Summary
Mostramos implantación y grabación de los procedimientos quirúrgicos para medir señales electrofisiológicas visuales desde el ojo (electrorretinograma) y el cerebro (potencial evocado visual) en ratas conscientes, que se parece más a la condición humana, donde las grabaciones se realizaron sin anestesia confunde.
Abstract
El electrorretinograma de campo completo (ERG) y los potenciales evocados visuales (VEP) son herramientas útiles para evaluar la retina y la integridad de las vías ópticas, tanto en el laboratorio como en clínica. Actualmente, las mediciones ERG y PEV preclínicos se realizan con anestesia para asegurar la colocación de electrodos estables. Sin embargo, la presencia misma de la anestesia se ha demostrado que contaminar las respuestas fisiológicas normales. Para superar estos factores de confusión de anestesia, desarrollamos una novela plataforma para ensayar ERG y PEV en ratas conscientes. Los electrodos se implantan quirúrgicamente sub-conjuntival en el ojo para ensayar la ERG y epidural sobre la corteza visual para medir el VEP. Una gama de amplitud y sensibilidad / parámetros de tiempo se analizan para determinar tanto el ERG y PEV a aumentar las energías luminosas. Las señales ERG y PEV se muestran para ser estable y repetible durante al menos 4 semanas después del implante quirúrgico. Esta capacidad de grabar señales ERG y PEV sin anestesia en los confunde s preclínicosrocedimien debe proporcionar traducciones de gran calidad a los datos clínicos.
Introduction
El ERG y VEP son mínimamente invasivos en herramientas in vivo para evaluar la integridad de las vías de la retina y visuales, respectivamente, en tanto en el laboratorio y de la clínica. El ERG de campo completo produce una forma de onda característica que se puede dividir en diferentes componentes, con cada elemento que representa diferentes clases de células de la retina 1,2 vía. El ERG de campo completo de forma de onda clásica consiste en una pendiente inicial negativa (una onda), que se ha demostrado que representan los fotorreceptores actividad post exposición a la luz 2-4. La onda a es seguido por una forma de onda positiva sustancial (b-onda), que refleja la actividad eléctrica de la retina medio, predominantemente las células ON-bipolares 5-7. Además, se puede variar la energía luminosa e inter-estímulo-intervalo para aislar cono de respuesta de los bastones 8.
El flash VEP representa los potenciales eléctricos de la corteza y el tallo cerebral visual en respuesta a la estimulación de la luz de la retina9,10. Esta forma de onda se puede descomponer en componentes tempranos y tardíos, con el componente de principios de actividad de las neuronas de la vía retino-geniculo-estriada 11 a 13 y el componente tarde que representa el procesamiento cortical realizarse de diversas láminas V1 en ratas 11,13 reflectante. Por lo tanto la medición simultánea de la ERG y PEV vuelve evaluación exhaustiva de las estructuras implicadas en la vía visual.
Actualmente, a fin de registrar la electrofisiología en animales, se emplea anestesia para permitir una colocación estable de los electrodos. Ha habido intentos de medir ERG y PEV en ratas conscientes 14-16 pero estos estudios emplea una configuración de cable, que puede ser engorroso y puede conducir a estrés de los animales mediante la restricción de los movimientos del animal y el comportamiento natural 17. Con los recientes avances en la tecnología inalámbrica, incluyendo la mejora de la miniaturización y la duración de la batería, ahora es posible implementar un enfoque de telemetría para un ERGd grabación de los VEP, disminuyendo el estrés asociado con las grabaciones de cable y la mejora de la viabilidad a largo plazo. Plenamente internalizados implantaciones estables de sondas de telemetría han demostrado tener éxito para el control crónico de la temperatura, la presión arterial 18, la actividad 19, así como la electroencefalografía 20. Tales avances en la tecnología también ayudará con la repetibilidad y la estabilidad de las grabaciones conscientes, lo que aumenta la utilidad de la plataforma para estudios crónicos.
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Protocol
Ética declaración: Los experimentos con animales se realizaron de conformidad con el Código Australiano para el Cuidado y Uso de Animales con Fines Científicos (2013). aprobación ética animal se obtuvo del Comité de Ética Animal de la Universidad de Melbourne. Los materiales en este documento son para experimentos de laboratorio solamente, y no para uso médico o veterinario.
1. Preparación de electrodos
Nota: Un transmisor de tres canales se utiliza para la implantación quirúrgica que permite 2 ERG y grabación 1 VEP para ser llevado a cabo de forma simultánea. Los tres activo y tres electrodos inactivos deben ser pre-formado en forma de anillo antes de la implantación con el fin de insertarse en el ojo. A efectos de identificación, el fabricante ha cerrado electrodos activos en la mitad blanco, mitad vainas de plástico de colores, mientras que los electrodos inactivos están cubiertos en fundas de colores completos. El electrodo de masa (envoltura de plástico transparente) se deja inalterada. Para todos electr activa e inactivaconducta odas los pasos 1.1, 1.2, 1.3 y 1.7.
- Desenroscar el electrodo de acero inoxidable de doble cadena con dos pinzas de punta fina.
- Recorte una de las hebras de acero inoxidable (aproximadamente 1 cm desde la punta), dejando una sola hebra larga recta restante para dar forma al electrodo de anillo.
- Doble la hebra simple de acero inoxidable sobre sí mismo y la torsión, formando un anillo liso en la punta del electrodo.
- Para los electrodos activos manera ERG este bucle ~ 0,2 - 0,5 mm de diámetro por torsión de la base del bucle (para el propósito descrito aquí, forma dos electrodos activos de este modo para grabar ERG de ambos ojos), y para el ERG inactivo y VEP electrodos hacen que el diámetro del bucle ~ 0,8 mm de diámetro (en este ejemplo, hacer esto para un electrodo activo y VEP los tres electrodos inactivos).
