Abstract
Сила дрозофилы генетики все чаще применяется к вопросам сигнализации гормонов и обмена веществ , а также разработки моделей заболеваний человека в этом организме. Чувствительные методы измерения параметров, таких как метаболические ставки необходимы, чтобы вести понимание физиологии и болезней у мелких животных, таких как дрозофилы. Описанный здесь метод оценивает окисления топлива в небольшом количестве взрослых мух кормили пищей , содержащей следовые количества 14 C-меченых субстратов , таких как глюкоза или жирной кислоты. После периода кормления и каких - либо дополнительных экспериментальных манипуляций, мухи переносят на коротких трубок блокированы сетки, которые затем помещали в стеклянные флаконы , содержащие KOH-насыщенный фильтровальную бумагу, удерживающий выдыхаемом, меченный радиоактивным изотопом СО 2 , полученные от окисления радиоактивно меченных субстратов , как бикарбонат калия, КНСО 3. Этот метили бикарбонат измеряется с помощью сцинтилляционного счетчика. Это водный растворuantitative, воспроизводимые, и простой подход к изучению окисления топлива. Использование радиоактивной глюкозы, жирных кислот, или аминокислот позволяет определить вклад этих различных источников топлива для энергетического обмена в различных условиях, таких как кормление и постом и в разных генетических фонов. Это дополняет другие подходы , используемые для измерения в естественных условиях энергетического обмена и должно способствовать пониманию регуляции метаболизма.
Introduction
Работа в модельном организме дрозофилы внес значительный вклад в понимание генетических принципов, процессов развития, роста, старения, поведения, иммунитета и болезни человека 1,2. Несметное генетических и клеточных биологических подходов у дрозофилы наехал прогресса в этих областях. Тем не менее, исследование обмена веществ в плодовой мушки разработал более медленно, в значительной степени с трудностями в измерении метаболических параметров в таком маленьком животном. Интерес к использованию дрозофилы в качестве модели для изучения человеческих заболеваний , таких как диабет и для понимания вклада метаболизма и роста различных патологий подтолкнуло поле развивать и приспосабливать метаболические методы для этого организма 3,4.
Надежные методы теперь доступны для измерения ряда метаболических параметров в дрозофилы. Например, можно непосредственно оценить потребление пищи
Измерение общего объема производства СО 2, особенно в сочетании с измерением потребления O 2, дает ценную информацию энергетического метаболизма всего тела. Тем не менее, эта мера не идентифицирует питательное вещество окисляется для аденозинтрифосфата (АТФ) производства. Три основных класса питательных веществ могут ввести лимонную цикл кислоты следующую превращение в ацетил-СоА: углеводы, жирные кислоты и белки. Глюкоза-6-фосфат, полученный из глюкозы или диетического сохраненной гликогена, могут быть преобразованы в пируват, который декарбоксилируют пируват-дегидрогеназы с образованием ацетил-КоА. Распределение жирных кислот, полученных из рациона или из хранимых триглицеридов выходом бета-окисления ацетил-КоА, который затем поступает в цикл лимонной кислоты. в заключение, Большинство аминокислот может войти в цикл лимонной кислоты в результате конверсии в пируват, ацетил-СоА-интермедиатов цикла или лимонной кислоты, такие как альфа-кетоглутаратом.
Питательный-конкретный вклад в энергетический метаболизм во время базальных и стимулированных условиях можно контролировать за счет использования радиоактивных индикаторов. Протокол , представленные здесь , адаптирован для использования в дрозофилы из протокола , используемого для оценки окисления в клетках , выращенных в культуре 12,13. При таком подходе, плодовые мушки питаются 14 C-радиоактивно метаболические субстраты (углеводы, жирные кислоты, или аминокислоты) в рационе в течение короткого промежутка (часов) или длинные (дни) пульс, чеканка на немаркированной пищу, а затем подвергается воздействию камеру , содержащую гидроксид калия (КОН) -насыщенным фильтровальную бумагу для улавливания выдыхаемого CO 2 как бикарбонат. Радиоактивной бикарбонат может быть определена количественно с помощью сцинтилляционного счетчика. Различия в радиоактивно-CO 2 производства между экспериментомтельные группы мух могут отражать использование различных видов топлива для производства АТФ по ходу длительного быстрых или внутренних различий в топливном обмене между генотипами, например.
