Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Bronkoskopik Sitoloji ve Metagenomik Dizileme Kanser Tedavisi Ile İlgili ve Enfeksiyon Akciğer Yaralanmasını Ayırt Etmek İçin

224 görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/70725

⸱

26 Mayıs 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Respiratory Medicine, Center for Pathogen Biology and Infectious Diseases, The First Hospital of Jilin University, 2Pulmonary and Critical Care Medicine Department, First Hospital of Jilin University, 3Department of Thoracic Surgery, The First Hospital of Jilin University

Bu makalede

Özet

Burada, bronkoloveoller lavaj sıvısının (BALF) entegre bronkoskopi rehberliğinde toplama, sitolojik analiz ve metagenomik yeni nesil dizileme (mNGS) yoluyla değerlendirilmesi için bir protokol sunuyoruz. Bu kapsamlı iş akışı, kanser tedavisiyle ilgili akciğer hasarını akciğer enfeksiyonlarından doğru şekilde ayırt eder ve kesin ve zamanında klinik kararlar alınmasını kolaylaştırır.

Özet

Kanser tedavisine bağlı akciğer hasarı (CTLI) olan hastalar sıklıkla enfeksîyoner zatürre veya tümör ilerlemesini taklit eden spesifik olmayan solunum solunum semptomları ve radyolojik değişikliklerle karşılaşır ve kesin bir tanı için önemli bir zorluk oluşturur. Geleneksel tanı süreçleri, çoğunlukla kan biyobelirteçleri ve standart mikrobiyal kültürlerle değerlendirilir, genellikle net bir tanı koyamaz ve çok uzun zaman alır. Burada, bronkoalveolar lavaj sıvısı (BALF) sitolojik analizini metagenomik yeni nesil dizileme (mNGS) ile birleştirerek CTLI'yi teşhis etmek için kapsamlı bir protokol sunuyoruz. Prosedürel iş akışı üç ana aşamadan oluşur. İlk olarak, yüksek kaliteli BALF örnekleri elde etmek için standart bronkoskopi yapılır. İkinci olarak, elde edilen BALF örneklerinin sitolojik analizi akciğer mikroçevresinin bir anlık görüntüsünü sağlar. Bu, iltihap özelliklerin tanımlanmasını ve tümör ilerlemesini dışlamak için kötü huylu hücrelerin taramasını mümkün kılar. Son olarak, mNGS aktif enfeksiyon etiyolojilerini belirlemek veya dışlamak için kullanılır. Bu gelişmiş genomik teknik, hızlı, son derece hassas ve tarafsız patojen tespitini sağlar ve geleneksel kültürlerin sınırlamalarını başarıyla aşmaktadır. Bu yöntemi kullanan temsil eden sonuçlar, bu yaklaşımın bağışıklık ilişkili pnömoniti aktif akciğer enfeksiyonları veya tümör ilerlemesinden etkili şekilde ayırt edebildiğini göstermektedir. Geleneksel tanı yöntemleriyle karşılaştırıldığında, bu protokol CTLI'yi enfeksiyon etiyolojileri ve gizli malignitelerden hızlı ve doğru şekilde ayırt etme avantajına sahiptir. Sonuç olarak, bu standartlaştırılmış iş akışı klinik tanıları netleştirir, kritik tedavi kararlarını yönlendirir ve hasta sonuçlarını iyileştirir.

Giriş

Bağışıklık kontrol noktası inhibitörleri ve hedefli tedaviler gibi antitümör tedavilerindeki ilerlemeler, hasta hayatta kalmalarını önemli ölçüde iyileştirirken, aynı zamanda kanser tedavisine bağlı akciğer hasarı (CTLI) olarak bilinen enfeksüz olmayan akciğer toksisitelerinin insidansını da artırmıştır.. Özellikle, kontrol noktası inhibitörü pnömoniti (CIP) ölümcül bir bağışıklıkla ilişkili adın olay olarak ortaya çıkmıştır; genel insidans oranları %2–19 arasında ve ölüm oranları %35'e kadar ulaşmıştır8,9,10. CTLI'nin teşhisi büyük bir klinik zorluk taşır çünkü spesifik olmayan solunum semptomları ve radyolojik belirtileri—örneğin ground cam opasiteleri, konsolidasyon veya retiküler opasiteler—enfeksîyonel zatürre veya tümör ilerlemesi 11,12,13,14 gibi belirtileri yakından taklit eder.

Şu anda, bir CTLI teşhisi diğer etiyolojiler dikkatlice dışlanarakbelirlenmelidir 15. Geleneksel tanı iş akışları, zaman alıcı olan ve sıklıkla kesin bir tanı veremeyen kan biyobelirteçleri ve standart mikrobiyal kültürleredayanır; 16,17,18,19,20,21,22,23. Cerrahi akciğer biyopsisi net histopatolojik kanıtlar sunsa da, invazivliği kritik kanser hastaları için uygun değildir. Sonuç olarak, etkili, minimal invaziv bir tanı yaklaşımına kritik ihtiyaç vardır. Klinik uygulamada, burada tanımlanan protokol, daha önce anti-tümör tedavileri (örneğin immünoterapi veya hedefli tedavi) almış veya almaya devam eden ve yeni solunum semptomları ile akciğer görüntüleme değişiklikleri yaşayan kanser hastalarına uygulanmalıdır. Özellikle CTLI klinik olarak şüphelenildiğinde, standart invaziv olmayan testler net bir tanı veremese ve hasta invaziv cerrahi muayenelere tahammül edemediğinde önerilir.

Bronkoskopi, bronkoalveoller lavaj (BAL) ile birleştiğinde, alt solunum yolunun minimal invaziv "sıvı biyopsisi"olarak hizmet eder 24. BAL sıvı (BALF) sitolojik analizini metagenomik yeni nesil dizileme (mNGS) ile entegre ederek, bu yaklaşım mevcut tanı iş akışlarını önemli ölçüde geliştirir. İlk olarak, BALF sitolojisi akciğer mikro ortamın doğrudan bir anlık görüntüsünü sağlar; CIP'de lenfositoz ve ters CD4/CD8 oranı gibi karakteristik inflamatuar özellikleri25 tespit edebilir ve aynı zamanda tümör ilerlemesini dışlamak için kötü hutlu hücreleritarar. 26,27,28,29,30. İkinci olarak, mNGS hızlı, son derece hassas ve tarafsız patojen tespitini sağlar; geleneksel kültürlerin düşük tespit oranlarını ve gecikmelerini, özellikle hassas bakteriler veya atipikpatojenler için 31,32,33,34,35. Bu yöntemlerin birleşik kullanımı, karma enfeksiyonların tespitini önemli ölçüde iyileştirdiği ve hassas tedavilere yol gösterdiği, hasta ölümünü önemli ölçüdeazalttığı gösterilmiştir 4,5.

