Name: Anaplastik Tiroid Karsinomu ve Baş-Boyun Skuamöz Hücreli Karsinomun Hasta Kaynaklı Ksenogreft Modellerinin Oluşturulması ve Karakterizasyonu (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-06-02T14:50:00.000+00:00
Duration: 6 min 8 s
Description: Keşfedin anaplastik tiroid karsinomu ve baş-boyun skuamöz hücreli karsinom için hasta kaynaklı ksenogreft modelleri oluşturma yöntemini. Bu teknik yüksek başarı oranıyla tümör heterojenitesini yansıtır ve kişiselleştirilmiş tedavi için ilaç duyarlılık taramasına olanak tanır.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Bu çalışma, Sichuan Eyaleti Bilim ve Teknoloji Destek Programı (Hibe No. 2019JDRC0019 ve 2021ZYD0097), mükemmellik disiplinleri için 1.3.5 projesi, Batı Çin Hastanesi, Sichuan Üniversitesi (Hibe No. ZYJC18026), mükemmellik disiplinleri için 1.3.5 projesi-Klinik Araştırma Kuluçka Projesi, Batı Çin Hastanesi, Sichuan Üniversitesi (Hibe No. 2020HXFH023), Merkez Üniversiteler için Temel Araştırma Fonları (SCU2022D025), Chengdu Bilim ve Teknoloji Bürosu Uluslararası İşbirliği Projesi (Hibe No. 2022-GH02-00023-HZ), Sichuan Üniversitesi İnovasyon Kıvılcım Projesi (Hibe No. 2019SCUH0015) ve Batı Çin Hastanesi Tıbbi-Mühendislik Entegrasyonu için Yetenek Eğitim Fonu - Elektronik Bilim ve Teknoloji Üniversitesi (Hibe No. HXDZ22012).

