Summary
Une méthode de visualiser et de quantifier la F-actine se termine barbelés dans les cônes de croissance neuronale est décrite. Après les neurones en culture sur des lamelles en verre, les cellules sont perméabilisées avec une solution contenant de la saponine. Ensuite, une courte incubation avec le tampon de la saponine contenant rhodamine-actine intègre actine fluorescente sur l'actine se termine sans barbelés.
Abstract
Les conseils mobiles des axones en croissance sont appelées cônes de croissance. Cônes de croissance conduisent naviguer axones à travers les tissus en développement en interaction avec les signaux de guidage exprimés au niveau local moléculaires qui lient les récepteurs du cône de croissance et de réguler la dynamique et l'organisation du cytosquelette de la croissance cône 3-6. La cible principale de ces signaux de navigation est le maillage filament d'actine qui remplit la périphérie du cône de croissance et que la motilité du cône de croissance grâce à des lecteurs polymérisation de l'actine et le remodelage continu dynamiques 7. Signaux de guidage positif ou attrayante induisent cône de croissance tourne en stimulant filaments d'actine (actine F) de polymérisation dans la région de la périphérie du cône de croissance qui est près de la source de la queue attractif. Cette polymérisation de l'actine disques locaux cône de protrusion de croissance, l'adhérence de la marge de leader et l'allongement des axones vers l'attractif.
Filaments d'actine de polymérisation dépend de la disponibilité du monomère d'actine suffisante et sur les noyaux de polymérisation ou se termine filament d'actine barbelés pour l'addition de monomère. L'actine monomère est disponible en abondance dans le ganglion de la racine dorsale de la rétine et poussins (GHM) des cônes de croissance. En conséquence, la polymérisation augmente rapidement quand il est libre F-actine se termine barbelés deviennent disponibles pour l'addition de monomère. Cela se produit dans chiches DRG et les cônes de croissance rétiniens via l'activation locale de l'actine F-actine rupture protéines dépolymérisation facteur (ADF / cofiline) dans la région du cône de croissance plus proche d'un 80-10 attractif. Ce accrue ADF / cofiline activité Severs filaments d'actine à créer de nouveaux F-actine se termine barbelés pour la polymérisation. La méthode suivante illustre ce mécanisme. Contenu total de la F-actine est visualisée par coloration avec la phalloïdine fluorescente. F-actine se termine barbelés sont visualisés par l'incorporation de la rhodamine-actine dans les cônes de croissance qui sont perméabilisées avec la procédure décrite dans la suivante, qui est adapté à partir des études antérieures sur d'autres cellules mobiles 11, 12. Lorsque la rhodamine-actine est ajouté à une concentration supérieure à la concentration critique pour l'addition de monomères d'actine à l'extrémité de fer barbelé, la rhodamine-actine assemble sur des extrémités libres de fer barbelé. Si le repère attractif est présenté dans un dégradé, comme d'être libéré d'une micropipette positionné sur un côté d'un cône de croissance, l'incorporation de la rhodamine-actine sur F-actine se termine barbelés sera plus grande dans le côté du cône de croissance vers la micropipette 10 .
Cônes de croissance sont des structures à petites cellules et délicat. Les procédures de perméabilisation, la rhodamine-actine incorporation, la fixation et la visualisation de fluorescence sont tous soigneusement fait et peut être menée sur la scène d'un microscope inversé. Ces méthodes peuvent être appliquées à l'étude de polymérisation de l'actine locale dans les neurones en migration, d'autres cellules des tissus primaires ou de lignées cellulaires.
Protocol
Pour la rhodamine-actine étiquetage, les neurones sont cultivées sur des lamelles en verre placé dans le fond de 35 mm plats en plastique, ou sur des lamelles collées dans "vidéo" plats.
1. Préparation des Lamelles ou "Video" Plats
- Beaucoup de types de neurones sont mal adhésif pour substrats in vitro. Lamelles de verre, qui sont requis pour cette procédure, ne permettent pas suffisamment de neurones substrat d'adhésion sauf si elles sont convenablement nettoyés et préparés. Une procédure détaillée pour l'acide lavage et de nettoyage des lamelles en verre est décrite dans les cellules nerveuses de l'ouvrage Culture, édité par Banker et Goslin. Alternativement, un revêtement nitrocellulose pour lamelles, qui lie avidement molécules de substrat, est décrit dans les étapes 1.7 et 1.8 ci-dessous.
