Summary
We tonen chirurgische implantatie en recording procedures visuele elektrofysiologische signalen van het oog (electroretinogram) en hersenen (visuele evoked potential) in ratten bij bewustzijn, dat meer analoog is aan de menselijke aandoening waarbij opnamen zonder verdoving uitgevoerd worden verwart meten.
Abstract
De full-field electroretinogram (ERG) en visuele evoked potential (VEP) zijn nuttige hulpmiddelen om retinale en visuele traject integriteit, zowel in het laboratorium en klinische settings te beoordelen. Op dit moment zijn preklinische ERG en VEP metingen uitgevoerd met verdoving te zorgen voor een stabiele elektrode plaatsingen. Echter, de aanwezigheid van anesthesie aangetoond dat normale fysiologische reacties verontreinigen. Om deze anesthesie verwart te overwinnen, ontwikkelen we een nieuw platform om ERG en VEP testen in bewuste ratten. Elektroden chirurgisch geïmplanteerd sub-conjunctivally op het oog om de ERG assay en epiduraal via visuele cortex naar het VEP meten. Een reeks van amplitude en gevoeligheid / timing parameters worden getest op zowel de ERG en de VEP op het vergroten van lichtgevende energie. De ERG en de VEP-signalen worden getoond stabiel en herhaalbaar zijn voor ten minste 4 weken na de chirurgische implantatie. Dit vermogen om ERG en VEP signalen opnemen zonder verdoving verwart in de preklinische setting moet superieur vertaling te verstrekken aan klinische gegevens.
Introduction
De ERG en VEP zijn minimaal invasief in vivo instrumenten om de integriteit van retinale en optische paden bepalen respectievelijk zowel het laboratorium en kliniek. De full-field ERG levert een karakteristieke golfvorm die naar beneden in verschillende onderdelen kan worden opgesplitst, waarbij elk element die verschillende cel klassen van de retinale pathway 1,2. De klassieke full-field ERG golfvorm bestaat uit een eerste negatieve helling (a-golf), waarvan is aangetoond dat om fotoreceptor activiteit na blootstelling aan licht 2-4 vertegenwoordigen. De a-golf wordt gevolgd door een substantiële positieve golfvorm (b-wave), die de elektrische activiteit van middelbare netvlies, voornamelijk de ON-bipolaire cellen 5-7 weerspiegelt. Voorts kan worden lichtenergie en inter-stimulus-interval variëren kegel isoleren van stang 8 reacties.
De flitser VEP vertegenwoordigt elektrische potentieel van de visuele cortex en de hersenstam in reactie op het netvlies licht stimulatie9,10. Deze golfvorm kan worden onderverdeeld in vroege en late componenten, met het begin van de component als gevolg van de activiteit van neuronen van de retino-geniculo-gestreept pathway 11-13 en wijlen component vertegenwoordigen corticale verwerking uitgevoerd in verschillende V1 laminae bij ratten 11,13. Daarom gelijktijdige meting van de ERG en VEP geeft uitgebreide beoordeling van de bij de visuele route structuren.
Momenteel, zodat elektrofysiologie bij dieren opnemen, anaesthesie wordt gebruikt voor een stabiele plaatsing van de elektroden mogelijk. Er zijn pogingen geweest om ERG en VEP meten bewuste ratten 14-16 geweest, maar deze studies gebruik van een bedraad setup, die lastig kan zijn en kan leiden tot een dier stress door het beperken van de verplaatsing van dieren en natuurlijk gedrag 17. Met recente ontwikkelingen in draadloze technologie, waaronder verbeterde miniaturisatie en batterij, is het nu mogelijk om een telemetrie benadering ERG een inrichtingd VEP-opname, het verminderen van de stress in verband met bekabelde opnames en het verbeteren van levensvatbaarheid op lange termijn. Eigen centra stabiele implantaten telemetrie probes succesvol gebleken voor chronische controle van temperatuur, bloeddruk 18, activiteit 19 en 20 zijn elektro. Dergelijke vooruitgang in de technologie zal ook helpen met herhaalbaarheid en stabiliteit van de bewuste opnames, het verhogen van nut van het platform voor chronische studies.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Ethiek statement: Animal experimenten werden uitgevoerd in overeenstemming met de Australische Code voor de zorg en het gebruik van dieren voor wetenschappelijke doeleinden (2013). Dierethiek goedkeuring werd verkregen van de Animal Ethics Committee, University of Melbourne. De materialen die hierin zijn voor laboratorium experimenten, en niet bedoeld voor medisch of diergeneeskundig gebruik.
