Name: Optik Sinir transeksiyonu: Santral Sinir Sistemi Yetişkin Nöron Apoptoz Bir Model (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-05-12T12:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 6 s
Description: Öğrenin yetişkin merkezi sinir sistemi yaralanmalarını incelemek için optik sinir transeksiyonu yöntemini. Retina gangliyon hücrelerinde apoptoz mekanizmalarını ve nöroprotektif stratejileri keşfedin.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

PDK CIHR işletim hibe (MOP 86.523) tarafından desteklenen

1. Cerrahi Teknik <ol><li> Aseptik teknik kullanılarak deneyler ve özel kurum hayvan kullanımını protokolleri takip yapılmalıdır. Canlı doku ile temas eden alet ve malzemeler (çözümleri, test maddeler, izleyiciler, iğne, vb), hayvan refahı ve çalışma üzerindeki olası olumsuz etkileri üzerinde enfeksiyon ve olumsuz etkilerini önlemek için steril olmalıdır. </li></ol> 2. Anestezi <ol><li> Sıçanlar bir veteriner izofluran buharlaştırıcı sistemi kullanılarak anestezi olacaktır. Isofluran gaz buharlaştırmak için 0.8 L / dak hızında tıbbi sınıf oksijen kullanın. Ekli anestezi kutusunda hayvan koyun ve nefes yavaşladı ve hayvan oturaklı kadar izofluran konsantrasyonu% 4 çevirmeli. </li><li> Sonra, stereotaksik çerçeve için gaz maskesi ek gaz akışını değiştirmek ve stereotaksik aparat hayvan. Izofluran konsantrasyonu% 2 aşağı çevirin ve anestezi monitör. Büyük hayvanların (&gt; 300g) yüksek konsantrasyonda izofluran bir gerektirebilir. Anestezi, ameliyat sırasında takip ve izofluran dozu buna göre ayarlanması gerekir. Derinlik ve nefes alma oranı sürekli olarak değerlendirilir ve derin bir ağrı olmaması için ayak tutam değerlendirme (her 5 dakikada bir) yapılmalıdır. </li><li> Ameliyat tamamlandıktan sonra, izofluran kapatın ve hayvan stereotaksik cihazdan çıkarılması önce birkaç dakika nefes oksijen izin. Vücut ısısı, cerrahi battaniye ve / hayvan kapsayan ya da operasyon sırasında düzenli bir ısıtma battaniye kullanarak sağlanmalıdır. </li></ol> 3. Cerrahi Yaklaşım <ol><li> Kürk kürk kesmek kolay hale getirmek için% 70 etanol ile baş üstünde ıslak. Clipper ya da keskin bir makas kullanarak gözler arasında kürk çıkarın. Iyot deterjan solüsyonu,% 70 etanol alternatif uygulamaları (Proviodine, Betadine, vb) ile kesi alan üç kez temizleyin. Kornea kornea oftalmik göz merhemi (Tears Naturale PM) uygulanarak ameliyat boyunca nemli koruyun. , Kornea, göz kapaklarında el açılış ve kapanış yüzeyi üzerinde merhem sürün. </li><li> No: 11 bıçak kullanarak, gözlerinin arkasında 1 cm gözleri önünde yaklaşık 0,5 cm baş orta hat boyunca bir kesi yapmak. Cilt kapağı forseps kullanarak göz üzerinden çekin ve yavaşça neşter arkasında yatan bağ dokusu uzak kızdırmak. Daha sonra, yanal ve cilt kapağı aşağıya doğru geri çekin ve stereotaksik enstrümanın temel bantlanmış olabilir cerrahi retraktörü ile yerinde tutun. </li><li> Keskin forseps ile örten fasya çekerken orbital kemik üstün kenarı boyunca bir kesi olun. Bu göz yörünge üzerinde fasya çekilecek. Orbital kemik jant açıkça forseps kullanarak yörünge üzerinde fascia aşağı itmek tarafından sınırları çizilmiş olabilir. Koter cihazı veya bisturi kullanarak, göz yörüngesine arka sınıra geri kesi devam etmektedir. Kesi için bir rehber olarak üstün yörüngesinin kemik kullanın. Sonraki yörüngesinin anterior sınırı kesi ileriye doğru devam edin. En üstün yörüngesinin insizyon venöz sinüsler ile iletişim altta yatan damarlarında kanama önlemek için küçük bir koter cihazı kullanılarak yapılır. </li><li> Kanama olursa birkaç adım alınabilir. Birincisi, steril cerrahi çubuklar veya pamuklu çubuk kullanarak basınç uygulayın. Kanama devam ederse, soğuk, steril fosfat buffer salin (PBS), bir damlalık kullanarak alana uygulamak ve basınç korumak. Bu yordamı kullanarak birkaç saniye sonra ufak bir kanama duracaktır. Kanama devam ederse, kanama kaynağını belirlemek ve hızlı bir şekilde tehlikeye gemi dağlamak için cerrahi bir bez ya da pamuklu dokusu çekiş geçerlidir. Kanama içerdiği sonra, kan cerrahi alanını temizlemek için soğuk steril PBS kullanın. Cerrahi alan, periyodik olarak yapıları göz yörüngede daha iyi görselleştirmek için bu moda temizlenmesi gerekir. </li><li> Kesi temizlendikten sonra, yörünge içeriği üzerine, gözün arka bağ dokuları temizlemek için forseps ve neşter arka kullanın. No: 11 neşter arka ucu ince olduğu gibi iyi çalışır. Bu yörünge boşluğuna yörüngede yapıların güçlendirilmesi için idealdir, eğrilik ve ince ipuçları gibi göz çalışırken kullanın Dumont # 7b keskin kavisli-dişli forseps çalışmak için daha büyük bir cerrahi bir pencere daha derin kısımları açılacaktır. Ayrıca, çentikler sürükleyici yapıları ile yardımcı olur. </li><li> Sonra, orta hatta yakın oturan trigeminal sinirin oftalmik bölümünü çevreleyen bağ dokusu kaldırmak ve forseps kullanarak sinir kaldırmak. Bu adım gerekli değildir, ancak sinir kaldırarak acces daha büyük bir pencere sağlayacakDaha sonra optik sinir s. </li><li> Sinir çıkarıldıktan sonra, aşağıda kan damarı geri çekmek için forseps kullanabilir ve gemi tamamen dağlamak. Bu adım da gerekli değildir, ancak geminin koter ve böylece daha büyük bir pencere oluşturarak optik sinir ulaşıldığında, öne taşınmasına neden olur. </li><li> Ipuçları, ekstraoküler kasların ve gözyaşı bezi üzerinde dikkatle bağ dokusunun ince bir tabaka almak ve kaldırmak için içe eğilmişti keskin forseps çifti, ya da forseps kullanın. Yörüngesinin posterior anterior ekstra oküler kasların geri çekin. Forseps bir çift kas proksimalinde Grip ve kas dışa çekiş uygulamak için ikinci bir çifti, eğimli dişli göz soyunma forseps kullanabilir. Yırtılmasını önlemek amacıyla çekerken göz soyunma forseps kas aynı yönde odaklı olduğunu emin olun. Bu şekilde yörüngede (Superior Eğik) en anterior kas çıkarın. Kas yörünge içinde derin kurtarılmış olacak ve kalan uzunluğu gözün dışa döndürmek için geri çekilebilir. </li><li> Göz dorsal yüzeyinin orta hat yakınında lakrimal bez ve Harderian Bezi loblar arasında yer alan bir sonraki kas (medial Rektus) Adım 3.8 tekrarlayın. Teyp retraktörü aşağı çekiş kaslar üzerine korumak için. </li><li> Lakrimal bez yüzeyi üzerinde kalan herhangi bir bağ dokusu yavaşça kaldırın ve forseps kullanarak bezi yukarı kaldırın. Bezinin sıkıştırmak veya sıkmak etmeyin. Bezi geri çekmek için sadece tek bir gemi, arka kutupta koterize gerekir. Yukarı bezinin arka ucunu kaldırın ve ardından geminin dağlamak. </li><li> Sonra, yörüngesinin arka kısmı açık ve optik sinir örten kaslar için engelsiz erişime izin vermek için ileri lakrimal bez, flap. Sürekli nemli steril PBS ve cerrahi çubuklar veya pamuklu kurutma tutun. </li><li> Keskin forseps kullanarak arka yörüngede (levator Palpebrae Superioris ve Superior Rektus) kasları çevreleyen ince bir bağ dokusu bir kez daha kaldırmak ve altta yatan kas demetleri ayrı. Kavisli tırtıklı göz soyunma forseps kullanarak, bağımsız olarak veya ağızdan kasları geri çekin, bir kez daha, kas lifleri ile çizgi çekerek. Retraktörü aşağı Adımlar 3.8 ve 3.9 ve teyp çekiş uygulamak için geri çekilir kasları ile birlikte kalan kas uzunlukları retraktörü takın. Toplam 4 kasların retraktörü eklenecektir. Bu optik siniri çevreleyen yağ içeren kılıf ortaya çıkarmak için ileri ve gözün dışa doğru dönecektir. </li></ol> 4. Optik Sinir erişme <ol><li> Yağ optik sinir kılıfı çevreleyen bağ dokusu yukarı çekmek için keskin forseps (Güzel ucu Dumont) kullanın. Uzunlamasına kesilmiş küçük Vannas yaylı makas kullanılarak olun. Gerektiği gibi kesme genişletin. Kesim yapıldıktan sonra kılıf içerdiği yağ çıkıntı dışarı başlayacak. Sonra kenarından dikkatlice yukarı çekerek ve hilal şekilli flep dokusu kesilerek bağ doku kapakları kaldırmak. </li><li> Vannas yaylı makas ile kesim yaparken, yağ çekmek için forseps kullanarak yağ örten optik sinir çıkarın. Alan dokusunun çıkarılması kaynaklanan küçük miktarlarda kan temizlemek için steril PBS ve cerrahi swablar kullanarak temiz tutun. </li><li> Optik sinir görülebilir. Sinir erişmek için, sinir çevreleyen meningeal kılıf, iç retinanın besleyen oftalmik arter zarar vermeden çıkarılması gerekir. Yavaşça kılıf döndürmek için forseps kullanarak meningeal kılıf vasküler desenini inceleyin. Bak, kan damarlarının yoksun bir alan ve uzunlamasına kesilmiş izin meningeal kılıf içinde yapılacak. </li><li> Ince uçlu Dumont forseps kullanarak, dura çimdik ve yukarı doğru çekin. Dura oluşturulan üçgen şeklindeki kama üssü yakınlarında, kılıf küçük bir kesi yapmak için Vannas yaylı makas kullanın. Alt bıçak, makas kesi içine yerleştirin ve kılıf, optik sinir, yan keser, damar zarar vermemek için dikkatli yönüne paralel kesmek. Dura optik sinir her iki tarafında asmak için forseps ve makas kullanın. </li><li> Sinir tek kalan kapsayan araknoid membran. Bu çok ince ve şeffaf. Membran hala mevcut olup olmadığını belirlemek amacıyla, sinir yüzeyinde çimdik keskin forseps kullanabilir. Araknoid mevcut membran çimdik ve üçgen kama bir doku oluşturmak için yukarı doğru çekin. 4.4 Adım benzer makas ucu ile küçük bir kesi olun. Sonra alt bıçak, makas yerleştirin ve araknoid uzunlamasına kesin. Sonra, iki tarafında optik sinirin araknoid asmak için makas ve forseps kullanın. </li><li> Bir mikro-surjik kanca, meningeal kılıf optik sinir yükseltirler. Sinirin dış kenarı etrafında Pass ucu kanca ve kanca kanca ile meningeal membranlar yakalamak ve yanlışlıkla transect böylece sinir ile temas halinde kalmasını emin olun. Meningeal kılıf optik sinir yavaşça kaldırın ve kanca tarafından desteklenen noktası arkasında tamamen sinir transeksiyonu. Transeksiyon optik sinir güdük kanca çıkarılması için izin, ücretsiz bir sonu olacaktır. </li><li> RGCs retrograd hayatta kalma ölçmek için etiketlenmesine gidiyoruz, gelfoam transeksiyon optik sinir (bkz. güdük üzerinde (veya başka bir retrograd tracer)% 3 Fluorogold batırılmış küçük bir parça yerleştirmek <a href="https://www.jove.com/details.php?id=2261">vallahi protokolü 2261</a> ). </li></ol> 5. Kapanış ve Kurtarma <ol><li> Ekstra oküler kasların çekiş tahliye ve tarafsız bir konumda göz dönmek. Bunu yaparken, geri yerine göz döndürülür gelfoam, optik sinir güdük çevresinde kalmasını sağlamak için göz yörüngesine gelfoam aşağı itmek için emin olun. Lakrimal bez ve ekstra oküler kasların doğal konumlarına geri dön. </li><li> Orta hat cilt kapağı dönün ve yara sütür. Her iki gözü oftalmik göz merhemi sürün. Sonra, izofluran kaynağını kapatın ve birkaç dakika nefes oksijen hayvan izin. Hayvan kurtarmak için bir ısı lambası altında ısıtılmış bir kafes ya da bir kafes yerleştirin. Kurtarma kafes, kurtarma sırasında yataklar aspire şansını ortadan kaldırmak için herhangi bir yataklar koymayın. </li><li> Hayvanlar ameliyattan sonra bağımsız ev sahipliği olmalıdır. Cerrahi sonrası analjezikler, hayvan bakımı makamlarının kurallarına göre uygulanan ve hayvanların ameliyattan sonra dikkatlice izlenmelidir. </li></ol> 6. Temsilcisi Sonuçlar: 14 gün içinde% 90 yaralı RGCs postaxotomy 9-11 kaybı, optik sinir kesisi. RGC ölüm ana mekanizması apoptozis 9, 12. RGCs normal yoğunluğu yaklaşık 2500 hücre / mm 2. Epifloresans veya konfokal görüntüleme axotomy sonra retrograd etiketli RGCs görselleştirmek için kullanılabilir. RGC apoptozis deneysel manipülasyonlar için bir zaman penceresi bırakarak, axotomy sonra yaklaşık 4 gün gecikti. 1 gün sonra axotomy ve Fluorogold ile retrograd etiketleme, RGC hücre gövdeleri, retina ve retina sinir lifi tabakası akson fasiküller ganglion hücre tabakası açıkça görülebilir görüntüleme flatmounted hazırlama (Şekil 1a). Axotomy 14 gün sonra, RGCs çoğunluğu ölmüş ve kalan birkaç RGCs retina mikroglia (Şekil 1b) arasında serpiştirilmiş. RGCs apoptozis, mikroglia fagosite ölü hücreler ve bir sonucu olarak 13, 14 RGCs etiketlemek için kullanılan floresan izleyici ile etiketlenmiş transcellularly haline geçer. Mikroglia phagosomes tracer görünüm hayatta RGCs farklı. Mikroglia, nispeten büyük ve sitoplazmaya (Şekil 1c) dağılmış son derece konsantre ve son derece parlak phagosomes tracer içerir. RGCs retrograd hücre sitoplazma dosyalama aksonlar taşınmıştır küçük noktalı veziküller ile boyanarak daha yaygın bir deseni (Şekil 1c). Bu veziküller daha küçük ve daha az yoğun floresan bir mikroglia hayatta RGCs ayırt etmek için izin var. Ayrıca, mikroglia, çok daha küçük bir hücre gövdeleri ve nispeten büyük ve yuvarlak hücre gövdeleri RGCs karşı bir stellat veya amoeboid morfolojisi sahip olma eğilimindedir. RGCs dendritik ağaçları da hücre sağkalım nicel, mikroglia kısa parlak süreçlerinden onları ayırt yardımcı olabilir. Hücre sağkalım retinanın farklı bölgelerinde sayısal ve RGCs ganglion hücre tabakası içinde bir tek tabaka bulunur yoğunluğu (hücre / mm 2), ilgili mikrograflar alan ekstrapole olabilir. <img src="/files/ftp_upload/2241/2241fig1.jpg" alt="Şekil 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Şekil 1"> Şekil 1, optik sinir güdük tracer axotomy ve uygulama sonrası Fluorogold etiketli RGCs Epifloresans mikrograflar . (A) axotomy RGCs ve akson fasiküller 1 gün sonra, ince bir noktalı şekilde izleyici ile etiketlenir. (B) axotomy sonra 14 gün olarak, ölü hücreleri de izleyici ile etiketlenmiş fagosite mikroglia% 90 RGCs öldü ve parlak etiketli. (C) Yüksek büyütme 14 gün postaxotomy RGCs ve mikroglia (kırmızı ok uçları) arasındaki farkı gösteren. Ölçeği A bar ve B 50 mm. C Ölçek çubuğu 25 mm.

