü yavaşça kesin.

7. Vericilerin yerinde temizlenmesi ve yeniden sterilizasyonu

  1. Doku ve kalıntıların uzaklaştırılması: %1'lik bir Tergazyme solüsyonu hazırlayın. Kanı, serum proteinlerini ve doku kalıntılarını gidermek için vericiyi 24 saat boyunca solüsyonda bekletin. Akan su altında iyice durulayın.
  2. Dekontaminasyon: Çeker ocak altında çalışın. Vericiyi 24 saat boyunca kapalı bir 50 mL santrifüj tüpü içinde glutaraldehite batırın. Steril salinle iyice durulayın ve steril bir pakette saklayın.

8. Regel şırınga hazırlama ve kateter doldurma

  1. Temiz eldiven giyin. İğne ucundan az miktarda jel sağarak şırıngadaki havayı boşaltın.
  2. HD-S10 için iğne ucunu kenarlarına dokunmadan kateterin içine yerleştirin. Herhangi bir artık malzemenin yüzeyinin altına ilerletin. Uç tamamen dolana ve kabarcık veya kalıntı kalmayana kadar iğneyi yavaşça geri çekerken hafif basınç altında jel enjekte edin.
  3. HD-X11 için iğne batırmaktan kaçının. Steril bir yüzeye küçük bir damla jel yerleştirin. Havayı veya trombüsü dışarı atmak için kateter ampulünü hafifçe sıkıştırın. Jel damlacığı ile deliğe temas edin. Kılcal hareket ve negatif basınç yoluyla retrograd doluma izin vermek için bırakın.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

C57BL/6 Farelerde KB ve HR'nin sürekli telemetrik kaydı
Sekiz haftalık erkek C57BL/6 fareleri, karotis arter kanülasyonu (CAC) veya abdominal aort kanülasyonu (AAC) ile verici implantasyonuna tabi tutulmak üzere randomize edildi. 10 günlük iyileşmenin ardından başlangıç KB kaydedildi. 24 saatlik sürekli izleme, beklenen sirkadiyen ritimle kararlı ve güvenilir sinyalleri doğruladı ve gece gündüz değerlerinden biraz daha yüksek olduğunu gösterdi. CAC ile karşılaştırıldığında, AAC daha yüksek SBP (

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Protokol içindeki kritik adımlar
İmplante edilebilir telemetri, bilinçli, serbestçe hareket eden kemirgenlerde sürekli, yüksek kaliteli kardiyovasküler izleme için altın standart olarak kabul edilmektedir31,32. Kritik bir adım, deneysel hedeflere dayalı olarak kateter implantasyon yerinin (karotis arter veya abdominal aort) seçilmesidir. Karotis arter implantasyonu teknik basitlik sunar ve akut çalışmalar veya...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarların açıklayacak hiçbir şeyi yoktur.

Teşekkürler

Bu çalışma Çin Doğa Bilimleri Vakfı tarafından desteklenmiştir (hibe 82230012, N. Wang'a 81830015, hibe 91939108, 82570478 L. Xiao'ya).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
APR-1 Ortam Basınç ReferansıUluslararası Veri Bilimleri (DSI)APR-1 Ortam Basınç Referansı, her DSI telemetri sisteminin gerekli bir bileşenidir; burada basınç ölçümleri izlenir; bu da barometrik basınç değişiminin telemetri implantları tarafından alınan mutlak (vakuma göre) ölçümler üzerindeki etkilerini dinamik olarak telafi etmek için
Selüloz yama kitiUluslararası Veri Bilimleri (DSI)370-0036-001
GlutaraldehitMetriCide89132-856
Graefe forseps-eğri, dişliUluslararası Veri Bilimleri (DSI)11054-10
İmplant (HD-S10)Uluslararası Veri Bilimleri (DSI)825969
İmplant (HD-S10)Uluslararası Veri Bilimleri (DSI)910265
İmplant (HD-X11)Uluslararası Veri Bilimleri (DSI)1315981
İmplant (HD-X11)Uluslararası Veri Bilimleri (DSI)1315986
izofluranRWD Yaşam BilimleriR510-22-10
Lexar-Baby Scissors-düz, 10 cmUluslararası Veri Bilimleri (DSI)14078-10
Matrix 2.0 (MX2) Uluslararası Veri Bilimleri (DSI)Matrix 2.0 (MX2), PhysioTel ve PhysioTel HD telemetri implantları ile satın alma bilgisayarı arasındaki iletişimi yönetir.
Moria Enstrüman KutusuUluslararası Veri Bilimleri (DSI)20311-21
Normal SalinKelong İlaçC1250213B1
Olsen-Hegar İğne Tutucu-ekstra hassasUluslararası Veri Bilimleri (DSI)12002-12
pentobarbital sodyumSigma-AldrichP3761
RPC-1 alıcılarıUluslararası Veri Bilimleri (DSI)34668RPC-1 alıcısı en çok plastik kafeslerde tutulan ve alıcının üstüne yerleştirilebilen hayvanları izlemek için kullanılır. RPC-1 alıcısı, dijital telemetri yoluyla iletilen verilerin güvenilir şekilde alınmasını sağlar ve iletim deseninin yönlülüğü nedeniyle kesintileri en aza indirmek için dik açılarda konumlandırılmış iki alıcı antene sahiptir.
RPC-1 alıcılarıUluslararası Veri Bilimleri (DSI)34669
TergazymeSigma-AldrichZ273287
Damar Kanülasyonu Pensetleri, 11 cm uzunluğundaUluslararası Veri Bilimleri (DSI)00608-11
Gemi Genişletici-45 derece açılı uç, 13,5 cm uzunluğundaUluslararası Veri Bilimleri (DSI)00276-13
Vetbond doku yapıştırıcısıMinnesota Madencilik ve İmalat Şirketi (3M)1469SB
Ksilazin 20Sigma-AldrichX1251
Zoletil 50Virbac Laboratuvarları