1. Voorbereiden Elektroden
Opmerking: Een drie kanaalzender wordt gebruikt voor chirurgische implantatie waarvan 2 ERG en 1 VEP opname maakt gelijktijdig worden uitgevoerd. De drie actieve en inactieve drie elektroden moeten vooraf worden gevormd in een ringvorm voor implantatie om te hechten aan het oog. Voor identificatiedoeleinden, heeft de fabrikant actieve elektroden ingesloten in half wit, half gekleurde plastic omhulsels terwijl inactieve elektrodes zijn bedekt met volle gekleurde scheden. De massa-elektrode (doorzichtig plastic omhulsel) is ongewijzigd gelaten. Voor alle actieve en inactieve elektrodes gedrag stappen 1.1, 1.2, 1.3 en 1.7.
- Untwist de dubbelstrengs roestvrij staal elektrode met twee fijne getipt tang.
- Knip een van de roestvrijstalen draden (ongeveer 1 cm van de punt), waardoor een langere rechte draad overblijvende vorm de ringelektrode.
- Vouw het roestvrij single staalstreng terug naar zichzelf en twist, waardoor een gladde ring aan het uiteinde van de elektrode.
- Voor de ERG actieve elektroden mode deze lus ~ 0,2-0,5 mm diameter door het verdraaien van de basis van de lus (voor de hier beschreven doeleinden, size twee actieve elektroden op deze manier ERG opnemen van beide ogen) en de ERG inactieve en VEP elektroden maken het lusdiameter ~ 0,8 mm diameter (in dit voorbeeld is dit voor een actieve elektrode en VEP drie inactieve elektroden).
- Haak de circulaire VEP actieve elektrode rond een roestvrij stalen schroef (diameter van 0,7 mm, lengte 3 mm) zodat de elektrode rust tegen de schroefkop.
- Hook de 3 inactief elektroden (2 ERG, 1 VEP) rond een tweede roestvrijstalen schroeven (diameter van 0,7 mm, lengte 3 mm).
- Trek de plastic huls naar voren over de scherpe uiteinden van de twee roestvrijstalen streng om irritatie te verminderen.
- Steriliseer de telemetriezenders door het weken in 2% glutaaraldehyde gedurende meer dan 10 uur bij ongeveer 25 ° C. Spoel vervolgens de zender met een steriele zoutoplossing 3 keer.
2. Zender Implantatie
- Toebereiding van dieren
- Ontsmet het chirurgische gebied vóór experimenten door reiniging met 70% ethanol. Autoclaaf alle chirurgische apparatuur voor gebruik en apparatuur chloorhexidine handhaven wanneer niet in gebruik tijdens chirurgie. Bedek het dier met een chirurgische doek tijdens de operatie een steriele omgeving te houden. Zorg ervoor dat alle onderzoekers dragen chirurgische maskers, steriele handschoenen en jassen.
- Induceren anesthesie met 1,5-2% isofluraan, met een stroomsnelheid van 3 l / min en maintained bij 1,5-2% bij 2 l / min gedurende de operatie. Bevestig voldoende diepte van de anesthesie door de afwezigheid van een pedaal reflex op knijpen de spieren tussen de tenen.
- Scheren een 40 mm x 30 mm ruimte boven de buik van boven de lies aan het borstbeen.
- Scheren een 30 mm x 20 mm ruimte boven het voorhoofd, posterieur van de ogen en anterior aan de oren.
- Ontsmet de twee geschoren gebieden. Voor het voorhoofd gebied te desinfecteren met 10% driemaal povidonjood (vermijd het gebruik van alcohol op basis van ontsmettingsmiddelen voor in de buurt van het oog, die in overeenstemming met de Standard of Practice uitgevoerd door de Vereniging van Chirurgische Technologen ingesteld). Over de buik desinfecteren met 10% povidonjood en 70% ethanol.
- Breng 1 druppel proxymetacaïne het hoornvlies extra topicale anesthesie.
- Breng 1 druppel natriumcarboxymethylcellulose aan het hoornvlies om uitdroging van de ogen te voorkomen.
- chirurgische implantatie
- Maak een 10 mm incisieop de kop langs de verticale middellijn tussen de oren met een chirurgische scalpel.
- Wordt 5 mm insnijding op het abdomen door de huidlaag over de middellijn onder het borstbeen.
- Tunnel een 5 mm diameter canule subcutaan uit de buik incisie op het hoofd incisie.
- Voer de elektrodedraden (3 actieve en inactieve 3) van de zender door de canule uit de buik tot het hoofd.