Tüm hayvan deneyleri, Sichuan Üniversitesi, Batı Çin Hastanesi Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanım Komitesi tarafından onaylanan Laboratuvar Hayvan Bakımı Değerlendirme ve Akreditasyon Derneği kılavuzlarına ve protokollerine uygun olarak gerçekleştirilmiştir. Bu çalışma için 4-6 haftalık (her iki cinsiyetten) NOD-SCID immün yetmezlikli fareler ve 4-6 haftalık dişi Balb/c çıplak fareler kullanıldı. Hayvanlar ticari bir kaynaktan elde edilmiştir (bakınız Malzeme Tablosu). Batı Çin Hastanesi etik komitesi, insan deneklerle çalışmayı onayladı (protokol numarası 2020353). Her hasta yazılı bilgilendirilmiş onam verdi.
1. Deneysel hazırlık
<ol><li>Tek kullanımlık bıçakları, sterilize edilmiş makas ve cımbızları ve tümör nakli için gerekli diğer aletleri düzenleyin, ultra temiz tezgaha yerleştirin ve önceden ultraviyole ışıkla ışınlayın.</li>
	<li>Test sırasında kullanılmak üzere steril salin ve Petri kapları hazırlayın.</li>
</ol>2. Taze tümör dokusunun edinilmesi ve taşınması
<ol><li>Ameliyathaneden taze tümör örnekleri (genellikle 5 mm x 5 mm'den büyük) alın ve bunları steril HTK çözeltisi ( Malzeme Tablosuna bakınız) veya salin içeren 15 mL veya 50 mL santrifüj tüpüne yerleştirin. Santrifüj tüplerini etiketleyin. NOT: ATC veya HNSCC'li hastalardan cerrahi olarak çıkarılması veya delinmesi ile taze tümör örnekleri alındı.</li>
	<li>Santrifüj tüplerini önceden hazırlanmış bir buz kutusuna koyun. NOT: Bu süre zarfında, nakil operatörü nakil için gerekli eşyaları hazırlamalıdır (bakınız Malzeme Tablosu).</li>
	<li>PDX yapımı için numune toplama ile laboratuvara taşıma arasındaki sürenin 2 saati geçmediğinden emin olun. Taşıma sırasında, doku aktivitesini korumak için dokuları içeren tüpleri buzlu su karışımı veya buz paketleri ile çevreleyin.</li>
</ol>3. Tümör nakli
<ol><li>Tümör dokuları laboratuvara ulaştığında, bunları kaydedin ve yeniden numaralandırın. NOT: Bu çalışmada hasta bilgileri kesinlikle gizli tutulmuştur. Prosedürün geri kalan adımları bir biyogüvenlik seviye 2 (BSL-2) laboratuvarında gerçekleştirildi. Laboratuvara girerken, iş kıyafetlerinin veya koruyucu giysilerin üzerine bir smokin giymek, şapka ve maske takılması önerilir. Tümör dokusunun tedavisi bir biyogüvenlik kabininde gerçekleştirilir.</li>
	<li>Tümör dokularını içeren santrifüj tüplerini %75 alkol ile dezenfekte edin ve ameliyat masasına yerleştirin. Tümör dokularını, sterilize edilmiş oftalmik forseps kullanarak salinle doldurulmuş 6 cm'lik Petri kaplarına aktarın. Daha sonra, bir bıçak kullanarak bunları yaklaşık 2 mm x 2 mm ve 3 mm x 3 mm'lik küçük parçalara ayırın.</li>
	<li>Tümör dokularının parçalarını uygun miktarda salin içeren 6 cm'lik bir Petri kabına aktarın, kabı sızdırmazlık filmi ile sarın, bir buz kutusuna yerleştirin ve gerekli aletlerle (bir çift makas, forseps ve aşılama iğneleri) birlikte spesifik patojen içermeyen (SPF) hayvan odasına taşıyın.</li>
	<li>Aşağıdaki adımları izleyerek hayvanı hazırlayın.<ol><li>4-6 haftalık dişi veya erkek NOD-SCID immün yetmezlikli farelerin sağ lateral toraksındaki kılları çıkarın ve cildi% 75 alkol ile dezenfekte edin. Fareleri 80 mg / kg ketamin ve 10 mg / kg ksilazin intraperitoneal enjeksiyonu ile uyuşturun (bakınız Malzeme Tablosu) ve kuruluğu önlemek için gözlerini veteriner merhemi ile sürün. Pedal refleksinin kaybıyla anestezi derinliğini doğrulayın.</li>
		<li>Farelerin sağ lateral toraksının ortasındaki deriden makasla 2 mm'lik bir kesi yapın.</li>
	</ol></li>
	<li>Petri kabından bir tümör parçası alın ve forseps ile 2.4 mm x 2.0 mm trokar iğnesine (bkz.</li>
	<li>Fareyi tutun, cildi delinme bölgesinde sıkın, tümörü ilk 2 mm'lik cilt insizyonundan sokmak için tümör parçalarını içeren trokarı kullanın, omzun arkasına doğru hareket edin ve trokar çekirdeğini itin.</li>
	<li>Tümör parçasının dışarı itildiğinden ve trokar ponksiyonu ile oluşan geçiş sinüsünde bırakıldığından emin olun ve ardından trokarı dışarı çekin.</li>