<ol><li>Bahr, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Live+or+let+die+-+retinal+ganglion+cell+death+and+survival+during+development+and+in+the+lesioned+adult+CNS%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Live or let die - retinal ganglion cell death and survival during development and in the lesioned adult CNS.</a> Trends Neurosci. 23, 483-4890 (2000).</li>
<li>Isenmann, S., Kretz, A., Cellerino, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+determinants+of+retinal+ganglion+cell+development%2C+survival%2C+and+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Prog+Retin+Eye+Res%22%5BJournal%5D)">Molecular determinants of retinal ganglion cell development, survival, and regeneration.</a> Prog Retin Eye Res. 22, 483-543 (2003).</li>
<li>Koeberle, P. D., Bahr, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Growth+and+guidance+cues+for+regenerating+axons%3A+where+have+they+gone%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Growth and guidance cues for regenerating axons: where have they gone.</a> J Neurobiol. 59, 162-180 (2004).</li>
<li>Weishaupt, J. H., Bahr, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Degeneration+of+axotomized+retinal+ganglion+cells+as+a+model+for+neuronal+apoptosis+in+the+central+nervous+system+-+molecular+death+and+survival+pathways%5BTitle%5D)+AND+%22Restor.+Neurol.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Degeneration of axotomized retinal ganglion cells as a model for neuronal apoptosis in the central nervous system - molecular death and survival pathways.</a> Restor. Neurol. Neurosci. 19, 1-2 (2001).</li>
<li>Valenzuela, G. arcia, E, S. C. S. harma <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rescue+of+retinal+ganglion+cells+from+axotomy-induced+apoptosis+through+TRK+oncogene+transfer%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroreport%22%5BJournal%5D)">Rescue of retinal ganglion cells from axotomy-induced apoptosis through TRK oncogene transfer.</a> Neuroreport. 9, 3165-3170 (1998).</li>
<li>Kugler, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transduction+of+axotomized+retinal+ganglion+cells+by+adenoviral+vector+administration+at+the+optic+nerve+stump%3A+an+in+vivo+model+system+for+the+inhibition+of+neuronal+apoptotic+cell+death%5BTitle%5D)+AND+%22Gene+Ther%22%5BJournal%5D)">Transduction of axotomized retinal ganglion cells by adenoviral vector administration at the optic nerve stump: an in vivo model system for the inhibition of neuronal apoptotic cell death.</a> Gene Ther. 6, 1759-1767 (1999).</li>
<li>Lingor, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Down-regulation+of+apoptosis+mediators+by+RNAi+inhibits+axotomy-induced+retinal+ganglion+cell+death+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Brain%22%5BJournal%5D)">Down-regulation of apoptosis mediators by RNAi inhibits axotomy-induced retinal ganglion cell death in vivo.</a> Brain. 128, 550-558 (2005).</li>
<li>Koeberle, P. D., Gauldie, J., Ball, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+adenoviral-mediated+gene+transfer+of+interleukin-10%2C+interleukin-4%2C+and+transforming+growth+factor-beta+on+the+survival+of+axotomized+retinal+ganglion+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Effects of adenoviral-mediated gene transfer of interleukin-10, interleukin-4, and transforming growth factor-beta on the survival of axotomized retinal ganglion cells.</a> Neuroscience. 125, 903-920 (2004).</li>
<li>Berkelaar, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Axotomy+results+in+delayed+death+and+apoptosis+of+retinal+ganglion+cells+in+adult+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Axotomy results in delayed death and apoptosis of retinal ganglion cells in adult rats.</a> J Neurosci. 14, 4368-4374 (1994).</li>
<li>Villegas-Perez, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influences+of+peripheral+nerve+grafts+on+the+survival+and+regrowth+of+axotomized+retinal+ganglion+cells+in+adult+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Influences of peripheral nerve grafts on the survival and regrowth of axotomized retinal ganglion cells in adult rats.</a> J Neurosci. 8, 265-280 (1988).</li>
<li>Villegas-Perez, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+and+protracted+phases+of+retinal+ganglion+cell+loss+follow+axotomy+in+the+optic+nerve+of+adult+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Rapid and protracted phases of retinal ganglion cell loss follow axotomy in the optic nerve of adult rats.</a> J Neurobiol. 24, 23-36 (1993).</li>
<li>Quigley, H. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Retinal+ganglion+cell+death+in+experimental+glaucoma+and+after+axotomy+occurs+by+apoptosis%5BTitle%5D)+AND+%22Invest+Ophthalmol+Vis+Sci%22%5BJournal%5D)">Retinal ganglion cell death in experimental glaucoma and after axotomy occurs by apoptosis.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 36, 774-786 (1995).</li>
<li>Thanos, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Specific+transcellular+carbocyanine-labelling+of+rat+retinal+microglia+during+injury-induced+neuronal+degeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci+Lett%22%5BJournal%5D)">Specific transcellular carbocyanine-labelling of rat retinal microglia during injury-induced neuronal degeneration.</a> Neurosci Lett. 127, 108-1012 (1991).</li>
<li>Thanos, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Specific+transcellular+staining+of+microglia+in+the+adult+rat+after+traumatic+degeneration+of+carbocyanine-filled+retinal+ganglion+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Eye+Res%22%5BJournal%5D)">Specific transcellular staining of microglia in the adult rat after traumatic degeneration of carbocyanine-filled retinal ganglion cells.</a> Exp Eye Res. 55, 101-117 (1992).</li>
</ol>