- Laat de referentie-elektrode met de zender basis en hebben betrekking op de elektrode tip met aseptische gaas.
- Bedek de elektrode tips (3 actieve en inactieve 3) met aseptische gaas.
- Beveilig het hoofd van de rat een stereotaxische platform.
- Verleng het voorhoofd incisie tot 30mm in de lengte met chirurgische schaar.
- Expose chirurgische gebied door het terugtrekken van losse huid met 2 hechtingen (3-0) bij ~ 3 en 09:00.
- Schraap het periost bovenop de schedel met behulp van gesteriliseerde gaas om bregma, lambda en middellijn hechtingen bloot te leggen. Boor twee gaten door de schedel op de VEP actief (7 mm ventraal naar bregma 3 mm lateraal van middellijn) en inactieve (5 mm rostraal van bregma op de middenlijn) stereotaxische coördinaten.
- Bevestig VEP actieve en inactieve elektroden vooraf aangebrachte roestvrij stalen schroeven (diameter van 0,7 mm, lengte 3 mm) naar de schedel met een kleine schroevendraaier naar ~ 1 mm diep in de premade gaten. Dit verankert de schroef aan het bot zonder de onderliggende corticale weefsel.
- Om implanteren de ERG actieve elektroden maken gebruik van een 8-0 hechtdraad aan het bovenste ooglid tijdelijk intrekken.
- Steek een 16-21 G canule subcutaan van achter het oog door de superieure conjunctivale fornix.
- Verwijder de leidende naald.
- Voer de actieve elektrode door de verkorte plastic katheter van het voorhoofd naar het oog. Verwijder vervolgens de plastic catheter.
- Gebruik een tijdelijke hechting (8-0), die is geregen door de elektrode lus, het voorkomen elecvertrad uit terugtrekken terug in de tunnel.
- Maak een 0,5 mm incisie op de superieure bindvlies op 12 uur, 1 mm achter de limbus. Gebruik stompe dissectie van de onderliggende sclera bloot te leggen.
- Implanteren van een 8-0 of 9-0 hechtdraad direct achter de limbus op halve sclerale dikte.
- Verwijder tijdelijke hechtdraad uit ERG actieve elektrode.
- Verankeren van de ERG actieve elektrode naar de halve sclerale dikte hechtdraad door koppelverkoop 3 opeenvolgende knopen zorgen voor de punt van de elektrode ligt dicht bij de limbus.
- Sluit de conjunctivale flap behulp 1-2 onderbroken hechtingen (8-0 9 - 0). Zorg ervoor dat het bindvlies volledig bedekt de ERG elektrode om het comfort te verbeteren.
- Verwijder het ooglid terugtrekken hechtdraad.
- Herhaal de procedure voor de contralaterale oog.
- Solliciteer cyanoacrylaat gel over de schedel volledig roestvrij schroeven en elektrodedraden te beveiligen. Zorg ervoor dat de ERG actieve elektroden zijn niet te strak getrokken voor bevestiging aan enstaat oogbewegingen.
- Sluit de hoofdwond met een niet-absorbeerbare 3-0 hechtdraad.
- Draai knaagdier te buikstreek bloot te leggen. Verleng de abdominale huid incisie 40 mm langs de linea alba met chirurgische schaar.
- Wordt 35 mm ingesneden binnenwand spierwand de inwendige buikholte bloot.
- Met behulp van twee hechtingen (3-0) bevestig de zender lichaam naar de rechter binnenwand buikwand van het dier. Vermijd contact opnemen met de lever.
- Loop de grond elektrode en veilig in deze vorm met een hechtdraad (3-0). Plaats deze vrij drijvend in de buikholte.
- Sluit het peritoneum met een continue hechting (3-0).
- Sluit de incisie in de huid met behulp van onderbroken hechtingen (3-0).
- Post-operatieve zorg
- Bewaak het dier totdat het voldoende bewustzijn heeft herwonnen om borstligging handhaven. House het dier afzonderlijk na de operatie.
- Dien carprofen subcutaan analgesie (5 mg / kg) eenmaal per dag gedurende 4 dagen.
- Voeg profylactisch orale antibiotica (Enrofloxin, 5 mg / kg) aan het drinkwater gedurende 7 dagen na de operatie.
- Breng een anti-inflammatoire zalf huid incisie sites irritatie voor de eerste 7 dagen na de operatie.
3. Gedrag ERG en VEP Recordings in Conscious Rats
- Donker dier aan te passen voor 12 uur vóór ERG en VEP opnamen
- Voeren alle experimentele manipulaties onder dim rode verlichting (17,4 cd.m -2, λ max = 600 nm)
- Toepassen topicale anesthesie (0,5% proxymetacaïne) en verwijden (0,5% tropicamide) daalt tot het hoornvlies.