Bu klinik potansiyele rağmen, CTLI bağlamında kapsamlı BALF toplama ve analiz için şu anda standart bir protokol bulunmamaktadır. Burada, bronkoskopi yoluyla BALF alınması ve işlenmesi için standartlaştırılmış bir protokol sunuyoruz; bu protokol sitolojik değerlendirmeyi mNGS ile açıkça birleştirir. Bu iş akışının metodolojik yeniliği, çift taraflı tanı yeteneğinde yatmaktadır: sitolojiyi kullanarak bağışıklık mikroçevresini haritalandırır ve maligniteyi dışarı çıkarır; mNGS ile birlikte aktif enfeksiyonları kesin olarak ekarte eder veya dışlar. Geleneksel tanı yöntemlerine kıyasla, bu entegre protokol CTLI'yi enfeksiyon etiyolojilerinden ve gizli tümör ilerlemesinden hızlı ve doğru şekilde ayırt etme avantajını sunar. Sonuç olarak, bu standartlaştırılmış iş akışı tanı zaman çizelgesini hızlandırır ve zamanında, hedefli klinik müdahaleleri yönlendirir (Şekil 1).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Bu protokol, Helsinki Bildirgesi'nin ilkelerine bağlıdır ve hastanemizin kurumsal inceleme kurulu tarafından onaylandı. İşlemden önce tüm katılımcılardan bilgilendirilmiş onayı alındı.

1. Ön prosedür hazırlığı

  1. Hasta değerlendirmesi (bronkoskopiden sonraki 1 hafta içinde)
    1. İnvaziv bir prosedür için güvenliği sağlamak amacıyla tam kan sayımı ve pıhtılaşma profili dahil olmak üzere son laboratuvar testlerini alın (Ek Dosya 1).
    2. 12 lead-elektrokardiyogram yapın.
    3. Hayati belirtileri değerlendirin ve hemodinamik stabiliteyi garantileyin.
    4. Akciğer fonksiyonunu değerlendirmek için hastanın dinlenme sırasında oda havasındaki oksijen doygunluğunu ölçün.
      NOT: Eğer SpO₂ düşükse veya hastada solunum sistemi varsa, başlangıç PaO₂/PaCO₂ için arteriyal kan gazı analizi yapılmasını düşünün.
    5. Tüm kontrendikasyonları kontrol edin.
    6. Hastaya işlemden önce en az 6 saat oruç tutmasını ve aspirasyon riskini azaltmak için 2 saat su içmemesini söyle.
    7. Üst hava yolu kontaminasyonunu en aza indirmek için işlem öncesinde ağız ve burun emdirme ve temizlik işlemi yapın.
  2. Ekipman ve personel hazırlığı
    1. Tüm gerekli bronkoskopi cihazlarını ve izleme ekipmanlarını hazırlayın. Hastanın hava yolu anatomisine göre uygun bir bronkoskop boyutu seçin. Bronkoskopun emme işlevselliğini doğrulayın.
      NOT: Olası hava yolu komplikasyonlarını yönetmek için acil revizyon ekipmanlarının, ek oksijen dağıtım cihazları ve emici cihazların işlem odasında hemen hazır olduğundan emin olun. Standart eğitime sahip herhangi bir board sertifikalı bronkoskopist, bu prosedürü özel sertifikalar olmadan bağımsız olarak uygulayabilir.
    2. Yıkama için tasarlanan steril fizyolojik salini (%0,9 NaCl) 37 °C'ye kadar ısıtın.
    3. Isıtılmış steril salinten 100–150 mL'yi birden fazla 20 mL şırıngaya çekip, hızlı indamlamayı kolaylaştırın.
  3. Hasta konumlandırma ve izleme kurulumu
    1. Hastayı bronkoskopi masasına sırtüstü yatırın.
    2. İşleme başlamadan önce hasta için sürekli izleme ekipmanı kurun.
      1. Sürekli kalp aktivite izleme için elektrokardiyogram (EKG) kablolarını doğrudan hastanın göğsüne uygulayın.
      2. Sürekli olarak kan, oksijen doygunluğunu ve nabızını izlemek için hastanın parmağına bir puls oksimetresi probu bağlayın.
      3. Venöz kan basıncını sürekli tespit etmek için hastanın üst koluna invaziv olmayan bir tansiyon manşeti takın.
  4. Oksijen destek cihazı kurulumu ve işlem sonrası süt bırakma
    1. Hastanın başlangıç solunum durumuna göre uygun oksijen destek cihazını hazırlayın ve yapılandırın. Bronkoskopiye başlamadan önce bu konfigürasyonu tamamlayın.
    2. Yüksek akışlı burun kanülü (HFNC) kurulumu
      1. SpO2 ≥ %90 oda havasında ve hiperkapniya olmayan hastalar için HFNC sistemi seçin. Kanülü hastaya bağlayın ve başlangıç gaz akış hızını 1.0FiO 2 ile ≥60 L/dakika olarak ayarlayın. İşlem boyunca FiO2'yi sürekli olarak titreleyerek SpO2 ≥ %90 kalmasını sağlayın.
    3. İnvaziv olmayan ventilasyon (NIV) hastaları için geçiş stratejisi
      1. NIV maskesini çıkarın ve hastayı bronkoskop takmadan hemen önce HFNC sistemine geçirin. HFNC gaz akış hızını ≥60 L/dakika olarak ayarlayın, FiO2 değeri ise 1.0. Maskesiz dönemde aktif hava yolu emdirmesi yapılarak salgıları temizleyin ve hava yolu açıklığını optimize edin.
      2. NIV'den HFNC'ye geçici geçiş sırasında hastanın desatürasyon olup olmadığını yakından takip edin. Eğer SpO₂ %90'ın altına düşerse ve emiş ile maksimum HFNC ayarlarına dirençli kalırsa, bronkoskopi işlemi derhal iptal edilsin. Pozitif basıncı geri getirmek için NIV maskesini hemen tekrar uygulayın veya hastanın solunum durumu kötüleşirse invaziv endotrakeal entübasyona geçin.
    4. İnvaziv mekanik ventilasyon (IMV) sistemi
      1. Gelgit hacmini tahmin edilen vücut ağırlığının 6–8 mL/kg'sı, FiO₂� olarak 1.0, pozitif spirasyon basıncı (PEEP) 5–8 cmH₂O ve solunum hızını 12–16 nefes/dakika olarak ayarlayın. Bronkoskopu doğrudan yerleşik endotrakeal tüpten geçirin.
    5. Bronkoalveolar lavaj (BAL) tamamlandıktan sonra sürekli hayati işaret izlemesini sürdürün. SpO2'yi %92 ile %96 arasında sürdürmek için ek oksijeni titre edin (kronik hiperkapnisi olan hastalarda %88 ila %92).
    6. Hastanın oksijen desteğini azaltmadan önce aşağıdaki tüm kriterleri karşıladığından emin olun: sedasyondan tamamen çıkma, koruyucu hava yolu reflekslerinin geri kazanılması, hemodinamik stabilite, aktif kanama veya şiddetli bronkospazm olmaması.
    7. HFNC süzülmesinde önce konsantrasyonu azaltın, ardından akış hızını izleyin. FiO₂'yi %5 ila %10 aralıklarla azaltarak ≤40%'a ulaşana kadar. Daha sonra akış hızını %5 ila %10 artışlarla azaltın. Hasta hedef SpO₂'yi %35 FiO₂ ≤ ve 20 L/dakika akış hızı ≤ tuttuğunda HFNC'yi tamamen bırakın.
    8. NIV südden kesilme için, hiposeminin iyileştirildiğinden ve hayati belirtilerin stabil olduğundan emin olun, ardından iki yöntemden birini uygulayın:
      1. IPAP'ı her ayarlamada 2–3 cmH₂O düşürün, PEEP'i 4–5 cmH₂O'ya düşürün ve FiO₂'yi %≤40'a düşürün.
      2. Aralıklı südden kesilme için, hastayı HFNC'ye geçirerek spontan nefes alma süresini kolaylaştırabilir ve kademeli olarak uzatır. Hastada takipne (>30 nefes/dakika), taşikardi (>140 vuruş/dakika), solunum kası yorgunluğu, değişen ruhsal durum veya SpO₂ %90 < varsa, hemen tam NIV desteğini yeniden başlatın.
    9. IMV südden ayırma için spontan bir nefes denemesi veya manşet sızıntısı testi yapın. Ekstübasyona ancak hasta denemeyi başarıyla geçtikten, yeterli spontan öksürük gücü gösterdikten ve minimum hava yolu salgısı gösterdikten sonra devam edin.
  5. Sedasyon ve anestezi
    1. Burun mukozası ve orofarenks'e %2 lidokain enjekte edin, 2–5 doz halinde bölünür.
    2. Bronkoskopun çalışma kanalı üzerinden bölünmüş dozlarda %2 10 ml lidokain aşılayın. Bu dozları adım adım uygulayarak bronkoskopu hava yoluna ilerleterek trakeal mukoza, karina ve bronş ağacını kaplayabilirsiniz.
      NOT: Topikal lidokainin mutlak maksimum güvenli dozu belirsizdir. Toksisite genellikle serum konsantrasyonu 5 μg/mL'yi aştığında ortaya çıkar, ancak öznel yan etkiler daha düşük konsantrasyonlarda ortaya çıkabilir. Verilen anestezi miktarının toplam miktarını dikkatlice takip edin.
    3. Hasta tercihe, anksiyete derecesi ve beklenen prosedür toleransına göre sistemik sedasyon uygulayarak yeterli anestezi sağlanır, hasta konforunu en üst düzeye çıkarır ve öksürüğü azaltır. Midazolamı yavaş damar içi enjeksiyonla 2–2,5 mg verin, ya da zayıf veya yaşlı hastalar için dozu 0,5–1 mg'adüşürmek 36.
    4. SpO₂, EKG ve invaziv olmayan kan basıncını (NIBP) sürekli olarak izlemek37.
      NOT: Sistemik sedasyon, refrakter hipoksemi, hava yolu çökmesi ve acil trakeal entübasyon risklerini önemli ölçüde artırır. İşlem boyunca hastayı yakından takip edin.