Bu cerrahi prosedürün çok varyasyon vardır ve bu protokol adımları birkaç gerekli değildir. Sadece sinir erişmek için optik sinir örten kasları geri çekmek için gerekli. Ancak, sinir çevresinde çok sınırlı bir çalışma alanı bu sonuçları kesisi kritik son aşamaya daha zor hale. Bazı durumlarda, optik sinir güdük hücreleri ve tüm ekstraoküler kasları ve lakrimal bezi bu durumda faydalıdır geri çekilmeden sağladığı artan erişim alanı transfect arzu edilir. Protokolde en kritik adımlar Adımlar 4...

<table><tbody><tr><td>Stereotaksik Frame</td><td>Stoelting Co.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sıçan Gaz Maskesi</td><td>Stoelting Co.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Anestezi Sistemi</td><td>VetEquip</td><td>901806</td><td></td></tr><tr><td>İzofluran (&lt;sup&gt;Pr&lt;/sup&gt;AErrane)</td><td>Baxter Internationl Inc.</td><td>DIN 02225875</td><td></td></tr><tr><td>Cerrahi Mikroskop</td><td>WPI, Zeiss, Leica</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fluorogold (Hidroksistilbamidin bis(metansülfonat)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>39286</td><td></td></tr><tr><td>Gelfoam</td><td>Pharmacia Corporation (Pfizer)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tears Naturale P.M.</td><td>Alcon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Proviodine</td><td>Medline Industries</td><td>MDS093945H</td><td></td></tr><tr><td>Vannas yaylı makas</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-00</td><td></td></tr><tr><td>İnce uçlu Dumont pensi</td><td>Fine Science Tools</td><td>11252-00</td><td></td></tr><tr><td>Mikro cerrahi kanca</td><td>Fine Science Tools</td><td>10062-12</td><td></td></tr><tr><td>Göz pansuman tırtıklı pensi</td><td>Fine Science Tools</td><td>11152-10</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #7b keskin eğri tırtıklı pens</td><td>Fine Science Tools</td><td>11270-20</td><td></td></tr><tr><td>Koter cihazı</td><td>Fine Science Tools</td><td>18010-00</td><td></td></tr></tbody></table>

optik sinir transeksiyonu: santral sinir sistemi yetişkin nöron apoptoz bir model