- Leid de bewuste knaagdier in een op maat gemaakte, heldere weerhouder.
Noot: De lengte van deze plastic buis kan worden aangepast aan verschillende afmetingen ratten ontvangen met de totale diameter van 60 mm bevestigd. Het vooreinde van de inrichting taps naar head mo minimaliserenkenheid en bevat perforaties normale ademhaling mogelijk. Deze tapse voorste maakt aanpassing en stabilisatie van hoofd en de ogen van de rat naar de opening van de Ganzfeld bol. Merk op dat de knaagdieren is geacclimatiseerd aan de demper (3-5 keer) voor de operatie. - Plaats het knaagdier voor de Ganzfeld kom met de ogen uitgelijnd met de opening van de kom.
- Zet inwonende zender door het passeren van een magneet op ~ 5 cm van de zender. Controleer of de zender is ingeschakeld door het controleren van de LED-status licht op de ontvanger basis.
- Verzamel signalen over een reeks lichtgevende energie (dat wil zeggen -5,6 tot 1,52 log cd.sm -2) zoals eerder 21 beschreven. In het kort, gemiddeld meer signalen op de dimmer lichtniveaus (~ 80 herhalingen) en minder bij de heldere lichtgevende energieën (~ 1 herhaling). Geleidelijk aan het verlengen van de interstimulus interval 1-180 seconden van zwakste naar de helderste lichtniveau.
- Om de ERG stang te isolerenen kegel reacties maken gebruik van een twin-flash paradigma 8. Bijvoorbeeld, initiëren twee knippert met 1,52 log cd.sm -2 met een 500 msec inter-stimulus interval in-between.
- Om VEP signalen, gemiddeld 20 herhalingen op te nemen met de heldere lichtgevende energieën (dat wil zeggen, 1,52 log cd.sm -2, 5 sec inter-stimulus interval).
- Om implantaat stabiliteit, die wordt bepaald door het signaal variabiliteit in de tijd te evalueren, voeren ERG en VEP opnames 7, 10, 14, 21 en 28 dagen na de ingreep.
- Volgende experimentele periode euthanize ratten via intracardiale injectie van pentobarbiturate (1,5 ml / kg) na ketamine: xylazine (12: 1 mg / kg).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
De fotoreceptor reactie wordt geanalyseerd door het aanbrengen van een vertraagde Gaussische aan de voorrand van het eerste neergaande tak van de ERG respons boven 2 lichtgevende energie (1,20, 1,52 log csm -2) per dier, naar het voorbeeld van Lamb and Pugh 22, geformuleerd door Hood en Birch 23. Deze formule geeft een amplitude en een gevoeligheid parameter (figuur 1C en 1D, respectievelijk). Een hyperbolische functie is gemonteerd op de lichtenergie respons van staaf bipolaire cellen per dier, die ook gaf een amplitude en een gevoeligheid parameter (figuur 1E en 1F respectievelijk). Kegel bipolaire cel amplitude werd geanalyseerd als grootste gevoeligheid van de golfvorm (bovenste golfvorm van figuur 1A en 1B), met impliciete duur van de tijd die nodig was om grootste gevoeligheid bereiken. Voor meer details zie Charng et al 24.
Figuur 1A en B tonen ERG golfvorm ± SEM (n = 8) in bewuste ratten op dag 7 en 28 na de operatie. De golfvormen lijken iets groter op dag 28 vergeleken met dag 7, maar lineaire mixed model analyse toonde geen significante tijd effect (p = 0,14-0,67) voor de fotoreceptor (donker aangepaste PIII) amplitude (figuur 1C) en gevoeligheid (figuur 1D ); staaf bipolaire cel (donker aangepaste PII) amplitude (figuur 1E) en gevoeligheid (Figuur 1F); kegel bipolaire cel (licht aangepast PII) amplitude (figuur 1G) en impliciete tijd (Figuur 1H). Evenzo VEP golfvorm SEM (n = 8, figuur 2A) lijken vergelijkbaarheid op 7 en 28 dagen na de operatie, met amplitude (figuur 2B en 2C) en timing (Figuur 2D - 2F) parametersblijkt er geen significant tijd effect (p = 0,20-0,93). Deze resultaten geven aan robuuste ERG en VEP signaal stabiliteit.