Protocol
1. Подготовка Fly пищевых продуктов, содержащих радиоактивно меченных Метаболический Субстраты
- В пробирке, смешайте 1 - 2 мкКи меченого субстрата (D- [6- 14 С] -глюкозы, D- [1- 14 C] -глюкозы или [1- 14 C] -palmitic кислоту, 40 - 60 мКи / ммоль) с 15 мкл FD & C No. 1 синий краситель пищевой и H 2 O равным общим объемом 25 мкл.
ВНИМАНИЕ: Углерод-14 является бета-излучателем с низким уровнем энергии и имеет малый радиус действия в воздухе. Тем не менее, заботиться, чтобы предотвратить разлив из меченных молекул или случайного проглатывания экспериментатором. Fly пищевые Флаконы опрокинуться легко; убедитесь, что для размещения их в контейнер, который предотвратит их от опрокидывания, особенно когда радиоактивной находится в жидкой форме (шаг 1.2) или в неотвердевшую пищи (шаг 1.4). Мухи, которые кормили или кормили были радиоактивно меченных субстратов начнет выдыхать небольшое количество радиоактивной CO 2. Эти мухи должны храниться в акриловых коробках в газоуловители, и небольшое блюдо из KOH сап быть установлен в поле для использования в качестве CO 2 скруббер. - Пипетируйте все меченого субстрата и смеси синего красителя в дно пустого флакона пищи мушки (высота: 9,4 см, ширина: 2,2 см).
- стандарт тепла летать пищи в микроволновой печи, пока пища не только сжиженный (15 - 20 сек при уровне мощности высокой в течение одного флакона, содержащего 10 мл пищи).
- Добавьте 975 мкл расплавленной пищи в смесь меченого субстрата / синего красителя и быстро циркулировать, контроль однородности синего цвета для обеспечения полного перемешивания.
- Дайте пище остыть и затвердеть полностью при комнатной температуре в течение 20 - 30 мин.
2. Кормление радиоактивной Метаболические подложках Взрослый плодовые мушки
- Обезболить взрослых мух с использованием обезболивающим устройства CO 2 , состоящий из пористого полиэтилена , слитого с акриловой основе и соединенного с CO 2 резервуара с регулятором давления. Поток СО 2 в обезболивающий аппарат при 5 л / мин.
- Передача обезболитьd летит в флаконах, содержащих радиоактивную метку, сине-окрашенных продуктов питания (n = 15 - 30 мух на флакон). Cap Ампулы с пробкой пены, и отдых в горизонтальном направлении, пока мухи не проснутся. Передача флаконах в закрытой крышкой акрилового контейнера (180 см х 180 см х 240 см в высоту).
- Для кратковременного кормления, голодать мух в течение 18 - 24 ч перед передачей мух меченого пищи для 2 -. Шаг 3 ч подачи T он голодание шаг важен , потому что кормят мух не будет надежно съесть новый источник пищи , представленного им , Для длительного кормления в течение в течение 5 - 7 дней, мухи не нужно голодали, но экспериментатор должен контролировать содержание воды в радиоактивно меченого пищи в пузырьках мух расположены в и использовать иглы и шприца, чтобы добавить воду в пузырьках с сухим кормом.
- Передача летит в немаркированной пищу "нажав" их в новый флакон. Начальный период погоня 2 - 4 ч позволяет мух для очистки радиоактивно меченные частицы пищи из их кутикулу и позволяет переваривание радиоактивнойоставаясь в кишечнике под ред пищей. Следить за ходом пищи через кишечник путем визуального осмотра мух искать синих брюшке.