	<li>Tümör çekildiğinde iğne ile birlikte hareket ederse, sıfırlamak ve insizyonu dikmek için trokarı kullanın. NOT: Bu çalışmada, her fare dorsal ön ve arka bacaklarda aşılandı. Tümör boyutuna bağlı olarak her hastadan alınan tümör örneği başına bir ila üç fare aşılandı.</li>
</ol>4. Tümör dokusunun korunması, fiksasyonu ve protein dondurulması
NOT: Kalan tümör dokuları sırasıyla tohum koruma, fiksasyon ve DNA / RNA / protein dondurma için kullanıldı.
<ol><li>Tümör yüzeyinin aşırı ıslak olmadığından emin olmak için kriyoprezervasyon tüpüne yerleştirmeden önce salini steril bir gazlı bezle tümör yüzeyinden çıkarın.</li>
	<li>2 mL'lik bir hücre kriyoprezervasyon tüpüne dört ila altı parça 2 mm x 2 mm tümör dokusu koyun, tüpe % 90 fetal sığır serumu (FBS) ve% 10 dimetil sülfoksitten (DMSO) oluşan 1 mL kriyoprezervasyon çözeltisi ekleyin, tüpü bir gradyan soğutma kutusuna koyun, gece boyunca -80 ° C'de dondurun ve son olarak, sıvı azota aktarın.</li>
	<li>3 mm x 3 mm tümör doku bloklarını patolojik inceleme için doku fiksasyonu için% 10 tamponlu formalin içine yerleştirin.</li>
	<li>3 mm x 3 mm doku bloğunu 2 mL'lik bir hücre kriyoprezervasyon tüpüne koyun, sıvı azotta hızlıca dondurun ve ardından DNA / RNA ve protein ekstraksiyonu için -80 ° C'lik bir buzdolabına aktarın.</li>
	<li>HNSCC hastalarında sigara içme öyküsü, tümör boyutu, farklılaşması, patolojik alt tipi, kanser derecesi, kanser evresi, uzak metastaz, orijin, tıbbi öykü, immünohistokimya, insan papilloma virüsü (HPV) enfeksiyonu ve tedavi ilaçları gibi hastaların klinik bilgilerini toplar.</li>
</ol>5. PDX model tümörlerin geçişi, kriyoprezervasyonu ve resüsitasyonu
<ol><li>Haftada bir kez vernier kumpasları kullanarak farelerdeki deri altı tümörlerin uzunluğunu ve genişliğini ölçün ve tümör hacmini şu formüle göre hesaplayın: tümör hacmi = 0.5 × uzunluk × genişlik2. Tümör büyüme eğrisini çizin.</li>
	<li>PDX tümörü 2.000mm3'e ulaştığında, onu yeni nesil farelere geçirin ve tümör yeniden nakli gerçekleştirin. 4. adımı takip eden enstrümanların hazırlanmasını gerçekleştirin.</li>
	<li>80 mg/kg ketamin ile anestezi uygulandıktan sonra servikal çıkık ile fareleri ötenazi yapın.</li>
	<li>Cildi% 75 alkol ile dezenfekte edin. Ardından, makas kullanarak tümörü çevreleyen cildi kesin, ardından tümörü forseps ile çıkarın ve bir Petri kabına yerleştirin.</li>
	<li>3. adımı takiben tümör nakli prosedürünü uygulayın.</li>
	<li>4. adımı takiben PDX model tümörlerin korunması ve kriyoprezervasyonunu gerçekleştirin.</li>
	<li>Tümör dokusunun resüsitasyonu için, yavaş donma ve hızlı çözünme prensibini izleyin. Kriyovalleri sıvı azottan çıkardıktan sonra, hızlı çözünme için hızlı bir şekilde 37 ° C'de bir su banyosuna yerleştirin.</li>
	<li>Çözülme işlemini hızlandırmak için su banyosundaki kriyovyalleri yavaşça sallayın.</li>
	<li>Çözülür, tümör parçalarını yıkamak için hazırlanan normal saline aktarın ve ardından yeni nesil fareleri aşılayın. Özel operasyon için lütfen 3. adımdaki doku nakli prosedürüne bakın.</li>
</ol>6. ATC PDX modelinde lenvatinib ve sisplatinin terapötik etkinliğinin belirlenmesi
NOT: ATC PDX modeli, tirozin kinaz inhibitörü lenvatinib ve kemoterapötik ilaç sisplatin25,26,27'nin terapötik etkisini test etmek için kullanılmıştır.
<ol><li>Bir ATC PDX modelinin (THY-017) P5 jenerasyon tümör dokusunu seçin, 2-4 mm 3 doku parçalarına bölün ve on adet 4-6 haftalık dişi Balb/c çıplak farenin sağ arkasına deri altından (adım3 ) aşılayın.</li>
	<li>Tümör hacimleri 50-150mm3 arasında olan 15 fareyi seçin ve bunları üç gruba ayırın.</li>
	<li>Lenvatinib (10 mg / kg) intragastrik olarak 15 gün boyunca günde bir kez bir gruba uygulayın, sisplatin (3 mg / kg) intraperitoneal olarak her 3 günde bir gruba toplam altı doz uygulayın ve kontrol grubuna aynı miktarda normal salin uygulayın.</li>
	<li>Farelerin vücut ağırlığını ve tümör hacmini haftada iki kez ölçün.</li>
	<li>Testin sonunda, fareleri ötenazi yapın (adım 5.3) ve tümörleri tartın.</li>
</ol>