Gemiddelde signaal-ruis (SNR, n = 8) verhouding tussen beide ERG (figuur 3A) en VEP (figuur 3B) terug goede stabiliteit via vijf bewuste opnames. In dit scenario is ERG signaal gedefinieerd als de amplitude van de ERG P2 respons terwijl ruis de maximale piek amplitude berekend uit een 10 msec vooraf stimulusinterval trog. In de VEP, wordt P2-N1 amplitude beschouwd als het signaal, terwijl ruis ook wordt geretourneerd door de piek tot dal van de 10 msec pre-stimulus interval. Er was geen significant effect tijd over de SNR van zowel de ERG en VEP (= respectievelijk p 0,49 en 0,62).
Figuur 1: Bewust Electroretinograms Exhibit Characteristic Waveforms en herhaalbare metingen (A - B). ERG golfvormen ± SEM (n = 8) in een breed scala van lichtgevende energie op dag 7 (A) en 28 (B) na de operatie. (CF) staafjes en kegeltjes ERG parameters worden uitgezet tegen de tijd na implantatie. Rod (donker aangepaste PIII) photoreceptoral amplitude (C) en gevoeligheid (D), staaf bipolaire cel (donker aangepaste PII) amplitude (E) en gevoeligheid (F), en kegel bipolaire cel (licht aangepast PII) amplitude (G ) en impliciete tijd (H) vertoonden allemaal stabiele opnamen over de 5 sessies. Alle symbolen geven gemiddelde waarde (± SEM). Dit cijfer is gewijzigd ten opzichte van Charng et al. 24 Figuur 4. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2: Bewust Visual Evoked Potentials tentoon Karakteristieke Waveforms en herhaalbare metingen (A) VEP golfvormen ± SEM (n = 8) wordt uitgezet op dag 7 en 28 na de operatie.. (B - F) VEP amplitude en timing parameters worden beoordeeld dan 1 maand na implantatie. P1-N1 (B) en P2-N1 (C) en amplitude P1 (D), N1 (E) en P2 (F) impliciete tijdparameters waren stabiel via 5 opnames. Alle symbolen geven gemiddelde waarde (± SEM). Dit cijfer is gewijzigd ten opzichte van Charng et al. 24 Figuur 6. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. NHOUD "fo: keep-together.within-page =" 1 ">
Figuur 3:. Het telemetriesysteem Toont Stabiel signaal-ruisverhouding verloop van tijd de signaal-ruisverhouding van het (A) ERG en (B) VEP waren niet significant veranderd in de tijd (n = 8). Alle symbolen geven gemiddelde waarde (± SEM). Dit cijfer is gewijzigd ten opzichte van Charng et al. 24 Figuur S1. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Door de minimaal invasieve karakter van visuele elektrofysiologie worden ERG en VEP recordings in menselijke patiënten uitgevoerd onder bewuste gevallen en vereisen het gebruik van topische anesthetica voor elektrodeplaatsing. Daarentegen wordt visueel elektrofysiologie in diermodellen gewoonlijk uitgevoerd onder algemene anesthesie stabiele plaatsing van de elektroden mogelijk door het elimineren vrijwillige oog en lichaamsbewegingen. Echter, veel gebruikte algemene anesthetica veranderen de ERG en VEP reacties zoals blijkt uit onze vorige publicatie 24 en anderen 25-27. Als zodanig ontwikkeling van een bewuste ERG en VEP platform in een knaagdier model biedt superieure weergave van fysiologische reacties in diermodellen, hetgeen op zijn beurt kan bieden betere vertaalbaarheid van preklinische klinische bevindingen. Een ander nadeel van het gebruik anesthesie is dat de duur van een experiment beperkt. Meer specifiek, het gebruik van verlengde anesthesie en herhaalde administrantsoen van anesthetica kan de kans op bijwerkingen zoals drugs te bouwen en bijbehorende ademhalingsproblemen 28 te verhogen.
Deze studie toonde aan dat het telemetriesysteem in bewuste ratten terug robuuste ERG en VEP signaal stabiliteit gedurende ten minste 28 dagen na de ingreep. Onze groep is de eerste die bewuste draadloze ERG en VEP reacties gelijktijdig 24 te voeren en dit manuscript beschrijft de chirurgische en registratie procedures betrokken. Vergelijking met andere chirurgische procedures uitgevoerd met bekabelde bewuste ERG en VEP opnamen tonen superieure stabiliteit in de ERG en gelijkwaardige herhaalbaarheid in VEP opnames gedurende 1 maand 15.