2. BAL prosedürü

NOT: BALF toplama prosedürünü standart protokoller ve klinik uygulama kılavuzlarına uygun olarak sıkı şekilde gerçekleştirin.

  1. Hedef akciğer segmenti seçimi (Şekil 2)
    1. İşlemden önce hastanın en son yüksek çözünürlüklü göğüs bilgisayar tomografisi (HRCT) taramasını inceleyerek akciğer hastalığının kesin anatomik dağılımını belirleyin.
    2. HRCT taramasında belirlenen hastalık dağılımına göre BAL için hedef akciğer segmentini seçin.
    3. Bronkoskopu, en çok radyografik olarak etkilenen segmentte veya lokal veya belirgin asimetrik hastalık için en hızlı ilerlemeyi gösteren segmentte yıkama yapması için yönlendirin.
    4. Bronkoskopu sağ orta lobu veya sol üst lobun lingulasını diffuz veya simetrik hastalık için yıkamaya yönlendirin; çünkü bu anatomik bölgeler genellikle yeterli sıvı geri dönüşü sağlar.
  2. Ön lavaj ve örnek atılma
    1. Bronkoskop üzerinden 20–30 mL ısıtılmış tuzlu sunu sıkışmış segmente yerleştirin. 20–30 saniye bekleyin.
    2. Sıvıyı geri çekmek için nazik emici (negatif basınç 50–100 mmHg) uygulayın. Bu ilk aliquotu tuzağa toplayıp analiz için göndermeden at, çünkü içinde mukus ve bronş kalıntıları olabilir.
  3. Ana yıkama prosedürü
    1. %0,9 normal salin içeren steril bir şırıngayı bronkoskopun çalışma kanalı portuna sıkıca bağlayın.
    2. Çalışma kanalından 3–5 saniye boyunca 20 ml tuzlu su enjekte edin. Enjeksiyondan hemen sonra 5–10 saniye duraklayın, böylece sıvı yerçekimiyle tamamen dağılır ve distal alveolar boşluklara yerleşir.
    3. Yerleştirilen sıvıyı steril toplama tuzağına geri getirmek için nazik emiş uygulayın. Önemli hava yolu çökmeleri veya hava yolu mukozasına zarar vermesini önlemek için emme basıncını 100 mmHg'nin altında tutun.
    4. Aşağı solunum yolu örneğinin yeterli ve temsil edici olması için toplam infüze hacmi 100 ile 150 mL arasında olana kadar damızlama, duraklatma ve emme dizisini sıkı bir şekilde tekrarlayın.
      NOT: İşlem boyunca hastanın hayati belirtilerini, oksijen doygunluğunu ve rahatlığını sürekli takip edin. Şiddetli öksürük veya desatürasyon oluşursa işlemi hemen durdurun ve ancak hasta stabilize olunduktan sonra devam edin.
  4. Sıvı geri kazanım tekniği
    1. Hava yollarının çökmesini önlemek için düşük emiş basıncı (≤100 mmHg) kullanın.
    2. Sürekli emiş yerine "pulslu emizme" tekniği kullanın: emici tüpünü aralıklı olarak kapatıp serbest bırakarak hava karışmasını sağlar, sıvıyı harekete geçirir ve bronxun dürbüne karşı çökmesini engeller.
    3. En az 40–60 mL BALF toplama hedefi.
      NOT: Hastada komplikasyonlar (örneğin bronkospazm, tolerans edilemez hipoksemi) gelişirse, tam hacim geri kazanılmasa bile, yıkamayı durdurun. BAL intilasyonu ve aspirasyonu için toplam işlem süresini hipoksi riskini en aza indirmek için 2–3 dakikanın altında tutun.
  5. Postlavaj bakımı
    1. BAL'ı tamamladıktan sonra bronkoskopu dikkatlice çekin.
    2. Merkezi hava yollarından kalan salgıları emiyor.
      NOT: Hasta iyileşme sürecinde stabil olana kadar kullanılıyorsa HFNC veya NIV desteğine devam edin. Hastayı kanama veya pnömotoraks gibi prosedür sonrası komplikasyonlar için izleyin.