Hiçbir potansiyel çıkar çatışması açıklanmaz.

Bu çalışmada ATC ve HNSCC'nin subkutan PDX modelleri başarıyla oluşturulmuştur. PDX model yapımı sürecinde dikkat edilmesi gereken birçok husus vardır. Tümör dokusu hastadan ayrıldığında buz kutusuna konulmalı ve en kısa sürede aşılama için laboratuvara gönderilmelidir. Tümör laboratuvara ulaştıktan sonra, operatör steril bir alanın korunmasına dikkat etmeli ve aseptik prosedürleri uygulamalıdır. İğne biyopsi örnekleri için, tümör dokusu özellikle küçük olduğu için, numuneyi matris jeli ile karıştırdıktan sonra aşılama, ...

PDX modeli, insan tümör dokusunun immün yetmezlikli farelere nakledildiği ve fareler tarafından sağlanan ortamda büyüdüğü bir hayvan modelidir1. Geleneksel tümör hücre hattı modelleri, heterojenlik eksikliği, tümör mikroçevresini koruyamama, tekrarlanan in vitro pasajlar sırasında genetik varyasyonlara karşı savunmasızlık ve zayıf klinik uygulama gibi çeşitli dezavantajlardan muzdariptir 2,3. Genetiği değiştirilmiş hayvan modellerinin temel dezavantajları, insan tümörlerinin genomik özelliklerinin potansiyel kaybı, yeni bilinmeyen mutasyonların ortaya çıkması ve fare tümörleri ile insan tümörleri arasındaki homoloji derecesini belirlemedeki zorluktur4. Ek olarak, genetiği değiştirilmiş hayvan modellerinin hazırlanması pahalı, zaman alıcı ve nispeten verimsizdir4.
PDX modeli, tümör heterojenitesini yansıtması açısından diğer tümör modellerine göre birçok avantaja sahiptir. Histopatoloji açısından bakıldığında, fare muadili zamanla insan stromasının yerini almasına rağmen, PDX modeli primer tümörün morfolojik yapısını iyi korur. Ek olarak, PDX modeli, primer tümörün metabolomik kimliğini en az dört nesil boyunca korur ve tümör hücreleri ile mikro çevreleri arasındaki karmaşık ilişkileri daha iyi yansıtır, bu da onu insan tümör dokusunun büyümesini, metastazını, anjiyogenezini ve immünsüpresyonunu simüle etmede benzersiz kılar 5,6,7. Hücresel ve moleküler düzeylerde, PDX modeli, insan tümörlerinin tümörler arası ve tümör içi heterojenliğinin yanı sıra, gen ekspresyon paternleri, mutasyon durumu, kopya sayısı ve DNA metilasyonu ve proteomik 8,9 dahil olmak üzere orijinal kanserin fenotipik ve moleküler özelliklerini doğru bir şekilde yansıtır. Farklı pasajlara sahip PDX modelleri, ilaç tedavisine karşı aynı duyarlılığa sahiptir, bu da PDX modellerinin gen ekspresyonunun oldukça kararlı olduğunu göstermektedir10,11. Çalışmalar, PDX modelinin bir ilaca cevabı ile hastaların bu ilaca klinik yanıtları arasında mükemmel bir korelasyon olduğunu göstermiştir12,13. Bu nedenle, PDX modeli, özellikle ilaç taraması ve klinik prognoz tahmini için güçlü bir preklinik ve translasyonel araştırma modeli olarak ortaya çıkmıştır.
Tiroid kanseri, endokrin sistemin sık görülen malign bir tümörüdür ve son yıllarda insidansında hızlı bir artış gösteren bir insan malignitesidir14. Anaplastik tiroid karsinomu (ATK) en kötü huylu tiroid kanseridir ve ortanca hasta sağkalımı sadece 4.8 aydır15. Çin'de her yıl tiroid kanseri hastalarının sadece azınlığına ATC tanısı konmasına rağmen, ölüm oranı %100'e yakındır16,17,18. ATK genellikle hızla büyür ve boynun bitişik dokularını ve servikal lenf nodlarını istila eder ve hastaların yaklaşık yarısında uzak metastaz vardır19,20. Baş ve boyun skuamöz hücreli karsinomu (HNSCC), dünyadaki en yaygın altıncı kanserdir ve kanser ölümlerinin önde gelen nedenlerinden biridir ve her yıl HNSCC'den muzdarip tahmini 600.000 kişi21.22.23'tür. HNSCC, burun, sinüsler, ağız, bademcikler, farenks ve larinks24 dahil olmak üzere çok sayıda tümör içerir. ATC ve HNSCC başlıca baş ve boyun malignitelerinden ikisidir. Yeni terapötik ajanların ve kişiselleştirilmiş tedavilerin geliştirilmesini kolaylaştırmak için, ATC ve HNSCC'nin PDX modelleri gibi sağlam ve gelişmiş klinik öncesi hayvan modelleri geliştirmek gerekmektedir.
Bu makalede ATC ve HNSCC'nin subkutan PDX modelini oluşturmak için ayrıntılı yöntemler tanıtılmış, model yapımında tümör alım hızını etkileyen anahtar faktörler analiz edilmekte ve PDX modeli ile primer tümör arasındaki histopatolojik özellikler karşılaştırılmaktadır. Bu arada, bu çalışmada, klinik ilgilerini doğrulamak için başarılı bir şekilde oluşturulmuş PDX modelleri kullanılarak in vivo farmakodinamik testler yapılmıştır.