De chirurgische technieken en daaropvolgende bewuste opnames hebben het potentieel om te worden toegepast op verschillende diermodellen. Het platform heeft potentieel nut in meerdere toepassingen waar het nuttig zijn om verwart geassocieerd met anesthesie 29 te vermijden is. deze include drug discovery, betere vertaling naar humane studies, en chronische of longitudinale experimenten.
Mogelijke modificaties van de techniek bestaan erin het aantal kanalen biopotential geïmplanteerde en simultaan opgenomen. Dit kan variëren van 1 tot 4 biopotential leads en kon dus visueel opgeroepen elektrofysiologie van tussen 1 tot 2 ogen oog en 2 visuele cortex meten. Merk op dat de wijziging van het aantal kanalen biopotentialen leidt ook tot verandering van de bandbreedte vastgelegd die gevolgen voor hoogfrequente elektrofysiologische signalen hebben. Bijvoorbeeld de 3 kanalen biopotential zender die in deze studie (F50-EEE) werd gekozen om te tonen dat het mogelijk is om gelijktijdig visueel opgewekte antwoorden van de retina en visuele cortex van rat een bewuste opnemen. Echter, deze 3 kanaals zenders een bandbreedte van 1 - 100 Hz, dat op betrouwbare ERG a- en b-golven kunnen opnemen maar oscillerende potentieel door thei veranderenr 24 hogere frequentie. Daarentegen, als het van belang voor de studie oscillerende potentialen tekent een zender met minder opnamekanalen (dwz bredere bandbreedte) worden toegepast. Het is ook mogelijk dat de lichtstimulus worden gewijzigd, bijvoorbeeld in plaats van het uitvoeren van full-field ERG en VEP, visuele fysiologie in reactie op stimuli kunnen ook worden gebruikt flikkeren.
Een belangrijke beperking van deze techniek op andere diermodellen vertalen is de grootte van het oog van het dier. Men moet geen probleem implanteren van de elektroden oculaire dieren groter dan ratten. Toch zou het een uitdaging om de ERG elektrode op een muis oog te implanteren door de kleinere werkgebied. De corticale implantatie, anderzijds, moet relatief eenvoudig uit te voeren in de meeste laboratoriumdieren.
Er zijn verschillende aspecten van de operatie die moeten nauwkeurig worden geobserveerd succesvolle implantatio waarborgenn. Het is noodzakelijk dat de ERG elektrodering wordt gevormd tot een gladde ring vanwege irritatie die kan worden geïnduceerd door een ruwe randen op de lus. Het implanteren van ERG actieve elektroden wordt vergemakkelijkt door twee gelijktijdige onderzoekers, een voor het oog te stabiliseren terwijl de andere hecht de elektrode de sclera. Bijzondere zorg moet worden genomen om de sclerale hechtdraad (2.2.19) uitsluitend wordt halve dikte, een volledige sclerale dikte hechtdraad de oogbol zal doorboren en glasachtige lekken. De implantatie van elektroden op de schedel (VEP actief en ERG / VEP inactieve elektroden) minder technisch veeleisend dan ERG elektroden. Niettemin is het noodzakelijk dat wanneer de elektroden zijn verankerd aan de schedel, de draden op natuurlijke krul onnodige spanning te verminderen. Acclimatisatie om de opname weerhouder voorafgaand aan chirurgische implantatie is het voordelig om buitensporige bewegingen tijdens ERG en VEP-opnamen te verminderen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Bioamplifier | ADInstruments | ML 135 | Amplifies ERG and VEP signals |
| Carboxymethylcellulose sodium 1.0% | Allergan | CAS 0009000-11-7 | Maintain corneal hydration during surgery |
| Carprofen 0.5% | Pfizer Animal Health Group | CAS 53716-49-7 | Post-surgery analgesia, given with injectable saline for fluid replenishment |
| Chlorhexadine 0.5% | Orion Laboratories | 27411, 80085 | Disinfection of surgical instrument |
| Cyanoacrylate gel activator | RS components | 473-439 | Quickly dries cyanoacrylate gel |
| Cyanocrylate gel | RS components | 473-423 | Fix stainless screws to skull |
| Dental burr | Storz Instruments, Bausch and Lomb | E0824A | Miniature drill head of ~ 0.7 mm diameter for making a small hole in the skull over each hemisphere to implant VEP screws |
| Drill | Bosch | Dremel 300 series | Automatic drill for trepanning |
| Enrofloxin | Troy Laboratories | Prophylactic antibiotic post surgey | |
| Ganzfeld integrating sphere | Photometric Solutions International | Custom designed light stimulator: 36 mm diameter, 13 cm aperture size | |