Optic Nerve Transection: A Model of Adult Neuron Apoptosis in the Central Nervous System

Retina ganglion hücrelerinin (RGCs) MSS nöronlar olduğunu retina optik sinir yoluyla beyne görsel bilgi çıktı. Optik sinir göz yörüngesinin içinde erişilebilir ve tüm RGC nüfus aksonlar tamamen kesme, (axotomized) transeksiyon olabilir. Optik sinir transeksiyonu yetişkin MSS 1-4 apoptotik nöron hücre ölümü tekrarlanabilir bir model. Bu model özellikle çekici, göz vitreus kamara göz içi enjeksiyonları ile deneysel manipülasyonlar izin retina ilaç dağıtım için bir kapsül gibi davranır çünkü. Vitreus sıvı ile kimyasal difüzyon tüm RGC nüfus üzerine hareket etmelerini sağlar. Ayrıca, RGCs seçici hedef, üstün colliculus 8 içine optik sinir 5-7 veya enjekte vektörler kesme sonuna kadar kısa müdahale RNA&#39;lar (siRNA), plazmid ya da viral vektörlerin uygulayarak transfekte olabilir. Bu araştırmacılar, diğer seyirci nöron veya glia çevreleyen karıştırıcı etkisi olmadan istenilen nöronal nüfus apoptotik mekanizmalar çalışma sağlar. Ek bir avantaj, kolaylık ve doğruluk hücre sağkalım yaralanma sonrası sayısal olabilir. Retinanın düz, katmanlı bir dokudur ve RGCs en içteki tabaka, ganglion hücre tabakası lokalize. RGCs, hayatta kalma, bir floresan tracer (% 3 Fluorogold), axotomy zaman optik sinir kesme sonuna kadar uygulayarak, ya da İzleyicinin üstün colliculus (RGC hedef) bir hafta önce içine enjekte edilerek zaman içinde takip edilebilir axotomy. Tracer retrograd tüm RGC nüfus etiketleme, taşınır. Ganglion hücre tabakası bir tek tabaka (kalın bir hücre) olduğundan, RGC yoğunlukları stereology için gerek kalmadan düz monte edilmiş doku nicel olabilir. Optik sinir transeksiyonu 14 postaxotomy 9-11 gün içinde% 90 yaralı RGCs apoptotik ölüme yol açar. RGC apoptozis, hücre ölümü hücrelerin hızla dejenere sonra 3-4 gün postaxotomy, gecikmiş sayede ders karakteristik bir zaman vardır. Bu deneysel manipülasyonlar apoptozis dahil yollar yöneltilen bir zaman penceresi sağlar.

Optik Sinir transeksiyonu yetişkin MSS yaralanma yaygın olarak kullanılan bir model. Retina ganglion hücrelerinin yüzde doksanı (RGCs) olan aksonlar tamamen axotomy sonra 14 gün içinde ölürler (axotomy) transeksiyon. Bu model, deneysel manipülasyonlar kolayca mükellef ve yüksek tekrarlanabilir.

Optik Sinir transeksiyonu: Santral Sinir Sistemi Yetişkin Nöron Apoptoz Bir Model

Retinal ganglion hücreleri (RGH'ler), görsel bilgiyi retinadan optik sinir aracılığıyla beyne ileten MSS nöronlarıdır.
Optik sinir ... olabilir.