- Verre lamelles (par exemple des carrés de 18 mm ou 24 mm cercles) sont rincées dans de dH 2 O et cuit dans la chaleur sèche (≥ 225 ° C) aussi longtemps que possible (un minimum de plusieurs jours jusqu'à trois mois ou plus) pour enlever les traces de composés organiques composés. Passez à l'étape 1.6 ou pour les plats de la vidéo procéder à 1.3.
- Pour créer un substrat de verre mince clair pour vidéomicroscopie de haute résolution, des trous circulaires de diamètre approprié sont percés dans le fond de 35 ou 50 mm ou de Petri en plastique des boîtes de culture tissulaire en utilisant un perce-bouchon électrique (ou un instrument similaire). Le forage est effectué lentement avec une légère pression pour éviter la fissuration du plastique. Bords du trou foré sont raclées avec des ciseaux afin de créer une surface lisse sur les deux côtés.
- Lamelles de verre sont nettoyées pour une utilisation culture de tissus, tels que décrits en 1.1 ou 1.2. Lamelles sont collées en place au fil des trous, en utilisant du ciment non toxique d'aquarium en silicone (pour lamelles 18x18mm, un peu de diamètre 12mm est utilisé). Le ciment est durci pendant 24 heures.
- (Les étapes suivantes sont effectuées en utilisant des conditions stériles) Les plats vidéo sont rincés trois fois avec stériles dH 2 O et sécher à l'air.
- Lamelles sont recouvertes de molécules de substrat pour la culture neuronale. Tout d'abord, la surface est enduite d'lamelle (250 uL d'18x18 lamelle) une solution de 100 ug / ml de poly-D-lysine dans du PBS pendant heures 4-8 (ou une nuit) dans un incubateur humidifié 38 ° C. Lamelles sont ensuite rincés 3 fois avec stériles O DH 2 pour enlever Unbound poly-D-lysine et sécher à l'air. Beaucoup de types de neurones sont cultivées sur des lamelles recouvertes de poly-D-lysine seule, si les protéines sériques sont inclus dans le milieu de culture. Cependant, des résultats plus pertinents pour les conditions in vivo sont obtenues en utilisant des molécules du substrat naturel. Les solutions de ces molécules, telles que la laminine, fibronectine ou L1 CAM (1-20 mg / ml dans le PBS), peuvent être directement appliquées à la poly-D-lysine lamelles enduits pour 4-8 heures ou toute la nuit, mais dans notre laboratoire nous avons l'habitude enrober les lamelles préparées avec un mince film de nitrocellulose avant d'appliquer les molécules d'adhésion cellulaire pour augmenter la protéine de liaison du substrat.
- Faire une solution de nitrocellulose 1% en dissolvant 5 g de nitrocellulose dans 5 ml d'acétate d'amyle 100%. Appliquer 10 uL de cette solution à la lamelle et doucement l'étaler sur la surface. Sécher à l'air 10 minutes.
- Appliquer 250 ul d'une solution de 25 pg / ml de laminine ou 4 mg / ml L1 CAM dans le PBS et répartis sur la surface de nitrocellulose. Incuber 4 heures (ou une nuit) dans un incubateur humidifié 38 ° C, substrat aspirer et d'ajouter immédiatement un milieu de culture, de sorte que le substrat ne sèche pas.
2. Préparation des cultures de neurones
- Embryonnaires embryons de Poulet de 7 jours sont supprimés à partir d'oeufs, et placés dans des boîtes de Pétri 100 mm contenant du milieu de culture avec 10% de sérum pour la dissection d'enlever les organes internes du thorax et l'abdomen, à l'aide d'un stéréomicroscope.
- Les embryons sont ensuite rincés à moyen et déplacé à une boîte de 60 mm avec un milieu liquide et d'autres disséquées pour retirer et de préparer des explants de ganglions de la racine dorsale (DRG) ou neurones tissus rétiniens. Une description détaillée de dissection peut être trouvée dans Methods in Cell Biology, volume 71, Neurones: méthodes et applications pour le biologiste cellulaire, édité par Hollenbeck et Bamburg. Explants DRG sont ganglions 1/2-whole et neural explants rétiniens sont de 1 mm de diamètre ou moins.