| Gauze swabs | Multigate Medical Products Pty Ltd | 57-100B | Dries surgical incision and exposed skull surface during surgery |
| Isoflurane 99.9% | Abbott Australasia Pty Ltd | CAS 26675-46-7 | Proprietory Name: Isoflo(TM) Inhalation anaaesthetic. Pharmaceutical-grade inhalation anesthetic mixed with oxygen gas for VEP electrode implant surgery |
| Kenacomb ointment | Aspen Pharma Pty Ltd | To reduce skin irritation and itching after surgery | |
| Luxeon LEDs | Phillips Lighting Co. | For light stimulation, twenty 5 W and one 1 W LEDs, controlled by Scope software | |
| Needle (macrosurgery) | World Precision Instruments | 501959 | for suturing abdominal and head surgery, used with 3 - 0 suture, eye needle, cutting edge 5/16 circle Size 1, 15 mm |
| Needle holder (macrosurgery) | World Precision Instruments | 500224 | To hold needle during abdominal and head surgery |
| Needle holder (microsurgery) | World Precision Instruments | 555419NT | To hold needle during ocular surgery |
| Optiva catheter | Smiths Medical International LTD | 16 or 21 G | Guide corneal active electrodes from skull to conjunctiva |
| Povidone iodine 10% | Sanofi-Aventis | CAS 25655-41-8 | Proprietory name: Betadine, Antiseptic to prepare the shaved skin for surgery 10%, 500 ml |
| Powerlab data acquisition system | ADInstruments | ML 785 | Acquire signal from telemetry transmitter, paired to telemetry data converter |
| Proxymetacaine 0.5% | Alcon Laboratories | CAS 5875-06-9 | Topical ocular analgesia |
| Restrainer | cutom made | Front of the restrainer is tapered to minimize head movement, length can be adjusted to accommodate different rat length, overall diameter is 60 mm. | |
| Scapel blade | R.G. Medical Supplies | SNSM0206 | For surgical incision |
| Scissors (macrosurgery) | World Precision Instruments | 501225 | for cutting tissue on the abodmen and forhead |
| Scissors (microsurgery) | World Precision Instruments | 501232 | To dissect the conjunctiva for electrode attachment |
| Scope Software | ADInstruments | version 3.7.6 | Simultaneously triggers the stimulus via the ADI Powerlab system and collects data |
| Shaver | Oster | Golden A5 | Shave fur from surgical areas |
| Stainless streel screws | MicroFasteners | L001.003CS304 | 0.7 mm shaft diameter, 3 mm in length |
| Stereotaxic frame | David Kopf | Model 900 | A small animal stereotaxic instrument for locating the implantation landmarks on the skull |
| Surgical drape | Vital Medical Supplies | GM29-612EE | Ensure sterile enviornment during surgery |
| Suture (macrosurgery) | Ninbo medical needles | 3-0 | for suturing abdominal and head surgery, sterile silk braided, 60 cm |
| Suture needle (microsurgery) | Ninbo medical needles | 8-0 or 9-0 | for ocular surgery including, suturing electrode to sclera and closing conjunctival wound, nylon suture, 3/8 circle 1 × 5, 30 cm |
| Telemetry data converter | DataSciences International | R08 | allows telemetry signal to interface with data collection software |
| Telemetry Data Exchange Matrix | DataSciences International | Gathers data from transmitters, pair with receiver | |
| Telemetry data receiver | DataSciences International | RPC-1 | Receives telemetry data from transmitter |
| Telemetry transmitter | DataSciences International | F50-EEE | 3 channel telemetry transmitter |
| Tropicamide 0.5% | Alcon Laboratories | Iris dilation | |
| Tweezers (macrosurgery) | World Precision Instruments | 500092 | Manipulate tissues during abdominal and head surgery |
| Tweezers (microsurgery) | World Precision Instruments | 500342 | Manipulate tissues during ocular surgery |
References
- Frishman, L. J. Origins of the Electroretinogram. , The MIT Press. (2006).
- Granit, R. The components of the retinal action potential in mammals and their relation to the discharge in the optic nerve. J Physiol. 77, 207-239 (1933).
- Brown, K. T. The eclectroretinogram: its components and their origins. Vision Res. 8, 633-677 (1968).
- Brown, K. T., Murakami, M. Biphasic Form of the Early Receptor Potential of the Monkey Retina. Nature. 204, 739-740 (1964).
- Kline, R. P., Ripps, H., Dowling, J. E. Generation of b-wave currents in the skate retina. Proc Natl Acad Sci U S A. 75, 5727-5731 (1978).