- Впоследствии, передача летит к различным видам пищи (12 - 24 ч на стандартной пищи или 1% агар для измерения эффектов кормили по сравнению с состоянием на голодном дыхания) или при температуре окружающего воздуха (12 - 96 ч при 18 ° С или 30 ° С для генетической манипуляции с использованием чувствительной к температуре GAL80 (GAL80 TS), например , для).
Примечание: Длина этого периода чейза будет меняться в зависимости от эксперимента выполняется. Для , например, 96 ч Погоня при 30 ° С может оказаться необходимым в экспериментах с использованием GAL80 TS для того , чтобы полностью активировать GAL4-зависимую экспрессию трансгена.
3. Подготовка аппарата CO 2 -collection
- Собрать материалы по строительству "летать" стручки, сетка шапками трубы , которые будут содержать мух , меченных 14 С-глюкозы или 14 C-пальмитиновой кислоты и Тхат будет оставаться открытым в атмосферу. Обрежьте верхние 50 мм 12 мм х 75 мм полипропиленовые трубы, оставляя длиной 25 мм, с круглым дном трубки. Приготовьте 35 мм х 35 мм квадраты 130 мкм нейлоновую сетку. Кроме того, получить прозрачную ленту в Ленточный дозатор.
- Собрать материалы для -collection аппаратов CO 2. Для каждого летать стручок, собрать 20 мл стеклянный сцинтилляционный флакон с, резиновую верхнюю пробку с нецентральное отверстие, центр хорошо быть вставлен через отверстие в верхней пробке, класса GF / B стеклянного микроволокна фильтровальной бумаги (диаметр 2,1 см круг, мкм пор 1). Фильтровальная бумага / B GF используется из-за его высокой прочностью во влажном состоянии и высокую несущую способность.
- Готовят 5% -ного раствора КОН свежей на день использования. Как раз перед стадией 3.4 раза и поместите фильтровальную бумагу круговую GF / B в центр хорошо, который вкручивается в отверстие верхней пробкой резиновой и насыщают его со 100 мкл 5% -ного раствора КОН. На рисунке 1.
- После инкубации (ы) на немаркированной носителе,nesthetize летит с CO 2. Кисть летит в запирающего полипропиленовую трубку, колпачок с нейлоновую сетку, и использовать прозрачную ленту, чтобы придерживаться сетки к трубе. Работают быстро, чтобы избежать мух просыпаться и бежать до того, как сетка была надежно прикреплена к трубе. Равное количество мух следует использовать в каждом пролете стручка для конкретного эксперимента; 10 - 20 мух на лету стручок производить достаточное количество радиоактивно-CO 2 для измерения с помощью сцинтилляционного счетчика (шаг 4.1 ниже).
- Передача муха стручок в стеклянный сцинтилляционный флакон на 20 мл. Закрывают стеклянный пузырек с резиновой пробкой сверху держит центр и содержащий KOH-насыщенный фильтровальную бумагу GF / B. Сложите широкий верхней части резиновой пробкой верхней над краем стеклянной сцинтилляционный флакон. На рисунке 1.
- Установить стеклянные флаконы, содержащие мух в закрытой крышкой, акриловый контейнер и инкубировать в течение различных периодов времени (от 2 до 12 часов работает хорошо).
4. Анализ результатов
- Вконец инкубации, вынимать капсюль стеклянных флаконах, а также передачи GF / B фильтровальную бумагу, KOH-насыщенных до 6 мл пластиковом сцинтилляционный флакон, содержащую 4 мл сцинтилляционный коктейль.
- При необходимости, заморозить мух мух стручков на сухом льду и хранят при -80 ° С для последующего определения хранимых субстратов. Следует отметить, что эти образцы радиоактивны и должны храниться соответствующим образом.
- Подготовьте дополнительные сцинтилляционных флаконов: один, содержащий неиспользованные GF фильтровальную бумагу / B, чтобы служить в качестве фона и от одного до двух других содержащих 0,1 - 0,5 мкКи меченого субстрата для определения имп / мкКи.
- Мера имп для каждого образца с использованием сцинтилляционного счетчика в соответствии с протоколом производителя.