3. Numune kullanımı ve kalite kontrolü

  1. BALF'nin ölçümü, taşınması ve ilk değerlendirmesi
    1. İşlem sırasında hemen verilen hacmle geri dönen sıvı hacmini kaydedin.
    2. Kurtarma yüzdesini aşağıdaki formülle hesaplayın:
      Recovery yüzdesi = (geri kazanılan hacim / yerleştirilen hacim) × %100
      NOT: %30 ≥ geri kazanma genellikle iyi bir BALF örneği olarak kabul edilir.
    3. Toplanan BALF'ı hemen buz üzerine koyun. BALF'yi derhal laboratuvara taşıyın.
      DIKKAT: İnsan BALF örnekleri potansiyel olarak bulaşıcıdır. Tüm örnekleri uygun standart önlemlerle ele alın.
    4. İşlemden önce BALF örneğinin makroskopik rengini ve bulanıklığını gözlemleyin ve kaydedin.
      NOT: Belirgin veya soluk sarı sıvı, belirgin bulanıklık olmadan genellikle bulaşıcı olmayan durumlar için tipiktir. Bulanık veya sütlü bir görünüm, pulmoner alveolar proteinozis (PAP)38 ile ilişkilidir. Pürülent sıvı, potansiyel bir bakteriyel enfeksiyonu gösterir. Kanlı sıvı olası kanama veya yaygın alveolar kanama39.
  2. Hücre yaşamlılık değerlendirmesi
    1. BALF'yi steril fizyolojik salin kullanarak yaklaşık 1 ×10 6 hücre/mL konsantrasyona kadar seyreltirin.
    2. Sulandırılmış BALF'ı Trypan mavisiyle 1:1 hacim oranında karıştırarak 20 μL reaksiyon karışımı elde edin.
      DIKKAT: Tripan mavisi toksik bir kimyasaldır ve şüpheli bir kanserojendir.
    3. Reaksiyon karışımını oda sıcaklığında (yaklaşık 25 °C) 3 dakika kuluçka yapın.
    4. Karışımı hemositometreye yerleştirin. Hücreleri düşük güçlü bir ışık mikroskobu altında inceleyin.
    5. Hücre yaşamını sistematik olarak belirlemek için en az 200 hücre sayın.
      NOT: Canlı hücreler lekesiz, şeffaf ve morfolojik olarak sağlam kalırken, canlı olmayan hücreler mavi boyayı alır. Güvenilir aşağı sitoloji sayımlarını sağlamak için %90–>%95 arasında başlangıçta hücre canlılığı gereklidir.
  3. Aliquot dağılımı
    1. BALF'yi yıkama işlemi sırasında farklı analizler için belirlenmiş tüplere ayırın.
    2. İlk geri dönen aliquot için Tube 1'i "atılmış" olarak belirtin.
    3. Mikrobiyoloji için Tüp 2'yi belirleyin ve patojen çalışması için 10–20 mL BALF tahsis edin (örneğin, mNGS).
      NOT: Klinik uygulamada rutin bakteriyel gram boyama/kültür, mantar boyama/kültür, asit hızlı basillus (AFB) smear ve PCR aynı anda uygulanır.
    4. Tüp 3'ü sitoloji için belirleyin ve toplam ve diferansiyel hücre sayıları için en az 10 mL ayırın.
    5. Tüp 4'ü isteğe bağlı olarak ayırın ve kalan sıvıyı (kısa süreli için 4 °C, uzun vadede -80 °C) ek testler için depolayın.
      NOT: Test hemen başlayamıyorsa, mNGS örneğini derhal -80 °C'de dondurun. Sitoloji örnekleri taze işlem; eğer gecikme bekleniyorsa, hücre morfolojisini korumak için numuneyi 4 °C'de 24 saate kadar buzdolabına bırakın.