Retinal ganglion hücreleri veya RG C'ler, görsel bilgiyi retinadan optik sinir yoluyla beyne ileten merkezi sinir sistemi nöronlarıdır. Optik sinir kesisi, yetişkin merkezi sinir sisteminde apoptotik nöronal hücre ölümünün tekrarlanabilir bir modelidir. Burada, optik sinir kesisi, gözün üst orbita açılıp optik sinirin üzerini örten yapılara erişim sağlanarak gerçekleştirilir.Gözyaşı bezi ve ekstraoküler kaslar geri çekilir ve optik sinirin meningeal kılıfları açılır. Ardından optik sinir, meningeal kılıfların dışına çıkarılır ve kesilir. Sonuç olarak, aksonları optik siniri oluşturan hasarlı retinal ganglion hücrelerinin %90'ı, hasardan sonraki iki hafta içinde programlı hücre ölümü ile ölür.Bu tekniğin diğer beyin hasarı modellerine göre temel avantajı, optik sinir kesisinin daha tekrarlanabilir olması ve hasarlı nöronların deneysel manipülasyonlarla daha kolay hedeflebilmesidir. Nöroretina yetişkin merkezi sinir sisteminin bir parçası olduğundan, bu tekniğin etkileri merkezi sinir sistemi hasarı ve hastalıklarına yönelik tedavilere kadar uzanmaktadır. Bu prosedürü laboratuvarımdan lisansüstü öğrenciler olan Philippe Donofrio ve Mark Magus gösterecektir.Bu prosedüre, bir sıçanı anestezi kutusuna yerleştirerek ve izofluran konsantrasyonunu %4'e ayarlayarak başlayın. Hayvanın solunumu yavaşladığında, gaz akışını stereotaksik çerçeve için gaz maskesi aparatına yönlendirin ve hayvanı stereotaksik cihaza yerleştirin. Ardından izofluran konsantrasyonunu %2'ye düşürün. Burun konisini yerleştirin ve anesteziyi izleyin. Tüyleri kesmeyi kolaylaştırmak için başın üst kısmındaki tüyleri %70 etanol ile ıslatın.Ardından, tüy düzeltici kullanarak gözler arasındaki tüyleri steril pamuklu gazlı bezlerle temizleyin. Kesi bölgesini, sırayla üç kez Betadine ve ardından %70 etanol uygulayarak temizleyin. Sonrasında, ameliyat sırasında kurumasını önlemek için korneaya oftalmik göz pomadı uygulayın ve göz kapaklarını açıp kapatarak pomadı yüzeye yayın.11 numara bir bistüri ucu kullanarak, gözlerin yaklaşık 0,5 santimetre önünden gözlerin bir santimetre arkasına kadar başın orta hattı boyunca bir insizyon yapın. Pens yardımıyla göz üzerindeki deri flebini geri çekin. Alttaki bağ dokusunu nazikçe ayırmak ve üzerindeki deriyi serbest bırakmak için bistürinin arkasını kullanın.Ardından deri flebini yan tarafa ve aşağıya doğru geri çekin ve cerrahi bir retraktör ile yerinde tutun. Üstteki fasyayı keskin pensle çekerken retraktörü stereotaksik cihazın tabanına bantlayın ve orbital kemiğin üst kenliği boyunca bir insizyon yapın. Bu işlem, göz orbitasının üzerindeki fasyayı geri çekecektir.Orbitin üzerindeki fasyayı aşağı itmek için pens kullanın ve küçük bir koter cihazı yardımıyla orbital kemiğin kenarını belirgin şekilde işaretleyin. Koter cihazı kullanımı, venöz sinüslerle bağlantılı olan alttaki damarlardan kaynaklanabilecek kanamaları önleyecektir. Cerrahi alanı kandan arındırmak için soğuk steril PBS kullanın.Göz orbitasındaki yapıların daha iyi görüntülenmesini sağlamak için cerrahi alan bu şekilde periyodik olarak temizlenmelidir. İnsizyon temizlendikten sonra, orbital içeriklerin üzerinde yer alan göz arkasındaki bağ dokusunu temizlemek için forseps ve skalpelin arkasını kullanın. Bu işlem, çalışmak için daha geniş bir cerrahi pencere sağlayarak orbital boşluğu açacaktır.Ardından, Dumont 7B kavisli tırtıklı forseps kullanarak, orta hatta yakın konumlanan trigeminal sinirin oftalmik dalını çevreleyen bağ dokusunu temizleyin ve siniri forseps yardımıyla çıkarın. Bu adım zorunlu olmasa da, sinirin çıkarılması daha sonra optik sinire erişim için daha geniş bir pencere sağlayacaktır. Alttaki kan damarını geri çekmek için forseps kullanın ve damarı tamamen koterize edin.Bu adım da gerekli değildir; ancak damarın koterize edilmesi, damarın anteriora doğru kaydırılmasına ve böylece daha geniş bir pencere açılmasına olanak tanır. Optik sinire ulaşıldığında, uçları içe doğru bükülmüş bir pens seti kullanın. Ekstraoküler kasların ve lakrimal bezin üzerindeki ince bağ dokusu tabakasını dikkatlice kaldırarak temizleyin.Ekstraoküler kasları orbitin ön kısmından arka kısmına doğru geri çekin. Kasın proksimal kısmını bir pensle kavrayın ve kasla aynı yönde konumlandırılmış, kıvrımlı, tırtıklı göz pansuman pensiyle dışa doğru traksiyon uygulayın. Orbitin en önündeki kas olan superior oblik kasını çıkarın.Yine aynı tekniği kullanarak, gözyaşı bezinin lobları arasında yer alan medial rektusu ve gözün dorsal yüzeyinin orta hattına yakın olan sert bezi çıkarın. Pens yardımıyla, gözyaşı bezinin yüzeyi üzerindeki kalan bağ dokularını nazikçe temizleyin ve bezi yukarı kaldırın. Bezi geri çekmek için üzerine baskı uygulamayın veya bezi sıkıştırmayın.Bezinin posterior ucunu yukarı kaldırın ve ardından posterior poldeki damarı koterize edin. Daha sonra, orbitin posterior kısmını açmak için lakrimal bezi öne doğru katlayarak optik sinirin üzerindeki kaslara engelsiz erişim sağlayın. Alanı nemli tutmak için tekrar steril PBS uygulayın ve kanı, keskin pensler kullanarak cerrahi pamuklarla temizleyin.Tekrar, posterior orbit kaslarını çevreleyen ince bağ dokusunu temizleyin ve kavisli tırtıklı göz pansuman pensini kullanarak alttaki kas demetlerini birbirinden ayırın. Kasları bağımsız olarak veya hep birlikte retraksiyon yapmak için kas lifleri doğrultusunda çekin. Son olarak, geri kalan kas lensini retraksiyonu yapılmış kaslarla birlikte retraktöre sabitleyin ve traksiyon uygulamak için retraktörü bantla tutturun.Bu işlem, optik siniri çevreleyen yağ içeren kılıfı açığa çıkarmak için gözü öne ve dışa doğru döndürecektir. İnce uçlu dumont pens kullanarak, optik sinirin yağlı kılıfını örten bağ dokusunu küçük venöz yaylı makasla yukarı doğru çekin. Kesiyi boyuna olacak şekilde yapın.Kesiyi gerektiği şekilde genişletin. Kılıf içindeki yağ dışarı doğru çıkmaya başlayacaktır. Ardından, kenardan dikkatlice yukarı doğru çekin ve yağı çekmek için pens kullanarak hilal şeklindeki doku parçalarını kesin.Optik sinirin üzerindeki yağ dokusunu Venice yaylı makas ile kesin. Steril PBS ve cerrahi pamuklar kullanarak, dokunun çıkarılması nedeniyle oluşan az miktardaki kanı temizleyin. Optik sinire erişmek için optik sinir artık görünür durumdadır.