- Вычислить пмоль 14 CO 2 / СРМ или пмоль 14 CO 2 на лету в час. Вычитание фона СРМ из значения имп для каждого образца. Из аккуратные меченных данных подложки, вычислить фон скорректированной имп / мкКи образца подсчитывали.
- Использоватьпроизводитель-при условии, удельной активности и радиохимического концентрации меченого субстрата (например, 50 мКи / мкмоль и 0,1 мкКи / мкл, соответственно), чтобы вычислить пмоль / СРМ. Используйте этот фактор для преобразования данных муха стручок фон скорректированной от имп 14 CO 2 / образец для пмоль 14 CO 2 / образца. Затем разделить на количество мух, и количество часов в летучей капсуле.
Representative Results
Количество выдыхаемого и захваченной меченного CO 2 , который образуется в результате метаболизма радиоактивного субстрата должно коррелировать с количеством мух в зольной стручка, а также количество времени животные проводят в сборном аппарате СО 2. Чтобы проверить это, мухи , которые голодали в течение 18 ч подавали радиоактивно пальмитиновую кислоту (0,02 мкКи / мкл пищи) в течение 2 ч , а затем анализировали на способность продуцировать метили СО 2 в группах 12 или 25 животных в течение 3 или 6 ч инкубирования. Количество СО 2 , выделяемого на 25 мух была почти в два раза больше производства 12 мух, и сумма для каждой группы в два раза , когда время инкубации был увеличен с 3 ч до 6 ч (фиг.2А). Пмоль 14 СО 2 / муха / ч была почти эквивалентна в каждой группе.
Голодание стимулирует распад жирных кислот ß Oxidation; Поэтому CO 2 производства от окисления жирных кислот должен быть повышен у голодных животных по сравнению с кормили животных. Для того, чтобы определить, было ли это так, то 18-ч голодали мух кормили радиоактивно пальмитиновую кислоту в течение 2 часов. После этого короткого импульса подачи, мухи были разделены на две группы, и переносили в немаркированной пищу летать или 1% агара в течение 3 ч, а затем переносили летать стручки в течение 2 часов. В двух отдельных экспериментах, мухи чеканка на агаризованной производства значительно более радиоактивно меченного CO 2 по сравнению с мухами чеканных на продукты питания (Фигура 2В), что указывает , что окисление бета увеличивали в голодных животных.
Рисунок 1. Устройство для сбора выдыхаемого, радиоактивной CO 2.
Мухи, которые потребляли радиоактивно меченных субстратов метаболизмапомещали в "пролетать стручка" (FP), отсечка центрифужную пробирку крышкой с сеткой (M). Муха стручок помещают в стеклянный сцинтилляционный флакон на 20 мл и закрывают крышкой с резиновой верхней пробкой (S), содержащей Неотцентрованное отверстие, через которое находится центр хорошо (CW), которая содержит фильтровальную бумагу GF / B, насыщенный 100 мкл 5% КОН. Выдыхаемый CO 2 реагирует с KOH и захватывается на фильтровальную бумагу , как бикарбонат. Trapped, радиоактивно CO 2 может быть определена количественно с помощью сцинтилляционного счетчика насыщенного бумаги фильтра. Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.
Рисунок 2. 14 CO 2 производства Корреляты с течением времени и количества мух вFly Pod и откликается на ФРС и постился условий.
(A) Количество 14 CO 2 , полученного в мух кормили радиоактивно пальмитат коррелирует с количеством мух тестируемой (п = 12 (открытые бары) или 25 (закрытые бары)) и время , проведенное в летучей капсуле (3 или 6 ч ). На основе каждого муха, мухи производится 0,99, 1,13, 1,10 и 1,01 пмоль 14 CO 2 / час (данные , перечисленные в том же порядке слева направо , как данные графика).
(В) Мухи , которые преследовались на агар окисленного более радиоактивно пальмитат , чем мух , которые преследовались на еде. Данные получены из двух опытов и приведены как средство стандартное отклонение, n = 16 - 17 мух / группа (эксперимент 1); п = 10 мух / группа (эксперимент 2). * Р = 0,017, т-тест Стьюдента. Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.