<table><tbody><tr><td>2,4 mm x 2,0 mm trokar</td><td>Shenzhen Huayang Biotechnology Co., Ltd</td><td>18-9065</td><td></td></tr><tr><td>Balb/c çıplak fareler</td><td>Beijing Vital River Laboratory Animal Technology Co., Ltd.</td><td>401</td><td></td></tr><tr><td>Biyogüvenlik kabini</td><td>Suzhou Antai</td><td>BSC-1300IIA2</td><td></td></tr><tr><td>Bıçak</td><td>Shenzhen Huayang Biotechnology Co., Ltd</td><td>18-0823</td><td></td></tr><tr><td>Santrifüj tüpü ve nbsp;</td><td>Corning</td><td>430791/430829</td><td></td></tr><tr><td>Kriyoprezervasyon tüpü</td><td>Chengdu Dianrui Deneysel Instrument Co., Ltd</td><td>/</td><td></td></tr><tr><td>Custodiol HTK-Çözelti</td><td>Custodiol</td><td>2103417</td><td></td></tr><tr><td>Dimetil sülfoksit (DMSO)</td> <td>SIGMA-ALORICH</td><td>D5879-500mL</td><td></td></tr><tr><td>Elektronik terazi</td><td>METTLER</td><td>ME104</td><td></td></tr><tr><td>Elektronik dijital kumpas</td><td>Chengdu Chengliang Tool Group Co., Ltd</td><td>0-220</td><td></td></tr><tr><td>fetal sığır serumu (FBS)</td> <td>VivaCell</td><td>C04001-500</td><td></td></tr><tr><td>IBM SPSS İstatistikleri 26</td><td>IBM</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ketamin</td><td>Jiangsu Zhongmu Beikang Pharmaceutical Co., Ltd&nbsp;</td><td></td><td></td>100761663</tr><tr><td>Lenvatinib</td><td>ApexBio</td><td>A2174</td><td></td></tr><tr><td>NOD-SCID immün yetmezliği olan fareler</td><td>Beijing Vital River Laboratory Animal Technology Co., Ltd.</td><td>406</td><td></td></tr><tr><td>Pen-Strep Solüsyonu</td><td>Biyolojik Endüstriler</td><td>03-03101BCS</td><td></td></tr><tr><td>Petri kabı</td><td></td><td>WHB WHB-60 / WHB-100</td><td></td></tr><tr><td>Tuzlu ve nbsp;</td><td>Sichuan Kelun</td><td>W220051705</td><td></td></tr><tr><td>Makas</td><td>Shenzhen Huayang Biyoteknoloji Co, Ltd</td><td>18-0110</td><td></td></tr><tr><td>Cımbız</td><td>Shenzhen Huayang Biyoteknoloji Co, Ltd</td><td>18-1241</td><td></td></tr><tr><td>Veteriner merhem</td><td>Pfizer Inc.</td><td></td><td></td>P10015353</tr><tr><td>Xylazine</td><td>Dunhua Shengda Hayvan Tıbbı Co, Ltd</td><td>070031777</td><td></td></tr></tbody></table>

anaplastik tiroid karsinomu ve baş-boyun skuamöz hücreli karsinomun hasta kaynaklı ksenogreft modellerinin oluşturulması ve karakterizasyonu

Establishment and Characterization of Patient-Derived Xenograft Models of Anaplastic Thyroid Carcinoma and Head and Neck Squamous Cell Carcinoma

Hasta kaynaklı ksenogreft (PDX) modelleri, primer tümörün histolojik ve genetik özelliklerini sadık bir şekilde korumakta ve heterojenliğini korumaktadır. PDX modellerine dayanan farmakodinamik sonuçlar klinik uygulama ile yüksek oranda ilişkilidir. Anaplastik tiroid karsinomu (ATK), güçlü invazivlik, kötü prognoz ve sınırlı tedavi ile tiroid kanserinin en kötü huylu alt tipidir. ATK insidansı tiroid kanserinin sadece %2-5'ini oluştursa da mortalite oranı %15-%50 gibi yüksek bir orandadır. Baş boyun skuamöz hücreli karsinomu (HNSCC) en sık görülen baş ve boyun malignitelerinden biridir ve her yıl dünya çapında 600.000'den fazla yeni vaka vakaya neden olmaktadır. Burada, ATC ve HNSCC'nin PDX modellerini oluşturmak için ayrıntılı protokoller sunulmaktadır. Bu çalışmada model yapımının başarı oranını etkileyen anahtar faktörler analiz edilmiş ve PDX modeli ile primer tümör arasındaki histopatolojik özellikler karşılaştırılmıştır. Ayrıca, başarılı bir şekilde oluşturulmuş PDX modellerinde temsili klinik olarak kullanılan ilaçların in vivo terapötik etkinliği değerlendirilerek modelin klinik önemi doğrulanmıştır.