Kaynaklar

  1. Van Vliet, B. N., Chafe, L. L., Montani, J. P. Characteristics of 24 h telemetered blood pressure in enos-knockout and c57bl/6j control mice. J Physiol. 549 (Pt 1), 313-325 (2003).
  2. Braga, V. A., Prabhakar, N. R. Refinement of telemetry for measuring blood pressure in conscious rats. J Am Assoc Lab Anim Sci. 48 (3), 268-271 (2009).
  3. Morgan, T. O., et al. Cardiac hypertrophy depends upon sleep blood pressure: A study in rats. J Hypertens. 18 (4), 445-451 (2000).
  4. Kurtz, T. W., Griffin, K. A., Bidani, A. K., Davisson, R. L., Hall, J. E. Recommendations for blood pressure measurement in animals. Arteriosclerosis Thrombosis Vasc Biol. 25 (3), 478-479 (2005).
  5. Wang, Y., Thatcher, S. E., Cassis, L. A. Measuring blood pressure using a noninvasive tail cuff method in mice. Methods Mol Biol. 1614, 69-73 (2017).
  6. Feng, M., et al. Validation of volume-pressure recording tail-cuff blood pressure measurements. Am J Hypertens. 21 (12), 1288-1291 (2008).
  7. Mancarella, S., Parks, C., Alam, M. A. Long-term blood pressure measurement in freely moving mice using telemetry. J Vis Exp. (111), e53991(2016).
  8. Butz, G. M., Davisson, R. L. Long-term telemetric measurement of cardiovascular parameters in awake mice: A physiological genomics tool. Physiol Genomics. 5 (2), 89-97 (2001).
  9. Mills, P. A., et al. A new method for measurement of blood pressure, heart rate, and activity in the mouse by radiotelemetry. J Appl Physiol (1985). 88 (5), 1537-1544 (2000).
  10. Huetteman, D. A., Bogie, H. Direct blood pressure monitoring in laboratory rodents via implantable radio telemetry. Methods Mol Biol. 573, 57-73 (2009).
  11. Popova, A., et al. Adaptation to a blood pressure telemetry system revealed by measures of activity, agility and operant learning in mice. J Pharmacol Toxicolog Methods. 85, 29-37 (2017).
  12. Lemmer, B., Mattes, A., Böhm, M., Ganten, D. Circadian blood pressure variation in transgenic hypertensive rats. Hypertension. 22 (1), 97-101 (1993).
  13. El-Mas, M. M., Abdel-Rahman, A. A. Longitudinal studies on the effect of hypertension on circadian hemodynamic and autonomic rhythms in telemetered rats. Life Sciences. 76 (8), 901-915 (2005).
  14. Anderson, N. H., et al. Telemetry for cardiovascular monitoring in a pharmacological study: New approaches to data analysis. Hypertension. 33 (1 Pt 2), 248-255 (1999).
  15. Kapsdorferová, V., Grešová, S., Švorc, P. Measurement of blood pressure in rats: Invasive or noninvasive methods. Physiol Rep. 12 (17), e70041(2024).
  16. Hilliard, L. M., et al. Gender differences in pressure-natriuresis and renal autoregulation. Hypertension. 57 (2), 275-282 (2011).
  17. Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, part ii: Anesthetic considerations in preclinical imaging studies. Ilar J. 53 (1), E70-E81 (2012).
  18. Chang, M. Y., et al. A mice model of chlorhexidine gluconate-induced peritoneal damage. J Vis Exp. (182), e63903(2022).
  19. Carbone, E. T., Lindstrom, K. E., Diep, S., Carbone, L. Duration of action of sustained-release buprenorphine in 2 strains of mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 51 (6), 815-819 (2012).
  20. Kuchinsky, S., Ascher, J. Postoperative multimodal pain management. Lab Animal. 44 (4), 132-134 (2015).
  21. Busch, U., et al. Pharmacokinetics of meloxicam in animals and the relevance to humans. Drug Metab Dispos. 26 (6), 576-584 (1998).
  22. Bourque, S. L., Adams, M. A., Nakatsu, K., Winterborn, A. Comparison of buprenorphine and meloxicam for postsurgical analgesia in rats: Effects on body weight, locomotor activity, and hemodynamic parameters. J Am Assoc Lab Anim Sci. 49 (5), 617-622 (2010).
  23. Oliver, V. L., Pang, D. S. J. Pain recognition in rodents. Vet Clin North Am Exot Anim Pract. 26 (1), 121-149 (2023).
  24. Matsumiya, L. C., et al. Using the mouse grimace scale to reevaluate the efficacy of postoperative analgesics in laboratory mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 51 (1), 42-49 (2012).