- Krasowski, M. D., et al. Propofol and other intravenous anesthetics have sites of action on the gamma-aminobutyric acid type A receptor distinct from that for isoflurane. Mol Pharmacol. 53, 530-538 (1998).
- Stockton, R. A., Slaughter, M. M. B-wave of the electroretinogram. A reflection of ON bipolar cell activity. J Gen Physiol. 93, 101-122 (1989).
- Nixon, P. J., Bui, B. V., Armitage, J. A., Vingrys, A. J. The contribution of cone responses to rat electroretinograms. Clin Experiment Ophthalmol. 29, 193-196 (2001).
- Weinstein, G. W., Odom, J. V., Cavender, S. Visually evoked potentials and electroretinography in neurologic evaluation. Neurol Clin. 9, 225-242 (1991).
- Sand, T., Kvaloy, M. B., Wader, T., Hovdal, H. Evoked potential tests in clinical diagnosis. Tidsskr Nor Laegeforen. 133, 960-965 (2013).
- Brankack, J., Schober, W., Klingberg, F. Different laminar distribution of flash evoked potentials in cortical areas 17 and 18 b of freely moving rats. J Hirnforsch. 31, 525-533 (1990).
- Creel, D., Dustman, R. E., Beck, E. C. Intensity of flash illumination and the visually evoked potential of rats, guinea pigs and cats. Vision Res. 14, 725-729 (1974).
- Herr, D. W., Boyes, W. K., Dyer, R. S. Rat flash-evoked potential peak N160 amplitude: modulation by relative flash intensity. Physiol Behav. 49, 355-365 (1991).
- Guarino, I., Loizzo, S., Lopez, L., Fadda, A., Loizzo, A. A chronic implant to record electroretinogram, visual evoked potentials and oscillatory potentials in awake, freely moving rats for pharmacological studies. Neural Plast. 11, 241-250 (2004).
- Szabo-Salfay, O., et al. The electroretinogram and visual evoked potential of freely moving rats. Brain Res Bull. 56, 7-14 (2001).
- Valjakka, A. The reflection of retinal light response information onto the superior colliculus in the rat. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 245, 1199-1210 (2007).
- Lapray, D., Bergeler, J., Dupont, E., Thews, O., Luhmann, H. J. A novel miniature telemetric system for recording EEG activity in freely moving rats. J Neurosci Methods. 168, 119-126 (2008).
- Lim, K., Burke, S. L., Armitage, J. A., Head, G. A. Comparison of blood pressure and sympathetic activity of rabbits in their home cage and the laboratory environment. Exp Physiol. 97, 1263-1271 (2012).
- Nguyen, C. T., Brain, P., Ivarsson, M. Comparing activity analyses for improved accuracy and sensitivity of drug detection. J Neurosci Methods. 204, 374-378 (2012).
- Ivarsson, M., Paterson, L. M., Hutson, P. H. Antidepressants and REM sleep in Wistar-Kyoto and Sprague-Dawley rats. Eur J Pharmacol. 522, 63-71 (2005).
- He, Z., Bui, B. V., Vingrys, A. J. The rate of functional recovery from acute IOP elevation. Invest Ophthalmol Vis Sci. 47, 4872-4880 (2006).
- Lamb, T. D., Pugh, E. N. A quantitative account of the activation steps involved in phototransduction in amphibian photoreceptors. J Physiol. 449, 719-758 (1992).
- Hood, D. C., Birch, D. G. Rod phototransduction in retinitis pigmentosa: estimation and interpretation of parameters derived from the rod a-wave. Invest Ophthalmol Vis Sci. 35, 2948-2961 (1994).
- Charng, J., et al. Conscious wireless electroretinogram and visual evoked potentials in rats. PLoS Onez. 8, e74172 (2013).
- Galambos, R., Szabo-Salfay, O., Szatmari, E., Szilagyi, N., Juhasz, G. Sleep modifies retinal ganglion cell responses in the normal rat. Proc Natl Acad Sci U S A. 98, 2083-2088 (2001).
- Meeren, H. K., Van Luijtelaar, E. L., Coenen, A. M. Cortical and thalamic visual evoked potentials during sleep-wake states and spike-wave discharges in the rat. Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 108, 306-319 (1998).
- Nair, G., et al. Effects of common anesthetics on eye movement and electroretinogram. Doc Ophthalmol. 122, 163-176 (2011).
- Amouzadeh, H. R., Sangiah, S., Qualls, C. W. Jr, Cowell, R. L., Mauromoustakos, A.
- Charng, J., et al. Retinal electrophysiology is a viable preclinical biomarker for drug penetrance into the central nervous system. J Ophthalmol. , (2016).