Toplam 18 tiroid kanseri örneği nakledildi ve dört farklılaşmamış tiroid kanseri vakası ve bir anaplastik tiroid kanseri vakası dahil olmak üzere beş PDX tiroid kanseri modeli başarıyla oluşturuldu (% 27.8 tümör alım oranı). Model yapımının başarı oranı ile yaş, cinsiyet, tümör çapı, tümör derecesi ve farklılaşması arasındaki korelasyon analiz edildi. Her ne kadar derece 4 tümör örneklerinin model başarı oranı düşük dereceli örneklere göre daha yüksek olmasına ve farklılaşmamış tümör örneklerinin başarı oranı da yüksek o...

Bu protokol, anaplastik tiroid karsinomu (ATC) ve baş boyun skuamöz hücreli karsinomunun (HNSCC) hasta kaynaklı ksenogreft (PDX) modelini oluşturmakta ve karakterize etmektedir, çünkü PDX modelleri translasyonel onkoloji alanında hızla standart hale gelmektedir.

Anaplastik Tiroid Karsinomu ve Baş-Boyun Skuamöz Hücreli Karsinomun Hasta Kaynaklı Ksenogreft Modellerinin Oluşturulması ve Karakterizasyonu

Patient-derived xenograft (PDX) models faithfully preserve the histological and genetic characteristics of the primary tumor and maintain its ...

Bu protokol, tümör heterojenliğini, moleküler çeşitliliği daha iyi yansıtan ve klinik sonuçları tahmin eden ATC ve HNSCC PDX modellerinin oluşturulmasına yardımcı olur. Tekniğin kullanımı kolaydır, yüksek bir başarı oranına sahiptir ve diğer PDX modelleri için de uygun olabilir. Bu teknik, kanser hastasının kişiselleştirilmiş tedavisine rehberlik etmek için anti-kanser ilaç duyarlılığı taramasına doğru genişletilebilir.Bu tekniği hiç uygulamamış bir birey bazı zorluklarla karşılaşabilir ve şemanın her detayına dikkat edilmesi önerilir. ATC ve HNSCC tümör örneklerini steril HTK çözeltisi içeren 50 milimetrelik bir santrifüj tüpünde elde ettikten sonra,% 75 alkol ile dezenfekte edin. Tümör dokusunu salinle dolu altı santimetrelik bir Petri kabına aktarmak için sterilize edilmiş oftalmik forseps kullanın ve bir bıçak kullanarak küçük parçalara ayırın.Ardından, parçaları salin içeren yeni bir altı santimetrelik Petri kabına aktarın ve sızdırmazlık filmi ile sarın. Sarılmış tabağı bir buz kutusuna yerleştirin, makas, forseps ve aşılama iğneleri ile patojensiz hayvan odasına taşıyın. Fareyi uyuşturduktan sonra, sağ lateral torakstaki kılları çıkarın ve% 75 alkol ile bölgeyi dezenfekte edin.Sağ lateral toraksın ortasında iki milimetrelik bir kesi yapmak için makas kullanın. Forseps ile, Petri kabından dokuyu alın ve trokar iğnesine yerleştirin. Fareyi tutun ve cildi delinme bölgesinde sıkın.Trokarı tümör parçasıyla birlikte deri altı boşluğuna insizyona yerleştirin, ardından omzun arkasına doğru hareket edin ve trokar çekirdeğini itin. Kalan dokuyu steril bir gazlı bez kullanarak rezerve etmek için, tümör yüzeyinden salini çıkarın ve aşırı ıslak olmadığından emin olun. İki mililitrelik hücreli bir kriyoprezervasyon tüpüne dört ila altı doku parçası koyun ve tüpe bir mililitre kriyoprezervasyon çözeltisi ekleyin.Ardından, tüpü bir gradyan soğutma kutusuna yerleştirin ve gece boyunca eksi 80 santigrat derecede dondurun. Son olarak, sıvı azota aktarın. PDX model tümörleri canlandırmak için, deri altı tümörünün uzunluğunu ve genişliğini haftada bir kez ölçmek için Vernier kumpasları kullanın.Tümör hacmini hesaplayın ve tümör büyüme eğrisini çizin. Daha sonra, makas kullanarak, tümörü çevreleyen ötenazi fare derisini kesin. Tümörü forseps ile çıkarın ve bir Petri kabına yerleştirin.Daha önce gösterildiği gibi, beşinci nesil farelere kadar tümör naklini gerçekleştirin. P5 nesil ATC PDX model farenin tümör dokusunu seçin. İki ila dört milimetreküp parçaya bölün.Bu parçaları daha önce gösterildiği gibi, çıplak, dört ila altı haftalık dişi BALB / c farenin sağ arkasına deri altından aşılayın. Tümör 50 ila 150 kübik milimetre büyüdüğünde, fareleri üç gruba ayırın. Lenvatinib, cisplatin ve kontrolü haftada iki kez uyguladıktan sonra, farenin vücut ağırlığını ölçün.Ayrıca, tümör hacmini ölçün. Korelasyon analizi, ATC PDX model yapısının başarı oranının yaş, cinsiyet, tümör çapı, tümör derecesi ve farklılaşmaya bağlı olmadığını göstermektedir. HNSCC PDX model yapımında tümör alım hızı, farklılaşma derecesinin model başarı oranı ile ilişkili olduğunu, diğer parametrelerin ise tümör alım oranını etkilemediğini göstermiştir.Her PDX modeli için tümör büyüme eğrileri, ATC örneklerinin P3 nesline stabil bir şekilde geçirildiğini, iki HNSCC numunesi vakasının ise P1 nesline geçtikten sonra tümör oluşturamadığını göstermiştir. Çoğu PDX modeli için P0 neslinin tümör büyüme hızı, muhtemelen fare mikro ortamının adaptasyonu nedeniyle, daha sonraki pasajlardan nispeten daha yavaştı. Histopatolojik incelemede PDX tümörlerinin primer tümörlerin morfolojik özelliklerini koruduğu saptandı.Lenvatinib ile tedavi, tümör büyümesini önemli ölçüde inhibe etti ve ATC PDX modelinde kontrol grubuna kıyasla daha düşük tümör ağırlığı gösterdi. Ek olarak, lenvatinib ile tedavi edilen fareler toplam ağırlıklarında fark edilebilir değişiklikler göstermedi. Aşırı sisplatin dozu, kilo kaybı ve hatta ölümle kanıtlandığı gibi önemli toksisiteye neden olmuştur.Taze tümörler parçalara ayrılmadan önce normal salin ile birkaç kez yıkanmalıdır. Biyopsi yapılan tümör örnekleri ile karıştırılması ve aşılanması muhtemelen tümör oluşumuna neden olacaktır. Bu model tümör biyolojisi araştırmaları, ilaç taraması, kişiselleştirilmiş tedavi için kullanılabilir.