- Après le nettoyage des explants de tissus étrangers, des explants individuels sont déplacés avec des pinces horlogers à l'lamelles, qui sont déjà dans des boîtes de culture avec le milieu de culture. Sous un microscope à dissection, l'explant est doucement pressé pour le centre de la lamelle avec une pince pour empêcher tout mouvement pendant le transport à l'incubateur. Les explants sont cultivés en milieu F12 avec B27 additifs, tamponné avec 10 mM d'HEPES à pH 7,4 et placé une nuit dans un incubateur humidifié 38 ° C. Les facteurs de croissance peuvent être ajoutés, si nécessaire, au milieu de culture. Les neurotrophines sont souvent ajoutés à des cultures de DRG âgées embryons, même si les neurones DRG E7 s'étendra axones d'explants sans neurotrophines ajouté. Des explants de rétine neurale étendre axones dans ce milieu de culture sansdding facteurs de croissance.
- Les cultures sont incubées pendant au moins 18 heures afin de permettre suffisamment excroissance axonale avant le début de la procédure ci-dessous.
3. Préparation du tampon de perméabilisation rhodamine-actine
- Une solution stock de tampon de perméabilisation contenant 138 mM, KCl 10 mM PIPES, 3 mM EGTA, 4mm MgCl 2, et 1% de BSA (pH = 6,9) peuvent être conservés jusqu'à 2 semaines à 4 ° C11. Juste avant l'utilisation, les composants suivants sont ajoutés pour une concentration finale de: 0,025% saponine, 0,1 mM d'ATP, et 100 nM Alexa Fluor-350 phalloïdine.
- Une solution séparée est également fraîchement préparés juste avant utilisation avec ces mêmes composants, plus 0.45μM rhodamine non musculaires d'actine La solution est alternativement agité et tritrated pendant 5 min à dissoudre la rhodamine-actine touffes, et est vortexé pendant 1 min durant l'étape initiale de perméabilisation pour empêcher la polymérisation dans le tube. Si malgré cela, l'assemblage de filaments dans le tube reste un problème, la solution peut être centrifugé avant d'utiliser.
4. Perméabilisation des cultures de neurones et incorporation de la rhodamine-actine sur F-actine Ends barbelé
- Une boîte de culture avec des explants DRG ou rétinienne est soigneusement enlevé de l'incubateur et les étapes suivantes sont réalisées à température ambiante.
- Tous les changements de solutions doit être fait soigneusement. La pointe de la pipette devrait être placé au bord de la lamelle, et les solutions doivent être retirés et ajoutés lentement et avec une force minimale.
- Le milieu de culture est retiré à la pipette avec soin, mais de façon constante, et le tampon de perméabilisation suffisant pour couvrir les cellules est ajouté pendant 1 min (pour x 18mm lamelle 18mm, ~ 60 pi). La culture n'est pas rincée avec d'autres solutions avant d'ajouter le tampon de perméabilisation, et la lamelle n'est pas autorisé à sécher avant d'ajouter le tampon de perméabilisation.
- Le tampon de perméabilisation est doucement retiré à la pipette et remplacé par le tampon de perméabilisation contenant 0,45 uM rhodamine non musculaires d'actine pendant 4 min.
- La rhodamine-actine contenant tampon est délicatement retiré à la pipette, et les neurones sont fixées par l'ajout d'une solution de paraformaldéhyde à 4% (qualité laboratoire, faite avec un tampon phosphate, pH 7,3), le glutaraldéhyde à 0,05% et 10% de saccharose. Après fixation 5 minutes les lamelles sont délicatement rincés avec du PBS, et monté dans Slowfade sur lames de verre de 3 pouces.
- Une approche alternative aux solutions de change est d'utiliser une cellule d'écoulement. Ce peut être une cellule d'écoulement commercialement disponible, ou une cellule d'écoulement simple peut être fait en plaçant des petits morceaux de plastique (≤ 1 mm d'épaisseur) que des entretoises dans les coins de la lamelle, puis monter une lamelle de taille égale au sommet de la lamelle. Des solutions peuvent être échangés en plaçant la pipette sur un côté de la cellule de débit et de retrait des solutions avec une mèche (coton ou une Kimwipe) de l'autre côté.
- L'incorporation de la rhodamine-actine sur F-actine fluorescente et de barbelés se termine-phalloïdine étiquetage des F-actine dans les cônes de croissance est visualisée avec épifluorescence optiques à travers un objectif à immersion 60X, et les images sont recueillies, en utilisant une caméra CCD refroidie. Un microscope confocal peut fournir l'imagerie améliorée.