İç retinayı besleyen oftalmik artere zarar vermeden, siniri çevreleyen meningeal kılıf çıkarılmalıdır. İnce uçlu Dumont pensleri kullanarak meningeal kılıfın vasküler paternini inceleyin ve kılıfı penslerle nazikçe döndürün. Durayı sıkıştırıp yukarı doğru çekerek, kama tabanının yakınında üçgen şeklinde bir kama oluşturun.Makas yardımıyla meningeal kılıfa küçük bir boylamsal insizyon yapın. Bu sırada damar yapısına zarar vermemeye özen gösterin. Makasın alt bıçağını insizyonun içine yerleştirin ve kılıfı optik sinirin yönüne paralel olacak şekilde kesin.Optik sinirin her iki yanına durayı sermek için forseps ve makas kullanın. Sinirin üzerinde kalan tek örtü, ince ve şeffaf araknoid membrandır. Membranın hâlâ mevcut olup olmadığını belirlemek için, keskin bir forsepsle sinir yüzeyini sıkıştırın ve yüzeyden uzaklaştırın. Meningeal örtüler hâlâ mevcutsa, görünür olacaklardır.Araknoid mevcutsa, membranı sıkıştırın ve yukarı doğru çekin. Üçgen şeklinde bir doku kaması oluşturmak için makasın ucuyla küçük bir insizyon yapın. Ardından makasın alt bıçağını yerleştirin ve araknoid boyunca boylamsal bir kesi yapın.Ardından, araknoidi optik sinirin her iki yanına çekmek için makas ve pens kullanın. Mikrocerrahi kanca yardımıyla optik siniri meningeal kılıftan yukarı kaldırın. Kancanın ucunu sinirin dış kenarının etrafından geçirin ve kancanın sinirle temas halinde olduğundan emin olun.Kancanın meningeal membranları yakalamasını ve bunların yanlışlıkla kesilmesini önleyin. Optik siniri meningeal kılıftan nazikçe kaldırın ve siniri kanca ile desteklenen noktanın arkasından tamamen kesin. Kesilen optik sinir güdüğünün artık serbest bir ucu olacaktır.Eğer RG hücreleri retrograd olarak işaretlenecekse kancayı çıkarın. Sağkalımı nicelleştirmek için, %3 fluoro gold veya başka bir retrograd izleyici ile ıslatılmış küçük bir jel sünger parçasını kesilen optik sinir güdüğünün üzerine yerleştirin. Ekstraoküler kaslar üzerindeki traksiyonu gevşetin ve gözü nötr pozisyona getirmek için üst oküler yüzeyi orta hatta doğru itin.Aynı zamanda, jel süngeri göz yörüngesine doğru aşağı itin. Bu, gözün tekrar yerine dönmesini ve jel süngerin optik sinir güdüğü etrafında kalmasını sağlar. Gözyaşı bezini ve ekstraoküler kasları doğal konumlarına geri getirin, deri flebini orta hatta geri getirerek yarayı sütüre edin.Her iki göze oftalmik göz pomadı uygulayın. Cerrahi işlem tamamlandığında, izofloran akışını kapatın ve hayvanın birkaç dakika boyunca oksijen solumasını sağlayın. Hayvanı stereotaksik cihazdan çıkarın.Sıçağın etkisini azaltmak ve sıçanın iyileşme sürecinde altlığı aspire etme riskini ortadan kaldırmak için hayvanı bir ısı lambası altındaki kafese yerleştirin. İyileşme kafesinde altlık bulunmadığından emin olun. Cerrahi sonrası analjezikleri uygulayın.Kurumsal kılavuzlara uygun olarak, ameliyat sonrası hayvanı dikkatle izleyin. Optik sinir transekte edildiğinde, taksotomi sonrası 14 gün içinde hasarlı RGC'lerin %90'ı kaybedilir. RGC ölümünün temel mekanizması apoptozdur.RG GC'lerin normal yoğunluğu milimetrekare başına yaklaşık 2.500 hücredir. Retrograd olarak işaretlenmiş RG GC'leri görselleştirmek için epi, floresan veya konfokal görüntüleme kullanılabilir. Aksonotomi sonrası.RGC apoptozu, OX otomi sonrası yaklaşık dört gün gecikir; bu durum, otomi sonrası birinci günde deneysel manipülasyonlar ve Flora Gold ile retrograd markalama için bir zaman penceresi bırakır. Retinanın ganglion hücre tabakasındaki RGC hücre gövdeleri ve retina sinir lifi tabakasındaki akson demetlerile açıkça görülebilmektedir. OX otomi sonrası 14. günde düz monte edilmiş bir preparat görüntülendiğinde, RGC'lerin çoğunluğu ölmüştür ve geri kalan birkaç RGC, retinal mikroglialar arasına dağılmış durumdadır. RGC'ler apoptoza uğradığında, mikroglialar ölü hücreleri fagosite eder ve bunun sonucunda, burada kırmızı ok uçlarıyla belirtilen RGC'leri markalamak için kullanılan floresan izleyici ile hücresel olarak markalanırlar.İzleyicinin mikroglia fagosomlarındaki görünümü, hayatta kalan rgc'lerdekinden farklıdır. Mikroglialar, izleyiciyi sitoplazmalarına dağılmış, nispeten büyük ve oldukça konsantre, aşırı parlak fagosomlar içinde barındırırlar. RG CS ise, aksonları boyunca retrograd olarak taşınan ve hücre sitoplazmasını dolduran küçük punktat veziküllerle daha yaygın bir boyama paternine sahiptir.Beyaz oklarla belirtilen bu veziküller çok daha küçüktür ve daha düşük şiddetli floresansa sahiptir; bu durum, hayatta kalan RGC'lerin mikroglia'dan ayırt edilmesini sağlar. Ayrıca, mikroglialar çok daha küçük hücre gövdelerine sahiptir ve nispeten büyük ve yuvarlak hücre gövdelerine sahip RGC'lerin aksine, ST veya AME tahta morfolojisi sergileme eğilimindedirler. Maskelendikten sonra, bu teknik uygun şekilde gerçekleştirildiği takdirde 15 dakikada başarıyla tamamlanabilir; bu işlem sırasında retinal kan akışının zarar görmesini önlemek önemlidir çünkü vaskülarizasyon bozulursa retina dejenere olacaktır.Retinal ganglion hücresi apoptozunda rol oynayan mekanizmalar nelerdir gibi ek soruları yanıtlamak amacıyla, intraoküler enjeksiyonlar veya transekt edilen optik sinir güdüğüne yapılan enjeksiyonlar gibi diğer yöntemler uygulanabilir.