establishment-characterization-patient-derived-xenograft-models

Research

JoVE Journal

Cancer Research

Kanser Araştırmaları

Anaplastik tiroid kanseri ortotopik fare modeli Üretimi burada açıklanmıştır. Bu teknik böylece hastalığın ilerlemesi hem de ekran yenilikçi tedavi yaklaşımları incelemek için daha klinik ortam yaratan, bağışık yetmezliği olan farelerin tiroid, insan anaplastik tiroid kanser hücrelerinin cerrahi yerleştirme kullanır.

Anaplastik Tiroid Kanseri Ortotopik Fare Modeli

deri altı klinik öncesi modelde hasta kaynaklı tümörler kullanarak yeni tedavilerin, öngörü biyomarker keşif ve ilaca dirençli yolların etkinliğini incelemek için mükemmel bir yoldur. Bu model, ilaç geliştirme sürecinde, klinik araştırma önce birçok yeni anti-kanser terapisi kaderini belirlemede önemlidir.

Bir Klinik öncesi Hasta Türetilmiş Tümör Roman Anti-Kanser Tedaviler Soruşturma Xenograftlarında Modeli Geliştirilmesi ve Bakımı

Burada, biyolojik ilgili sitelerdeki kanser için güvenilir preklinik modelleri oluşturmak için bir protokol ultrason destekli enjeksiyon Nöroblastom (NB) ve Ewing sarkomu (ES) hücre yararlanmak için (hücre satırları ve hasta kaynaklı tümör hücreleri kurulu) mevcut araştırma.

Ultrason kullanımı doku Yönetmen: hücresel implantasyon biyolojik ilgili metastatik tümör Xenografts kurulması için güdümlü

Geçerli protokol, hasta tarafından türetilen xenograft (PDX) modelleri ve cerrahi mide kanseri örneklerinden primer kanser hücresi hatları oluşturmak için yöntemleri açıklar. Yöntemleri ilaç geliştirme ve kanser Biyoloji araştırma için yararlı bir araç sağlar.