- Pour une meilleure quantification de la rhodamine-actine incorporation toutes les images doivent être recueillies en une seule séance, en utilisant le même gain et les paramètres de l'exposition de la sensibilité de la caméra numérique pour chaque image. L'analyse de l'étiquetage doit être fait à partir des régions équivalentes de chaque image; Metamorph, Image J ou similaire outils informatiques pour l'analyse de l'image peut être utilisée.
VARIATIONS DE CETTE PROCÉDURE
5. Variation I: recueillir des images Live Cell Avant la rhodamine-actine Étiquetage
- Vidéo plats sont placés sur une platine de microscope réchauffé, et des images en direct du cône de croissance sont collectées. Maillées lamelles peuvent être utilisées, ou de gravures et / ou des marques stylo sur la lamelle peut être fait pour trouver plus facilement des cellules spécifiques après marquage, ou le plat vidéo peuvent être fixés en place sur la platine du microscope pour la durée de la procédure.
- Perméabilisation, l'incorporation de la rhodamine-actine, et la fixation de cellules sont réalisées dans le plat vidéo, soit sur ou hors de la platine du microscope. Après fixation, PBS est ajouté à des plats vidéo pour l'imagerie immédiate. Afin de préserver l'échantillon pour l'imagerie tard, moyen slowfade montage est ajouté à la lamelle et une lamelle de taille égale est doucement placée sur le dessus (en évitant les bulles), et les bords sont ensuite scellés avec du vernis à ongles transparent.
6. Variation Deux: immunochimie à Co-label protéines supplémentaires
- Rhodamine-actine constitution et la fixation peut être réalisée sur des neurones cultivés sur des lamelles ou en plats vidéo, tel que décrit ci-dessus (04/02 au 04/04).
- Après fixation, et de rinçage dans du PBS, les cellules sont traitées 15 min avec 0,1 M de glycine dans du PBS et ensuite extrait avec 0,1% de Triton X-100 (TX-100) dans du PBS avec du sérum de chèvre 2% et 1% de BSA pendant 1 h. Lamellessont incubées avec l'anticorps primaire dilué dans du PBS contenant 1% de BSA pendant 1 h. Les lamelles sont ensuite rincés et incubées dans 0,1% TX-100 dans du PBS avec du sérum de chèvre 2% et 1% de BSA pendant 1 h, avant d'appliquer des anticorps secondaires fluorescents à dilution de 1:1000 dans du PBS avec 1% de BSA pendant 1 h. Après rinçage, les lamelles sont à nouveau incubées dans 0,1% TX-100 dans du PBS avec du sérum de chèvre 2% et 1% de BSA pendant 30 min, rincées et montées en anti-fading moyenne. La localisation de certaines protéines est perturbée par l'étape de perméabilisation initiales (4,3). Pour conserver ces protéines pour la localisation avec des anticorps, le paraformaldéhyde 0,05% et 0,05% de glutaraldéhyde peuvent être ajoutés à la mémoire tampon de perméabilisation pendant 1 min (c'est à dire avant d'ajouter la rhodamine-actine) sans affecter l'étiquetage fin barbelés par la rhodamine-actine.
- Les images de cônes de croissance triple-étiquetés sont collectés par microscopie à fluorescence ou confocal.
7. Variation Trois: Évaluation des effets des signaux de guidage sur la F-actine extrémités libres barbelé
- Un facteur de croissance ou de signaux de guidage est ajouté à des boîtes de culture dans l'incubateur à des concentrations de plusieurs ng / mL pendant quelques minutes (ou un temps de traitement approprié) avant de retirer le plat de l'incubateur et le début de la procédure de perméabilisation. Cela permet l'évaluation des effets à court terme de facteurs de croissance ou de signaux de guidage sur la F-actine extrémités libres de fer barbelé.
- Un plat vidéo avec des cultures neuronales peuvent être placés sur une platine de microscope réchauffé, et des facteurs de croissance ou de signaux de guidage peut être libéré d'une micropipette dans un gradient de près d'un cône de croissance avant le début de la perméabilisation et la rhodamine-actine constitution. Par exemple, le NGF peut être libéré pour DRG neurones ou la nétrine pour neurale des cellules ganglionnaires de la rétine. La pipette peut être introduite pour aussi courte que 1-2 minutes avant le début de la procédure de perméabilisation. Cela permet l'évaluation des effets locaux d'un gradient de signal de guidage sur la formation de F-actine extrémités libres de fer barbelé dans les marges du cône de croissance leader (voir 10 citations de référence pour les images).