4. BALF'nin laboratuvar işlemesi

  1. Toplam hücre sayısı
    1. Tüpü ters çevirerek BALF'ı nazikçe karıştırın ve hücreleri yeniden süsküyünüz.
    2. Örnekte makroskopik mukus tıkaları ve kalıntılar varsa, BALF'yi uygun miktarda steril fizyolojik salin ile seyreltin.
    3. Steril tıbbi gazlı bezi filtreleme öncesinde steril salinle iyice ıslatın. Sulandırılmış örneği iki katmanlı steril tıbbi gazlı bezden filtreleyin.
    4. Filtratı steril bir toplama tüpüne toplayın. Toplam çekirdekli hücreleri hematoloji analizörü kullanarak sayın.
      NOT: Düşük epitel hücre kontaminasyonu (hücrelerin %<%5'i) ve kırmızı kan hücrelerinin minimum oranı (%<%10) yüksek kaliteli alveolar bir örneği gösterir.
  2. Diferansiyel hücre sayısı
    1. İyi karıştırılmış BALF örneğinden 1 mL 1,5 mL mikrotübe aktarın. Mikrotüpü 211 × g ile 5 dakika boyunca santrifüjlenerek hücreleri yoğunlaştırın.
    2. Üst sıvıyı çıkarın, mikrotüpte tam olarak 50–100 μL sıvı bırakılır. Hücre pelletini kalan üst yüzeye iyice tekrar askıya alın.
    3. Pipet 10–20 μL yeniden askılanmış hücre süspansiyonunu temiz bir cam sürgü yüzeyine, buzlu kenara yakın bir yüzeye yerleştirin.
    4. İkinci temiz cam sürgünü ilk sürgüye 30–45° açı ile tutun. İkinci slaytı nazik bir kama sürme tekniğiyle öne iterek ince, uniform bir hücre bulaşması oluşturun.
    5. 4.2.3'ten 4.2.4'e kadar olan adımları tekrarlayarak 2–3 aynı slayt hazırlanır.
    6. Sürülmüş sürgülerin oda sıcaklığında tamamen hava kurumasına izin verin.
    7. Slaytları Wright-Giemsa yöntemiyle boyan.
    8. Lekelenmiş slaytları yüksek güçlü yağ daldırma objektif (1.000 ×büyütme) kullanarak ışık mikroskobu altında gözlemleyin.
    9. En az 400 hücreyi tanımlayıp kategorize ederek diferansiyel hücre sayısını belirleyin.
      NOT: Yüksek klinik kanser şüphesi olan BALF örneklerini 4 °C'de tutun ve örnek toplandıktan sonra 2 saat içinde standart sitosentrüj için merkezi patoloji laboratuvarına gönderin.
  3. mNGS boru hattı
    1. Bronkoalveolar lavaj sıvısı (BALF) örneğini 65 °C'de 30 dakika boyunca inkubasyon yoluyla inaktive edin.
    2. İnaktif olmayan BALF örneğinin 0,5 mL'sini, içinde 1,5 g 0,5 mm cam boncuk içeren 1,5 mL mikrosantrifüj tüpüne aktarın.
    3. Mikrosantrifüj tüpünü bir vortex mikser üzerinde yatay bir platforma sabitleyin. Karışımı 2.800–3.200 rpm arasında 30 dakika boyunca karıştırarak mekanik mikrobiyal hücre duvarının bozulmasını ve ardından DNA salınımını kolaylaştırın.
    4. Tüpü kısa bir süreliğine santrifüjlenerek boncukları yerleştirin ve süpernatantın 0,3 mL'sini dikkatlice yeni bir 1,5 mL mikrosantrifüj tüpüne aktarın.
    5. Üreticinin talimatlarına sıkı sıkıya uyarak mikro hacimli DNA çıkarma kiti kullanarak süpernatanttan toplam nükleik asitleri çıkarın.
    6. Çıkarılan DNA'nın konsantrasyonunu florometre ile ölçün.
    7. [DURAKLAMA NOKTASI] Çıkarılan DNA'yı kısa süreli kullanım için -20 °C'de veya kütüphane hazırlığı hemen yapılmazsa uzun süreli depolama için -80 °C'de sakla.
    8. Metagenomik kütüphanelerini, ultra düşük girdili bir kütüphane hazırlık seti kullanarak çıkarılmış DNA'dan oluşturun.
    9. Uygun parça boyutları ve yeterli konsantrasyon sağlamak için oluşturulmuş kütüphaneleri inceleyin.
    10. Nitelikli kütüphaneleri yüksek verimlilikli bir dizileme platformunda sıralayın.
  4. Dizileme verilerinin analizi
    1. Düşük kaliteli okuma ve adaptör dizilerini ham dizileme verilerinden dizi işleme yazılımı kullanarak ortadan kaldırın.
    2. 35 baz çiftinden (bp) kısa uzunlukta, düşük karmaşıklık gösteren okumalar ve Phred kalite puanı (Q puanı) 20'nin altında okunan okumalar.
    3. Yüksek kaliteli okumaları, insan DNA dizilerini tanımlamak için Burrows-Wheeler Hizalama algoritması kullanarak insan referans genomuna (hg38 sürümü) hizalayın.
    4. Hizalanmış insan konak dizilerini atarak konak dışı dizileme verilerini izole et.
    5. Kalan konak dışı dizileme okumalarını sınıflandırma referans veritabanına karşı kullanarak tür düzeyinde mikrobiyal bilgi elde eder. Veritabanını, Ulusal Biyoteknoloji Bilgi Merkezi (NCBI) referans dizisi veritabanı gibi yayımlanmış mikrobiyal genom veritabanlarına dayanarak oluşturun. Kapsamlı patojen verileri içerdiğinden emin olun (örneğin, 12.142 bakteri, 2.680 mantar, 10.061 virüs, 654 parazit, 206 mikobakteri ve 120 mikoplazma/klamidyadan oluşan 25.863 patojen).
    6. Aynı çıkarma, kütüphane hazırlama ve biyoinformatik analiz prosedürleriyle işlenerek negatif ('şablonsuz' kontrol, NTC) ve pozitif kontroller oluşturun.
    7. Tanısal değerlendirme için kesin olarak haritalanmış okuma sayısını (SMRN) ve genomik kapsamı inceleyin.
      NOT: SMRN, tür düzeyinde mikroorganizma ile tam olarak hizalanan dizilerin sayısını ifade eder.
    8. Mikroorganizma NTC'de tespit edilmezse ve genomik kapsamı aynı cinsteki mikroplar arasında ilk 10'da yer alıyorsa veya SMRN_sample ile SMRN_NTC oranı 10 > ise (SMRN_NTC ≠ 0) bir bakteriyel, mantar, mikoplazma veya klamidya mNGS sonucunu pozitif olarak sınıflandırın.
    9. SMRN_sample'nin pozitif sonuç için aşağıdaki minimum eşikleri karşıladığını doğrulayın: bakteriler, mantarlar, mikoplazmalar ve klamidyalar için ≥3; ≥100 parazitler; ve Mycobacterium tuberculosis için ≥1.
    10. Virüs NTC'de tespit edilmezse veya SMRN_sample ile SMRN_NTC oranı >5 ise (SMRN_NTC ≠ 0 olduğunda) viral mNGS sonucunu pozitif olarak sınıflandırın.
    11. Virüsler için SMRN_sample ≥1 olduğunu doğrulayın.
    12. Aday patojenlerin bir listesini okuma sayıları veya göreceli bolluklarıyla birlikte derleyin.
    13. Biyoinformatik boru hattında tespit edilen antibiyotik direnç genlerini veya virülans faktörlerini kaydedin.
    14. Okuma sayısını, kontrol gruplarıyla istatistiksel karşılaştırmayı ve klinik önemi birleştirerek önemli bir isabet tanımlayın.
    15. Her tanımlanan patojenin klinik durumu açıklayıp açıklayamayacağını değerlendirin.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Yukarıdaki standart protokolü takip ederek, klinisyenler yüksek kaliteli BALF örneklerini tekrarlanabilir şekilde elde edebilir ve hem hücresel hem de genomik analizlerden yararlanarak CTLI'yi taklitlerinden ayırabilirler. Aşağıda, tipik bulguları göstermek için vakamızdan temsilci bir sonuç sunuyoruz. Evre IV zayıf farklılaşmış akciğer kanseri (sağ plevral bölge primer tümörü) olan 68 yaşındaki bir kadın, pembrolizumab immünoterapisi kullanarak, BALF sitolojisi + mNGS yaklaşımını göster...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Günümüzde kanser tedavisinde, bağışıklık kontrol noktası inhibitörleri (ICI) tarafından indüklenen tedaviyle ilgili organ yaralanmaları, tedavi ilerlemesini kısıtlayabilecek veya hatta hayatı tehdit edebilecek önemli bir klinik endişeolmaya devam etmektedir 3,4. ICI kaynaklı bağışık kaynaklı yan etkiler (irAE'ler) arasında, pnömonit, ölümcül sonuçların birincil nedeni olarak önemli bir dikkatçekmiştir 10 v...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarlar, rekabet eden çıkarları olmadığını belirtirler.