Mide kanseri hasta-türetilen xenograft modelleri ve primer hücre hatları kurulması

Santral sinir sistemi metastazı PDX modelleri, insan metastazının fenotipik ve moleküler özelliklerini temsil eder ve bu da onları klinik öncesi çalışmalar için mükemmel modeller haline getirir. Burada PDX modellerinin nasıl oluşturulacağı ve klinik öncesi çalışmalar için en iyi kullanılan aşılama yolları açıklanmaktadır.

Santral Sinir Sistemi Metastazının Hasta Kaynaklı Ksenogreft Modellerinin Kurulması ve Kullanılması

Burada, spontan genetiği değiştirilmiş fare modelleri ile murin ATC tümörleri elde etmek için standart bir boru hattı sunuyoruz. Ayrıca, primer ve metastaz yapmış lezyonlar hakkında tümör dinamikleri ve patolojik bilgiler sunulmuştur. Bu model, araştırmacıların tümörigenezi anlamalarına ve ilaç keşiflerini kolaylaştırmalarına yardımcı olacaktır.

Anaplastik Tiroid Kanserinin Spontan Murin Modeli

Mevcut protokol, insan osteosarkom dokusu kullanılarak hasta kaynaklı bir ksenogreft (PDX) fare modeli oluşturma yöntemini açıklamaktadır.

İnsan Osteosarkom Dokuları ile Hasta Kaynaklı Ksenogreft Fare Modelinin Kurulması

Bu çalışma, floresan A549-iRFP hücrelerinin çok hücreli sferoidlerinin intrapulmoner inokülasyonuna dayanan ortotopik küçük hücreli dışı akciğer kanseri (KHDAK) modelini sunmaktadır. Model, klinik NSCLC aşamalarını özetler ve uzun dalga boylu floresanın dinamik in vivo izlemesine göre sisplatine yanıt verir.

Küçük Hücreli Dışı Akciğer Kanserinde Hastalık Progresyonunu Taklit Eden ve İlaç Aktivitelerini Tahmin Eden Ortotopik Ksenogreft Modelinin Oluşturulması

Ortotopik pediatrik beyin tümörü modellerinin geliştirilmesi, kanser hücrelerini hassas bir şekilde implante etmek için stereotaksik bir cihaz kullanarak titiz bir hassasiyet gerektirir. Burada sunulan metodoloji, beyin tümörü hücrelerinin hazırlanması, intrakraniyal enjeksiyonların gerçekleştirilmesi ve beyin tümörü aşılanmasını değerlendirmek için ameliyat sonrası bir izleme sisteminin uygulanmasında yer alan adımları özetlemektedir.

Stereotaksik Cihaz Kullanılarak Beyin Tümörleri İçin Ortotopik Hasta Kaynaklı Ksenogreft Modellerinin Oluşturulması

Bu protokol, farelerde meme kanseri hastasından türetilen ksenogreftlerin ortotopik implantasyonu için etkili, cerrahi olmayan bir yöntemi tanımlar. Teknik, enzimatik tümör ayrışmasını ve ardından meme yağ yastıkçıklarına doğrudan enjeksiyonu içerir ve yüksek verimli implantasyonu mümkün kılar. Kapsamlı doğrulama, çeşitli meme kanseri alt tiplerinde titiz çalışmaları kolaylaştırarak model aslına uygunluğunu sağlar.

Meme kanseri hasta kaynaklı ksenogreftlerin yüksek verimli dissosiyasyonu ve ortotopik implantasyonu

Keşfedin anaplastik tiroid karsinomu ve baş-boyun skuamöz hücreli karsinom için hasta kaynaklı ksenogreft modelleri oluşturma yöntemini. Bu teknik yüksek başarı oranıyla tümör heterojenitesini yansıtır ve kişiselleştirilmiş tedavi için ilaç duyarlılık taramasına olanak tanır.

Anaplastik Tiroid Karsinomu ve Baş-Boyun Skuamöz Hücreli Karsinomun Hasta Kaynaklı Ksenogreft Modellerinin Oluşturulması ve Karakterizasyonu (Video) | JoVE Journal

Anaplastik Tiroid Karsinomu ve Baş-Boyun Skuamöz Hücreli Karsinomun Hasta Kaynaklı Ksenogreft Modellerinin Oluşturulması ve Karakterizasyonu

Daha fazla video keşfet