Discussion
Этот протокол описан способ измерения окисления специфических радиоактивно меченных субстратов во взрослой дрозофилы. Этот метод прост, количественное, воспроизводимым и чувствительным, и она дополняет существующие методы , которые измеряют общий СО 2 производства и потребления O 2 , так как он может быть использован для идентификации питательных веществ (а) окисляться для производства АТФ.
Измерение CO 2 освобождены от окисления специфических радиоактивно меченных субстратов с использованием метода , описанного здесь является дополнением к методам , которые измеряют общий объем производства СО 2. Общее СО 2 производства (V СО2) позволяет оценить скорость метаболизма и, когда общее потребление O 2 (V O 2 ) , как известно, скорость обмена веществ может быть рассчитана и источник топлива для окисления может быть оценена на основе соотношения дыхания обмена (V CO2 / V O2 = RER). когдауглеводы являются исключительной субстрат, RER = 1, но когда жирные кислоты являются единственным источником, RER = 0,7, вследствие стехиометрии реакции глюкозы и липидного окисления. При отсутствии оборудования для измерения потребления кислорода в Drosophila 14, окислительный источник топлива не может быть идентифицирован. Тем не менее, по маркировке мух с следовых количеств одного радиоактивного субстрата или другого и измерения уровня радиоактивной производства СО 2, можно сделать вывод о способности мух окислять данного субстрата в различные моменты времени в течение стимула или о эффектах учитывая мутацию на окисление топлива.
Есть целый ряд важных шагов в этом протоколе. Во-первых, следует соблюдать осторожность при использовании радиоактивных материалов, чтобы избежать утечек и загрязнения областей исследований. Во- вторых, когда обезболивающее мух на стадиях 2.1 и 3.4, экспериментатор должен работать быстро , чтобы избежать последствий длительного CO 2воздействие на метаболизм и поведение. Группа из 20 мух может быть под наркозом и переносили в новый флакон или в муху стручка в течение 20 сек или меньше. При переходе от анестезии аппарата во флакон пищи, флакон следует покоилась на его стороне, чтобы предотвратить анестезированных мух от застревания на поверхности пищи. Когда мухи кормят радиоактивно пищи в течение нескольких дней, как в шаге 2.2, экспериментатор должен убедиться, что пища не высыхает, как мухи чувствительны к обезвоживанию.
Подаваемый или голодали состояние до маркировки, выбор метки, период времени, обозначая, продолжительность времени, в летучей капсуле, и метод анестезии являются параметрами, которые могут быть подвергнуты устранению неисправностей и модификации при использовании этого метода. Во-первых, мух подвергали коротких периодов маркировки (2 - 3 ч) вряд ли будут потреблять значительные количества радиоактивной пищи, если не подвергается периода поста заранее. Во-вторых, выбор этикетки Cаффект выводы один способен привлечь около метаболических фенотипов. Например, меченный радиоактивным изотопом производства СО 2 из D- [1- 14 С] -глюкозы может отражать окисление через цикл лимонной кислоты , или пентозофосфатного шунта, в то время как меченного производства СО 2 из D- [6- 14 С] -глюкозы отражает окисление через цикл лимонной кислоты только 12,15,16. Кормление мух с радиоизотопный меченый атом для незаменимой аминокислоты 17,18 бы быть хорошей стратегией для оценки окисления аминокислот , полученных из белков. И, наконец, длительные периоды маркировки с радиоактивно меченным глюкозы также повышают возможность включения этого предшественника в другие классы молекул , таких как триглицериды 19 и аминокислоты , такие как аланин, который легко interconverts с пирувата. Это может быть оценена путем измерения радиоактивности входит в состав этих различных классов молекул 6. Действительно, отдельные когорты мух можно подавать радiolabeled субстратов тем же способом , а затем использовали для экспериментов муха стручка или измерение радиометки , которые хранятся и остается в гликоген и триглицеридов в накормлены и голодном условия 6, например. Другая стратегия состоит в том, чтобы использовать периоды короткого маркировки, которые могут выявить окисление меченых биологически активных питательных веществ себя, а не формы хранения этих питательных веществ. В- третьих, это также возможно , что две группы мух могут иметь одинаковые показатели 14 производства СО 2 в течение заданного промежутка времени, но очень разные ставки на начальном этапе. Таким образом, изменяя количество времени, который летит проводят в летучей капсуле может быть важным параметром для изменения при оценке фенотипической изменчивости. И, наконец, этот протокол предусматривает использование короткого периода CO 2 анестезии при тушении мух в стручок муха аппарата. Вполне возможно , что СО 2 анестезия может влиять на метаболические функции в течение эксперимента муха стручка. Чередоватьpproach является использование анестезии азота , который не влияет на скорость метаболизма 20.