optic-nerve-transection-model-adult-neuron-apoptosis-central-nervous

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Sinirbilim

Optik Sinir transeksiyonu yetişkin MSS yaralanma yaygın olarak kullanılan bir model. Bu model, küresel retina hedef ya da doğrudan hedef, retina ganglion hücrelerinin yaralı nöronal nüfus bir dizi deneysel manipülasyon yapmak için idealdir.

Memeli MSS Optik Sinir transeksiyonu sonra Deneysel İşlemler Yöntemleri

Bu protokol, retrograd retina ganglion hücreleri ve sonradan retina ganglion hücre hayatta kalma ve apoptosis analiz etmek için bir optik sinir ezilme yaralanması yapmak nasıl etiket gösterir. Bu glokom da dahil olmak üzere optik nöropati farklı türleri için deneysel bir hastalık modeli.

Retina Ganglion Hücre Survival Eğitim Bir Optik Sinir Crush Yaralanma murin Modeli

Kaynak: Portela-Lomba, M., et. al. Aksotomize Sıçan Retinal Ganglion Nöronlarının Koku Alma Kılıfı Glia ile Kokültürü, Yetişkin Aksonal Rejenerasyonun İn Vitro Modeli Olarak. J. Vis. Uzm. (2020). Bu video, ölümsüzleştirilmiş insan koku alma kılıflayıcı glia hücreleri ile birlikte kültürlenmiş aksotomize sıçan retinal ganglion nöronlarında (RGN'ler) aksonal rejenerasyonun görüntülenmesini ve niceliklendirilmesini göstermektedir. RGN'ler, kırmızı somalar ve yeşil aksonlar ile immün olarak...

Aksotomize Sıçan Retinal Ganglion Nöronlarında Aksonal Rejenerasyonun Görüntülenmesi ve Miktar Tayini

Koku ensheathing hücreleri (OECS), birincil koku nöronların büyümesine izin vermek nöral tepe hücreleri bulunmaktadır. Bu özel özellik, hücresel nakli için de kullanılabilir. Burada bir gırtlak sinir yaralanması modelinde OECS kullanımına göre hücre transplantasyonu bir model mevcut.

Periferik Sinir Hasarı Sonrası Fonksiyonel Kurtarma Değerlendirmesinde Koku Ensheathing Hücre Nakli

İnflamatuar demiyelinizan bozuklukların kortikal lezyonlarında demiyelinizasyon ve nöronal apoptoz mekanizmalarını ele almak için farklı hayvan modelleri kullanılır. Biz burada, beyin dilimlerinde oligodendrosit spesifik CD8 + T hücreleri kullanarak, oligodendroglial ve nöronal ölümle sonuçlanan ex vivo bir yaklaşımı tanımladık. Modelin potansiyel uygulamaları ve sınırlılıkları tartışılmıştır.

Bir Ex vivo Akut Beyin Dilimleri bir Oligodendrosit yönelik T-Hücre Saldırı Modeli

Farede fasiyal sinir üzerinde bir kesi veya ezme aksotomisinin nasıl yapılacağını detaylandıran bir cerrahi protokol sunuyoruz. Fasiyal sinir aksotomisi, sinir yaralanmasına fizyolojik yanıtı incelemek ve terapötik teknikleri test etmek için kullanılabilir.

Farelerde Yüz Sinir Aksotomi: Sakatlık Motonöron Yanıtı Eğitim için Bir Model

İkincil dejenerasyonu retina ganglion hücrelerinin (RGCs) yaygın olarak glokom içinde oluşur. Bu çalışmada kısmi optik sinir transeksiyon için yenilikçi bir operatif yaklaşım açıklar. Bu yer-koruma operatif yaklaşım kullanımı modelin uygulama aralığı genişletir ve ikincil yaralanma mekanizmaları keşfi RGCs içinde yeni bir yol sağlar.

Kısmi optik sinir transeksiyon Sıçanlarda: ikincil dejenerasyonu retina Ganglion hücrelerinin değerlendirmek için yeni bir operatif yaklaşım ile kurulan bir Model

Nöral yaralanmadan sonra koku alma glia (OEG) nörojeneratif kapasitesini değerlendirmek için bir in vitro model sunuyoruz. RGN aksonal ve somatodendritik belirteçleri analiz ederek, OEG monolayerleri üzerinde axotomized adult retinal ganglion nöronlarının (RGN) bir kokülatürüne ve daha sonra aksonal rejenerasyon çalışmasına dayanmaktadır.

Beyazlatılmış Sıçan Retinal Ganglion Nöronlarının Koku Alma Ensheathing Glia ile Birlikte, Yetişkin Aksonal Rejenerasyonun In Vitro Modeli Olarak

Bu protokol, farelerde oküler, beyin ve omurilik travmaları dahil olmak üzere kapalı sistem merkezi sinir sistemi (CNS) yaralanmalarını indüklemek için tasarlanmış özel bir aşırı basınçlı hava sistemini açıklar. Bu protokolün amacı, araştırmacıların benzersiz CNS travma çalışmaları için sistemi kolayca uyarlamaları ve genişletmeleri için bir çerçeve sağlamaktır.

Odak, Kapalı Sistem Merkezi Sinir Sistemi Yaralanması Sistemi

Bu makale, standart oftalmik cerrahi teknikler kullanılarak bir tavşan modelinde optik sinir ezilmesini gerçekleştirmek için ayrıntılı talimatlar sunmaktadır.

Bir tavşan modelinde optik sinir ezilmesine yönelik cerrahi bir yaklaşım

Öğrenin yetişkin merkezi sinir sistemi yaralanmalarını incelemek için optik sinir transeksiyonu yöntemini. Retina gangliyon hücrelerinde apoptoz mekanizmalarını ve nöroprotektif stratejileri keşfedin.

Optik Sinir transeksiyonu: Santral Sinir Sistemi Yetişkin Nöron Apoptoz Bir Model

Daha fazla video keşfet