Yapay Zeka Yardımı Bildirisi:
Yazarlar, bu makalenin hazırlanması sırasında yapay zeka destekli teknolojilerin kullanıldığını belirtmektedir. Özellikle, Google'ın Gemini dergisi, yalnızca İngilizce dilini parlatmak, dilbilgisi hatalarını düzeltmek ve yapısal biçimlendirmenin dergi yönergelerine uymasını sağlamak için kullanıldı. Yapay zeka aracı, veri üretimi, analiz veya bilimsel sonuçların yorumlanması için kullanılmadı. Tüm yazarlar, oluşturulan metni kapsamlı şekilde incelemiş, gerekli düzenlemeleri yapmış ve nihai makalenin bilimsel doğruluğu ve bütünlüğünden tam sorumluluğu üstlenmiştir.

Teşekkürler

Bu çalışma, Jilin İl Sağlık Komisyonu'nun Sağlık Teknolojisi Kapasite Geliştirme Projesi (Hibe No. 2023JC007) tarafından desteklenmiştir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
%2 lidokainHunan KelunYokHava yolu mukozası için lokal anestezik.
0,5 mm cam boncuklarSigmaYokMikropların mekanik hücre duvarı bozulması için kullanılır.
BF-260 elektronik bronkoskopOlympusYokBronkoskop, alveolar lavaj sıvısı elde etmek için kullanılır.
Burrows-Wheeler GüzergahıAçık Kaynak0.7.17(RRID:SCR_010910)Dizileri insan genomuna eşleme algoritması.
Yüksek akışlı nemlendirilmiş oksijen terapisi aletiBMC MedicalYokKendiliğinden nefes alan hastalar için belirli bir akış, ısıtılmış ve nemlendirilmiş solunum gazı sağlamaktır.
Vortex mikserScientific  SanayilerYokBilimsel Endüstriler
MidazolamJiangsu EnhuaYokHasta rahatlığı için sistemik sedatif.
Nextseq 550 platformuIlluminaYokBALF'de genomun dizilenmesi için gen dizisi
QIAseq Ultra Düşük Giriş Kütüphane KitiTiangenYokMetagenomik kütüphane oluşturma kiti
Qubit 4.0Thermo Fisher ScientificYokBALF nüklein asit içeriğini tespit etmek için kullanılan cihaz
TIANamp Mikro DNA Kiti DP316TiangenYokBALF'den toplam nüklein asitleri çıkarmak için DNA çıkarma kiti
Trypan mavisiBiosharpYokHücre canlılık değerlendirmesi için kullanılan boya.
  Su banyosuJoanYok65 °C'de BALF numunesi inaktivasyonu için kullanılır.
Wright-Giemsa lekesiYuanmuYokDiferansiyel hücre boyama için kullanılır.
XN-9000 Hematoloji analizörüSysmexSN-13699BALF örneğinden toplam çekirdekli hücreleri saymak için hematoloji analizörü