Как и с любой техникой, которая измеряет такую сложную систему в качестве топлива окисления и скорости обмена веществ, описанный здесь метод имеет свои ограничения. Во- первых, вполне возможно , что пролетает в разных группах могут употреблять в пищу различные количества меченного пищи и , таким образом , будет входить в фазу сбора СО 2 из теста с различными исходными количествами субстрата. Это можно контролировать до некоторой степени, выполняя эксперимент с большими размерами выборки и кормления мух скопом. Для коротких периодов маркировки, мух с похожими голубой цвет кишки будет поглотил радиоактивную и могут быть перенесены в погоню части эксперимента. Количество радиоактивной оставшейся в группе мух также может быть измерена в конце эксперимента и в отдельных когорт мух после окончания кормления и начальный период чейза. Во-вторых, уровни активности междугруппы мух в летучей стручки могут отличаться. Это должны быть определены экспериментально и принимать во внимание при интерпретации данных. В- третьих, этот метод не измеряет общий объем производства СО 2, только производство из определенного диетического питательного вещества или формы хранения (ов) этого питательного вещества. Этот протокол не является заменой , но вместо этого является дополнением к измерениям VCO 2 , поскольку она обеспечивает различную и дополнительную информацию.
Описанный здесь метод измеряет выдыхаемый, радиоактивно CO 2 , который является продуктом окисления следовых количеств специфических метаболических субстратов. Изменяя используемой метки - глюкоза, жирные кислоты или аминокислоты - можно проектировать все более сложные эксперименты, чтобы оценить вклад различных субстратов метаболизма при различных физиологических условиях, таких как голодание и на разных генетических фонов. Будущие приложения этой методики включают измерение metabolisм в личиночной и куколки стадиях развития, две стадии жизненного цикла дрозофилы, которые характеризуются крайними хранения питательных веществ и распада, соответственно.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| PALMITIC ACID, [1-14C]-, 50 µCi | PerkinElmer | NEC075H050UC | |
| GLUCOSE, D-[6-14C]-, 50 µCi | PerkinElmer | NEC045X050UC | |
| Glucose, D-[1-14C]-, 50µCi | PerkinElmer | NEC043X050UC | |
| Drosophila Vials, Narrow, Polystyrene | Genesee Scientific | 32-116 | |
| Round-Bottom Polypropylene Tubes, 12 x 75 mm | Fisher Scientific | 14-959AA | |
| Mesh, nitex nylon, 120 µm | Genesee Scientific | 57-102 | |
| 20 ml borosilicate glass scintillation vials | Fisher Scientific | 03-337-15 | |
| Flask top stopper with off-center hole | Fisher Scientific | K882310-0000 | |
| Polypropylene center well | Fisher Scientific | K882320-0000 | |
| Whatman GF/B glass microfiber filter paper, circle, 2.1cm diameter | Fisher Scientific | 09-874-20 | |
| Ecoscint A | National Diagnostics | LS-273 | |
| 6 ml Scintillation Vials with Push-On/Twist-Off Caps | National Diagnostics | SVC-06 |
References
- Wangler, M. F., Yamamoto, S., Bellen, H. J.