- Ces variations peuvent être combinés avec des anticorps médiée étiquetage des autres composants neuronaux, comme décrit en 6.2 ci-dessus.
8. Variation IV: F-actine Étiquetage extrémité libre barbelé sur les neurones transfectées
- L'utilisation de constructions constitutivement actif ou dominant-négatifs ou knockdown protéines à l'aide d'ARNi (avec un marqueur fluorescent identifiant) peut être utilisé pour évaluer l'implication d'une protéine dans la régulation de la F-actine extrémités libres de fer barbelé. Fonction de la protéine, sa localisation dans le cône de croissance, et si elle est fusionnée à un marqueur fluorescent, la protéine fluorescente exprimée dans les cellules transfectées peuvent être perdues lors de perméabilisation. Si c'est le cas, de la vaisselle vidéo peut être utilisé pour identifier une cellule transfectée microscope avant de perméabilisation et la perméabilisation peut être effectuée sur la platine du microscope, après avoir marqué les positions des cellules transfectées. Alternativement, une construction GFP-actine peuvent être co-transfectées avec un GFP-construction d'intérêt. Dans ce cas, la GFP-actine seront incorporés dans la F-actine, et ne sera pas perdue par perméabilisation, permettant l'identification de cellules transfectées après perméabilisation.
- Cette variation peut être combiné avec l'ajout de signaux de guidage, comme décrit dans 7.1 à 7.3 ci-dessus.
9. Les résultats représentatifs
Figure 1. Outre mondiale du NGF augmente totale de F-actine et la F-actine se termine barbelés à la marge du cône de croissance de premier plan. Quand un cône de croissance est stimulée DRG avec un facteur de croissance nerveuse (NGF) pendant 5 minutes, polymérisation de l'actine est stimulée à la marge de premier plan, et une bande brillante de la rhodamine-actine étiquetage est perçu sur le pourtour du cône de croissance. La figure 1 compare la rhodamine-actine incorporation dans un cône de croissance DRG non stimulées et un cône NGF stimule la croissance DRG. La fluorescence verte dans les images fusionnées est étiquetage phalloïdine pour F-actine dans le cône de croissance et le rouge est la rhodamine-actine étiquetage. Un bon contrôle de l'étiquetage final de fer barbelé est d'ajouter de 10-6 M ou plus cytochalasine B ou D dans la mémoire tampon de perméabilisation dans les étapes 4.2 et 4.3. Cytochalasines bouchon F-actine se termine barbelés et inhibent la rhodamine-actine se liant à bouts de fer barbelé. Cela devrait considérablement réduire ou éliminer l'incorporation de la rhodamine-actine dans la cellule. Barres d'échelle, 10 um.
Figure 2. Un gradient de NGF augmente localement F-actine se termine barbelé. Une micropipette qui libère le NGF est amené à un côté d'un cône de croissance DRG pendant 2 minutes, suivie par l'étiquetage de la F-actine extrémités libres de fer barbelé. Les images ci-dessous montrent que l'exposition à un gradient de NGF stimule localement une augmentation de la F-actine extrémités libres barbelés dans la région du cône de croissance plus proche de la pipette. L'image fusionnée montre phalloïdine en vertet la rhodamine-actine en rouge. La barre d'échelle, 10 um.
Figure 3. Protéines ERM Activé s'accumulent à la marge du cône de croissance de premier plan. Marquage immunocytochimique de phospho-Ezrin/Radixin/Moesin (Perm) avec F-actine extrémités libres de fer barbelé. Glutaraldéhyde (0,05%) et paraformaldéhyde (0,05%) ont été ajoutés à la mémoire tampon de perméabilisation initiaux pendant une minute afin de préserver la localisation du MCE. Rhodamine-actine, rouge; PERM, vert; phalloïdine, bleu. La barre d'échelle, 10 um.
Figure 4. Stimulation de la polymérisation de l'actine nécessite protéines ERM actif. DRG dissociées ont été co-transfectées avec GFP-actine et un contrôle GFP plasmide ou un dominant négatif Ezrin / Radixin / Moesin (DN ERM) construire. L'utilisation de la GFP-actine permet l'identification de cellules transfectées après perméabilisation. Ici, le NGF a été ajouté 5 min avant l'étiquetage de F-actine se termine barbelé. Notez le cône de croissance transfectées avec DN MCE a réduit les niveaux de la fin barbelés à la marge du cône de croissance menant (panneau inférieur du milieu), qui contraste avec un cône de croissance non transfectées proximité (panneaux inférieurs), ou avec le contrôle GFP (panneau du milieu en haut). Rhodamine-actine, rouge; GFP-actine, vert. Barres d'échelle, 10 um.