Kaynaklar

  1. Li, Z., et al. Effects and potential mechanisms of the ultra-high dose rate radiotherapy on lung injury: a review. Radiat Oncol. 20 (1), 161(2025).
  2. Kormish, J., et al. Temporal and spatial patterns of inflammation and tissue injury in patients with postoperative respiratory failure after lung resection surgery: a nested case-control study. Int J Mol Sci. 24 (12), 10051(2023).
  3. Xie, X., et al. Fatal toxic effects related to EGFR tyrosine kinase inhibitors based on 53 cohorts with 9,569 participants. J Thorac Dis. 12 (8), 4057-4069 (2020).
  4. Hazama, K., et al. Disproportionality analysis of adverse events in advanced lung cancer treated with atezolizumab plus platinum-based combination chemotherapy. J Pharm Health Care Sci. , (2025).
  5. Iwasa, E., et al. Interstitial lung disease as an adverse drug reaction in Japan: exploration of regulatory actions as a basis for high reporting. Drug Saf. 43 (11), 1121-1131 (2020).
  6. Imran, S., et al. Immune checkpoint inhibitor-related pneumonitis: acute lung injury with rapid progression and organising pneumonia with less severe clinical disease. Histopathology. 81 (6), 724-731 (2022).
  7. Zou, T., et al. A real-world disproportionality analysis of the US Food and Drug Administration adverse event reporting system events for durvalumab. BMC Pharmacol Toxicol. 25 (1), 97(2024).
  8. Naidoo, J., et al. Pneumonitis in patients treated with anti-programmed death-1/programmed death ligand 1 therapy. J Clin Oncol. 35 (7), 709-717 (2017).
  9. Suresh, K., et al. Pneumonitis in non-small cell lung cancer patients receiving immune checkpoint immunotherapy: incidence and risk factors. J Thorac Oncol. 13 (12), 1930-1939 (2018).
  10. Wang, D. Y., et al. Fatal toxic effects associated with immune checkpoint inhibitors: a systematic review and meta-analysis. JAMA Oncol. 4 (12), 1721-1728 (2018).
  11. Hou, Z., et al. Pirfenidone for grade 2 and grade 3 radiation-induced lung injury: a multicentre, open-label, randomised, phase 2 trial. Lancet Oncol. 26 (12), 1552-1562 (2025).
  12. Huang, A., et al. Radiographic features and prognosis of early- and late-onset non-small cell lung cancer immune checkpoint inhibitor-related pneumonitis. BMC Cancer. 21 (1), 634(2021).
  13. Shroff, G. S., et al. Drug-induced lung disease in the oncology patient: from cytotoxic agents to immunotherapy. Clin Chest Med. 45 (2), 325-337 (2024).
  14. Kuhlman, J. E. The role of chest computed tomography in the diagnosis of drug-related reactions. J Thorac Imaging. 6 (1), 52-61 (1991).
  15. Nissen, A., et al. Advances in noninvasive imaging for detecting radiation-induced lung injury (RILI). Int J Radiat Biol. , 1-13 (2025).
  16. Gosangi, B., et al. Imaging features of toxicities associated with immune checkpoint inhibitors. Eur J Radiol Open. 9, 100434(2022).
  17. Teng, P., et al. Severe community-acquired pneumonia with disseminated infection caused by highly virulent Pseudomonas aeruginosa: successful treatment of a case. J Inflamm Res. 18, 12817-12824 (2025).
  18. Wang, C. C., et al. Acute fibrinous and organizing pneumonia presents as right lung upper lobe cavitary lesion: case report and literature review. Medicine (Baltimore). 104 (39), e44915(2025).
  19. Li, Q., et al. Psittacosis chlamydia pneumonia complicated with organizing pneumonia: a case report and literature review. Front Med (Lausanne). 12, 1670456(2025).
  20. Lin, X., et al. Expert consensus on cancer treatment-related lung injury. J Thorac Dis. 17 (4), 1844-1875 (2025).
  21. Zhang, Y., Shen, W. X., Li, P., Chen, M. B., Zhou, L. N. Serum interleukin levels predict occurrence of acute radiation pneumonitis and overall survival in thoracic tumours. Clin Invest Med. 48 (1), 29-38 (2025).
  22. Loy-Caraos, G., et al. PNA-FISH-based chromosome aberration frequency and serum IL-6 as predictive biomarkers for radiation therapy-induced pneumonitis in lung cancer patients. Radiat Res. 204 (2), 127-142 (2025).
  23. Zhang, X., et al. Integrated omics characterization reveals reduced cancer indicators and elevated inflammatory factors after thermal ablation in non-small cell lung cancer patients. Respir Res. 25 (1), 309(2024).
  24. Luo, T., et al. Preclinical models of immune checkpoint inhibitors-related interstitial pneumonia for anti-PD1 tumor immunotherapy. Immunobiology. 230 (2), 152884(2025).
  25. Xiao, L., et al. Early prediction of radiation pneumonitis in patients with lung cancer treated with immunotherapy through monitoring of plasma chemokines. Int J Radiat Oncol Biol Phys. 122 (5), 1238-1247 (2025).
  26. Lin, X., et al. Comprehensive analysis of the immune microenvironment in checkpoint inhibitor pneumonitis. Front Immunol. 12, 818492(2021).
  27. Suresh, K., et al. The alveolar immune cell landscape is dysregulated in checkpoint inhibitor pneumonitis. J Clin Invest. 129 (10), 4305-4315 (2019).
  28. Strippoli, S., et al. Cellular analysis of bronchoalveolar lavage fluid to narrow differential diagnosis of checkpoint inhibitor-related pneumonitis in metastatic melanoma. J Transl Med. 18 (1), 473(2020).
  29. Johkoh, T., et al. Chest CT diagnosis and clinical management of drug-related pneumonitis in patients receiving molecular targeting agents and immune checkpoint inhibitors: a position paper from the Fleischner Society. Chest. 159 (3), 1107-1125 (2021).
  30. Davidson, K. R., Ha, D. M., Schwarz, M. I., Chan, E. D. Bronchoalveolar lavage as a diagnostic procedure: a review of known cellular and molecular findings in various lung diseases. J Thorac Dis. 12 (9), 4991-5019 (2020).
  31. Ungvári, T., et al. The possible role of some laboratory parameters in predicting radiation-induced lung injury after breast cancer treatment. Orv Hetil. 166 (29), 1153-1159 (2025).
  32. Park, S. H., et al. Predictive factors for severe radiation-induced lung injury in patients with lung cancer and coexisting interstitial lung disease. Radiother Oncol. 192, 110053(2024).
  33. Lin, X., et al. Peripheral blood biomarkers for early diagnosis, severity, and prognosis of checkpoint inhibitor-related pneumonitis in patients with lung cancer. Front Oncol. 11, 698832(2021).
  34. Arora, S., Walker, S. M., Cummings, K. W., Hammer, M. M. Pneumonia in immunocompromised patients. Radiographics. 45 (12), e250021(2025).
  35. Domagala-Kulawik, J. The relevance of bronchoalveolar lavage fluid analysis for lung cancer patients. Expert Rev Respir Med. 14 (3), 329-337 (2020).
  36. Du Rand, I. A., et al. British Thoracic Society guideline for diagnostic flexible bronchoscopy in adults: accredited by NICE. Thorax. 68, Suppl 1. i1-i44 (2013).
  37. Wahidi, M. M., et al. American College of Chest Physicians consensus statement on the use of topical anesthesia, analgesia, and sedation during flexible bronchoscopy in adult patients. Chest. 140 (5), 1342-1350 (2011).
  38. Jouneau, S., Ménard, C., Lederlin, M. Pulmonary alveolar proteinosis. Respirology. 25 (8), 816-826 (2020).