- Bier, E. Drosophila, the golden bug, emerges as a tool for human genetics. Nat Rev Genet. 6 (1), 9-23 (2005).
- Owusu-Ansah, E., Perrimon, N. Modeling metabolic homeostasis and nutrient sensing in Drosophila: implications for aging and metabolic diseases. Dis Model Mech. 7 (3), 343-350 (2014).
- Tennessen, J. M., Barry, W. E., Cox, J., Thummel, C. S. Methods for studying metabolism in Drosophila. Methods. 68 (1), 105-115 (2014).
- Deshpande, S. A., Carvalho, G. B., et al. Quantifying Drosophila food intake: comparative analysis of current methodology. Nat methods. 11 (5), 535-540 (2014).
- Bland, M. L., Lee, R. J., Magallanes, J. M., Foskett, J. K., Birnbaum, M. J. AMPK supports growth in Drosophila by regulating muscle activity and nutrient uptake in the gut. Dev biol. 344 (1), 293-303 (2010).
- Hulbert, A. J., Clancy, D. J., Mair, W., Braeckman, B. P., Gems, D., Partridge, L. Metabolic rate is not reduced by dietary-restriction or by lowered insulin/IGF-1 signalling and is not correlated with individual lifespan in Drosophila melanogaster. Exp Geront. 39 (8), 1137-1143 (2004).
- Van Voorhies, W. A. Metabolic function in Drosophila melanogaster in response to hypoxia and pure oxygen. J. Exp. Biol. 212 (19), 3132-3141 (2009).
- Montooth, K. L., Marden, J. H., Clark, A. G. Mapping determinants of variation in energy metabolism, respiration and flight in Drosophila. Genetics. 165 (2), 623-635 (2003).
- Yatsenko, A. S., Marrone, A. K., Kucherenko, M. M., Shcherbata, H. R. Measurement of metabolic rate in Drosophila using respirometry. JoVE. (88), e51681 (2014).
- Icreverzi, A., de la Cruz, A. F., Van Voorhies, W. A., Edgar, B. A. Drosophila cyclin D/Cdk4 regulates mitochondrial biogenesis and aging and sensitizes animals to hypoxic stress. Cell cycle. 11 (3), 554-568 (2012).
- Tuttle, S., Muschel, R., Bernhard, E., McKenna, W. G., Biaglow, J. Decreased ability of cells overexpressing MYC proteins to reduce peroxide and hydroperoxides. Br J Cancer. 27, 140-144 (1996).
- Ontko, J. A., Jackson, D. Factors affecting the rate of oxidation of fatty acids in animal tissues. Effect of substrate concentration, pH, and coenzyme a in rat liver preparations. J Biol Chem. 239, 3674-3682 (1964).
- Vincent, A., Briggs, L., et al. parkin-induced defects in neurophysiology and locomotion are generated by metabolic dysfunction and not oxidative stress. Hum Mol Gen. 21 (8), 1760-1769 (2012).
- Katz, J., Abraham, S., Hill, R., Chaikoff, I. L. The occurrence and mechanism of the hexose monophosphate shunt in rat liver slices. J Biol Chem. 214 (2), 853-868 (1955).
- Katz, J., Wood, H. G. The use of glucose-C14 for the evaluation of the pathways of glucose metabolism. J Biol Chem. 235 (8), 2165-2177 (1960).
- Piper, M. D. W., Blanc, E., et al. A holidic medium for Drosophila melanogaster. Nat methods. 11 (1), 100-105 (2014).
- Sang, J. H., King, R. C. Nutritional Requirements of Axenically Cultured Drosophila Melanogaster Adults. J Exp Biol. , (1961).
- Chernick, S. S., Chaikoff, I. L. Insulin and hepatic utilization of glucose for lipogenesis. J Biol Chem. 186 (2), 535-542 (1950).
- Van Voorhies, W. A., Khazaeli, A. A., Curtsinger, J. W. Testing the "rate of living" model: further evidence that longevity and metabolic rate are not inversely correlated in Drosophila melanogaster. J Appl Phys. 97 (5), 1915-1922 (2004).