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Discussion
Les méthodes présentées ici permettent la résolution temporelle et spatiale des composants cellulaires qui sont impliquées dans le remodelage dynamique du cytosquelette d'actine à la marge de premier plan de migration des cônes de croissance. L'action des molécules attractives, comme le NGF ou nétrine, de stimuler rapidement filaments d'actine de polymérisation se révèle comme une augmentation locale de l'actine se termine barbelés, créé par filaments d'actine séparation par activées ADF / cofiline 10, comme le montrent les figures 1 et 2. La méthode permet la localisation d'autres protéines impliquées dans les réponses de croissance médiation chemotropic cône, tels que radixin, une protéine de la GRE, illustré dans les figures 3 et 4. Ces méthodes peuvent également être appliquées pour analyser la régulation de l'actine à base motilité des neurones en migration, les cellules gliales ou d'autres types cellulaires.
La nature délicate des cônes de croissance ou d'autres petites structures mobiles est une limitation significative de l'utilisation de cette méthode. Marges du cône de croissance menant ou similaire régions mobiles de cellules contiennent peu d'éléments de structure autre que les filaments d'actine et la membrane plasmique, donc il faut prendre soin à chaque étape. Agrégats de cellules ou des explants peuvent être perturbés par les changements de tension de surface, comme les solutions sont échangés. Comme mentionné dans le protocole, il est préférable de placer les pipettes au bord de lamelles pour changer des solutions, et l'utilisation d'une cellule d'écoulement serait d'éliminer les problèmes de tensions de surface.
Une méthode alternative pour visualiser l'actine se termine barbelés dans les régions mobiles des cellules implique la transfection de cellules d'exprimer des analogues fluorescents de barbelés fin des protéines de liaison, tels que Ena / VASP ou myosine X. Cependant, la dynamique de l'actine dans les marges du cône de croissance peut être modifié par l'expression non réglementée de ces protéines actine réglementaires.
Filopodes ne sont pas aussi fortement marqués par cette méthode de marquage à la rhodamine actine comme le sont lamellipodes. Les filopodes, pourraient être perturbés, bien qu'ils soient étiquetés et stabilisé par la phalloïdine fluorescente contenue dans la mémoire tampon de perméabilisation. Cette différence dans l'incorporation vs lamellipodial filopodial de la rhodamine-actine pourrait refléter une limitation quantitative dans la visualisation de la rhodamine-actine incorporé, ou il peut y avoir une différence dans la présence de l'extrémité cannelée plafonnement des protéines dans ces structures mobiles. Cela soulève une limitation supplémentaire que l'étiquetage des extrémités libres barbelés avec cette méthode ne révèle pas si les extrémités étiquetées barbelés sont nouvellement créées, telles que par l'ADF / cofiline rupture de la F-actine, ou si la F-actine n'est pas rompu, mais se termine de fer barbelé sont libérées par le retrait de l'extrémité cannelée plafonnement des protéines.
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Disclosures
Aucun conflit d'intérêt déclaré.
Acknowledgments
Les auteurs remercient le Dr James Bamburg et des membres de son laboratoire pour la collaboration dans ces études. Ce travail a été financé par des subventions du NIH HD19950, EY07133 et par des subventions de la Fondation Minnesota Medical.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 18x18 mm coverslip | Gold Seal | 3305 | |
| 35mm Petri dishes | Falcon BD | 351008 | |
| Aquarium cement | DAP 100% silicone aquarium sealant | Any hardware store | |
| Poly-D-lysine (mw > 300,000) | Sigma-Aldrich | P1024 | |
| Natural mouse laminin | Invitrogen | 23017-015 | |
| L1 CAM | R&D Systems | 777-NC | |
| Alexa-fluor 350 phalloidin | Invitrogen | A22281 | |
| Rhodamine non-muscle actin | Cytoskeleton, Inc. | APHR-A | |
| F12 Culture medium | Invitrogen | 21700-075 | |
| B27 | Invitrogen | 17504-044 | |
| Slowfade | Invitrogen | 536937 |
References
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