  25. Mogil, J. S., Pang, D. S. J., Silva Dutra, G. G., Chambers, C. T. The development and use of facial grimace scales for pain measurement in animals. Neurosci Biobehav Rev. 116, 480-493 (2020).
  26. Le Moëne, O., Larsson, M. A new tool for quantifying mouse facial expressions. eNeuro. 10 (2), (2023).
  27. Jacobsen, K. R., Kalliokoski, O., Teilmann, A. C., Hau, J., Abelson, K. S. Postsurgical food and water consumption, fecal corticosterone metabolites, and behavior assessment as noninvasive measures of pain in vasectomized balb/c mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 51 (1), 69-75 (2012).
  28. Daugherty, A., Rateri, D., Hong, L., Balakrishnan, A. Measuring blood pressure in mice using volume pressure recording, a tail-cuff method. J Vis Exp. (27), e1291(2009).
  29. Safar, M., Chamiot-Clerc, P., Dagher, G., Renaud, J. F. Pulse pressure, endothelium function, and arterial stiffness in spontaneously hypertensive rats. Hypertension. 38 (6), 1416-1421 (2001).
  30. Jama, H. A., et al. Rodent models of hypertension. Br J Pharmacol. 179 (5), 918-937 (2021).
  31. Pickering, T. G., et al. Recommendations for blood pressure measurement in humans and experimental animals: Part 1: Blood pressure measurement in humans: A statement for professionals from the subcommittee of professional and public education of the American Heart Association Council on High Blood Pressure Research. Circulation. 111 (5), 697-716 (2005).
  32. Gunasekaran, D., Turner, J. M. Current and developing technologies for bp monitoring. Curr Cardiol Rep. 25 (10), 1151-1156 (2023).
  33. Faraci, F. M., Heistad, D. D., Mayhan, W. G. Role of large arteries in regulation of blood flow to brain stem in cats. J Physiol. 387, 115-123 (1987).
  34. Santillan, A., et al. Cannulation of the internal carotid artery in mice: A novel technique for intra-arterial delivery of therapeutics. J Neurosci Methods. 222, 106-110 (2014).
  35. Sasaki, T., et al. A novel model of occlusive thrombus formation in mice. Lab Invest. 84 (11), 1526-1532 (2004).
  36. Flores Gerónimo, J., Corvera Poiré, E., Chowienczyk, P., Alastruey, J. Estimating central pulse pressure from blood flow by identifying the main physical determinants of pulse pressure amplification. Front Physiol. 12, 608098(2021).
  37. Rötzer, R. D., et al. Implantation of combined telemetric ecg and blood pressure transmitters to determine spontaneous baroreflex sensitivity in conscious mice. J Vis Exp. (168), e62101(2021).
  38. Mccormick, D., et al. Frequency response of implantable blood pressure telemetry systems. Clin Exp Pharmacol Physiol. 37 (8), 862-869 (2010).
  39. Wang, Y., Thatcher, S. E., Cassis, L. A. Blood pressure monitoring using radio telemetry method in mice. Methods Mol Biol. 1614, 75-85 (2017).
  40. Pichler, G., et al. Pulse pressure amplification and its determinants. Blood Press. 25 (1), 21-27 (2016).
  41. Mattson, D. L. Comparison of arterial blood pressure in different strains of mice. Am J Hypertens. 14 (5 Pt 1), 405-408 (2001).
  42. Westerhof, N., Lankhaar, J. W., Westerhof, B. E. The arterial windkessel. Med Biol Eng Comput. 47 (2), 131-141 (2009).
  43. Safar, M. E., et al. Central pulse pressure and mortality in end-stage renal disease. Hypertension. 39 (3), 735-738 (2002).
  44. Drüeke, T. B., Devuyst, O. Blood pressure measurement in mice: Tail-cuff or telemetry. Kidney Int. 96 (1), 36(2019).
  45. Cruz-López, E. O., Merkus, D., Danser, A. H. J. Blood pressure monitoring through radiotelemetry: Exploring the viability of its application in multihoused small laboratory animals. Hypertension. 81 (5), 947-950 (2024).
  46. Leung, C. C. Current role of the cardiomems device for management of patients with heart failure. Curr Cardiol Rep. 21 (9), 98(2019).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

Kan Basıncı ÖlçümüKarotis ArterAbdominal AortaHipertansiyon ÇalışmalarıHemodinamik ParametrelerCerrahi İmplantasyon
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.