  39. Maldonado, F., Parambil, J. G., Yi, E. S., Decker, P. A., Ryu, J. H. Haemosiderin-laden macrophages in the bronchoalveolar lavage fluid of patients with diffuse alveolar damage. Eur Respir J. 33 (6), 1361-1366 (2009).
  40. Olsen, H. H., Grunewald, J., Tornling, G., Sköld, C. M., Eklund, A. Bronchoalveolar lavage results are independent of season, age, gender and collection site. PLoS One. 7 (8), e43644(2012).
  41. Meyer, K. C., et al. An official American Thoracic Society clinical practice guideline: the clinical utility of bronchoalveolar lavage cellular analysis in interstitial lung disease. Am J Respir Crit Care Med. 185 (9), 1004-1014 (2012).
  42. Whitley, R. J., Roizman, B. Herpes simplex virus infections. Lancet. 357 (9267), 1513-1518 (2001).
  43. Li, H., et al. Prediction of primary biliary cholangitis among health check-up population with anti-mitochondrial M2 antibody positive. Clin Mol Hepatol. 31 (2), 474-488 (2025).
  44. Wakabayashi, S. I., et al. Emergence of anti-mitochondrial M2 antibody in patient with angioimmunoblastic T-cell lymphoma. Clin J Gastroenterol. 11 (4), 302-308 (2018).
  45. Madrid, F. F., et al. Autoantibodies in breast cancer sera are not epiphenomena and may participate in carcinogenesis. BMC Cancer. 15, 407(2015).
  46. Nisihara, R., et al. Anti-nuclear antibodies in patients with breast cancer. Clin Exp Immunol. 193 (2), 178-182 (2018).
  47. Mohammed, M. E., Abdelhafiz, K. Autoantibodies in the sera of breast cancer patients: antinuclear and anti-double stranded DNA antibodies as example. J Cancer Res Ther. 11 (2), 341-344 (2015).
  48. Khan, M. B., Kaur, A., Ali, A., Boris, A., Spitalewitz, S. Complete resolution of paraneoplastic membranous nephropathy following curative therapy of triple-negative breast cancer. Cureus. 13 (9), e18125(2021).
  49. Sun, X., et al. Immune-related adverse events associated with programmed cell death protein-1 and programmed cell death ligand 1 inhibitors for non-small cell lung cancer: a PRISMA systematic review and meta-analysis. BMC Cancer. 19 (1), 558(2019).
  50. Miao, Q., et al. Microbiological diagnostic performance of metagenomic next-generation sequencing when applied to clinical practice. Clin Infect Dis. 67, Suppl 2. S231-S240 (2018).
  51. Chen, J., et al. Metagenomic next-generation sequencing for concurrent diagnosis of infections and malignancies in patients with lung lesions: a single-center prospective study. Sci Rep. 15 (1), 33721(2025).
  52. Liang, W., et al. Diagnostic strategy of metagenomic next-generation sequencing for gram negative bacteria in respiratory infections. Ann Clin Microbiol Antimicrob. 23 (1), 10(2024).
  53. Hauser, S., et al. A metagenomics method for the quantitative detection of bacterial pathogens causing hospital-associated and ventilator-associated pneumonia. Microbiol Spectr. 11 (6), e0129423(2023).
  54. Li, H., et al. Detection of pulmonary infectious pathogens from lung biopsy tissues by metagenomic next-generation sequencing. Front Cell Infect Microbiol. 8, 205(2018).
  55. Liu, H., Zhang, Y., Yang, J., Liu, Y., Chen, J. Application of mNGS in the etiological analysis of lower respiratory tract infections and the prediction of drug resistance. Microbiol Spectr. 10 (1), e0250221(2022).
  56. Dickson, R. P., Erb-Downward, J. R., Martinez, F. J., Huffnagle, G. B. The microbiome and the respiratory tract. Annu Rev Physiol. 78, 481-504 (2016).
  57. Huang, M. Q., Zheng, T. T., Wang, X. R., Xiang, F. The clinical value of metagenomic next-generation sequencing in Pneumocystis jirovecii pneumonia. Infect Drug Resist. 17, 69-80 (2024).
  58. Li, Y., et al. Optimization of decision thresholds for Mycobacterium tuberculosis can effectively improve the performance of mNGS in tuberculosis diagnosis. Front Cell Infect Microbiol. 15, 1646194(2025).
  59. Mei, J., et al. Diagnostic role of mNGS in polymicrobial periprosthetic joint infection. J Clin Med. 12 (5), (2023).
  60. Wang, J., Han, Y., Feng, J. Metagenomic next-generation sequencing for mixed pulmonary infection diagnosis. BMC Pulm Med. 19 (1), 252(2019).
  61. Qiang, P., et al. A new era in lower respiratory tract infections management: synergy between mNGS and CMTs in patients with hematological disorders. Diagn Microbiol Infect Dis. 114 (2), 117158(2026).
  62. Duan, J., et al. Metagenomic analysis identifying a polymicrobial pulmonary infection in a non-HIV immunocompromised patient: a case report. BMC Pulm Med. 25 (1), 12(2025).
  63. Qin, Z., et al. Metagenomic next-generation sequencing contributes to the diagnosis of mixed pulmonary infection: a case report. Ann Clin Microbiol Antimicrob. 21 (1), 52(2022).
  64. Deng, Z., et al. BALF metagenomic next-generation sequencing analysis in hematological malignancy patients with suspected pulmonary infection: clinical significance of negative results. Front Med (Lausanne). 10, 1195629(2023).
  65. Zhang, P., et al. Metagenomic next-generation sequencing for the clinical diagnosis and prognosis of acute respiratory distress syndrome caused by severe pneumonia: a retrospective study. PeerJ. 8, e9623(2020).
  66. Chiu, C. Y., Miller, S. A. Clinical metagenomics. Nat Rev Genet. 20 (6), 341-355 (2019).
  67. Hasan, M. R., et al. Depletion of human DNA in spiked clinical specimens for improvement of sensitivity of pathogen detection by next-generation sequencing. J Clin Microbiol. 54 (4), 919-927 (2016).
  68. Miller, S., et al. Laboratory validation of a clinical metagenomic sequencing assay for pathogen detection in cerebrospinal fluid. Genome Res. 29 (5), 831-842 (2019).
  69. Zinter, M. S., et al. Pulmonary metagenomic sequencing suggests missed infections in immunocompromised children. Clin Infect Dis. 68 (11), 1847-1855 (2019).
  70. Rodino, K. G., Simner, P. J. Status check: next-generation sequencing for infectious-disease diagnostics. J Clin Invest. 134 (4), (2024).
  71. Simner, P. J., Miller, S., Carroll, K. C. Understanding the promises and hurdles of metagenomic next-generation sequencing as a diagnostic tool for infectious diseases. Clin Infect Dis. 66 (5), 778-788 (2018).
  72. Li, S., et al. One-step diagnosis of infection and lung cancer using metagenomic sequencing. Respir Res. 26 (1), 48(2025).
  73. Liu, B., et al. Onco-mNGS facilitates rapid and precise identification of the etiology of fever of unknown origin: a single-centre prospective study in North China. BMC Infect Dis. 24 (1), 1475(2024).
  74. Gu, W., et al. Detection of cryptogenic malignancies from metagenomic whole genome sequencing of body fluids. Genome Med. 13 (1), 98(2021).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Daha fazla makale keşfet

Akciğer Yaralanması TanısıKanser Tedavisine Bağlı Akciğer YaralanmasıBronkoalveoler LavajSitolojik AnalizTümör ProgresyonuPatojen TespitiPulmoner Enfeksiyonlar
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.