- Enganche la circular VEP electrodo activo en torno a un tornillo de acero inoxidable (diámetro 0,7 mm, longitud de 3 mm) de modo que el electrodo se apoya contra la cabeza del tornillo.
- Hook los 3 electrodos inactivos (2 ERG, 1 VEP) alrededor de un segundo tornillo de acero inoxidable (diámetro 0,7 mm, longitud de 3 mm).
- Tire de la funda de plástico hacia delante sobre los extremos afilados de la barra de acero inoxidable de dos a reducir la irritación.
- Esterilizar los transmisores de telemetría por inmersión en glutaraldehído al 2% durante más de 10 horas a aproximadamente 25 ° C. A continuación, enjuagar el transmisor con solución salina estéril 3 veces.
2. La implantación del transmisor
- Preparación de los animales
- Desinfectar el área de la cirugía antes de la experimentación de una limpieza con etanol al 70%. Autoclave todo el equipo quirúrgico antes de usar y mantener el equipo en clorhexidina cuando no se utiliza durante la cirugía. Cubrir el animal con un paño quirúrgico durante la cirugía para mantener un ambiente estéril. Asegúrese de que todos los experimentadores usan máscaras quirúrgicas, guantes y batas estériles.
- Inducir la anestesia con 1,5 a 2% de isoflurano, a una velocidad de flujo de 3 L / min y mantenidefinido en 1,5 a 2% en 2 L / min durante toda la cirugía. Confirmar suficiente profundidad de la anestesia por la ausencia de un reflejo del pedal al pellizcar el músculo entre los dedos de los pies.
- Afeitarse un área de 40 mm x 30 mm sobre el abdomen por encima de la ingle hasta el esternón.
- Shave un área de 30 mm x 20 mm sobre la frente, posterior a los ojos y anterior a los oídos.
- Desinfectar las dos áreas afeitadas. Para la zona de la frente desinfectar con 10% de povidona yodada en tres ocasiones (evitar el uso de antisépticos a base de alcohol para el área cerca del ojo, siendo consistente con la Norma de conducta establecido por la Asociación de tecnólogos quirúrgicos). Durante el abdomen desinfectar con 10% de yodo povidona y 70% de etanol.
- Aplicar 1 gota de proximetacaína a la córnea para la anestesia tópica adicional.
- Aplicar 1 gota de carboximetilcelulosa de sodio a la córnea para prevenir la sequedad de los ojos.
- La implantación quirúrgica
- Hacer una incisión de 10 mmen la cabeza a lo largo de la línea media vertical entre las orejas con un bisturí quirúrgico.
- Se practica una incisión de 5 mm en el abdomen a través de la capa de piel a lo largo de la línea media por debajo del esternón.
- Túnel a 5 mm de diámetro de la cánula por vía subcutánea desde la incisión del abdomen a la incisión cabeza.
- Alimentar a los hilos de los electrodos (3 activos y 3 inactivos) del transmisor a través de la cánula del abdomen a la cabeza.
- Deje el electrodo de referencia con la base transmisor y cubrir la punta del electrodo con una gasa aséptica.
- Cubrir las puntas de los electrodos (3 activos y 3 inactivos) con una gasa aséptica.
- Asegure la cabeza de la rata a una plataforma estereotáxica.
- Extender la incisión frente a 30 mm de longitud con tijeras quirúrgicas.
- Exponer el área quirúrgica mediante la retracción de la piel floja con 2 suturas (3 - 0) en ~ 3 y las 9 horas.
- Raspar el periostio que recubre el cráneo con una gasa esterilizada para exponer las suturas bregma, lambda y la línea media. Perforar dos agujeros a través del cráneo en el VEP activa (7 mm ventral al bregma 3 mm lateral a la línea media) e inactivo (5 mm rostral al bregma en la línea media) estereotáxica coordenadas.
- Adjuntar VEP electrodos activos e inactivos con tornillos pre-adjunta de acero inoxidable (diámetro de 0,7 mm y una longitud de 3 mm) en el cráneo con un pequeño destornillador de ~ 1 mm de profundidad en los agujeros prefabricados. Esto fija el tornillo para el hueso sin dañar el tejido cortical subyacente.
- Para implantar los electrodos activos ERG utilizan un 8 - 0 sutura para retraer temporalmente el párpado superior.
- Insertar un 16 a 21 G por vía subcutánea cánula desde detrás del ojo hasta el fondo de saco conjuntival superior.
- Retire la aguja guía.
- Alimentar el electrodo activo a través del catéter de plástico acortado desde la frente hacia el ojo. A continuación, retire el catéter de plástico.
- Utilice una sutura temporal (8-0), que está roscado a través del lazo del electrodo, para evitar que los elecelectrodo se retraiga de nuevo en el túnel.
- Hacer una incisión de 0,5 mm en la conjuntiva superior a las 12 horas, 1 mm por detrás del limbo. Utilice una disección roma para exponer la esclerótica subyacente.
- Implantar un 8 - 0 con o 9 - 0 simplemente sutura inmediatamente detrás del limbo a la mitad de espesor escleral.
- Retire la sutura temporal del ERG electrodo activo.
- Anclar el electrodo activo ERG a la media de sutura espesor escleral atando 3 nudos consecutivos, lo que garantiza que la punta del electrodo está situado cerca del limbo.
- Cerrar el colgajo conjuntival usando de 1 a 2 suturas interrumpidas (8 - 0 a 9 - 0). Asegúrese de que la conjuntiva cubre completamente el electrodo ERG para mejorar la comodidad.
- Retire el párpado retracción de sutura.
- Repetir el procedimiento para el ojo contralateral.
- Aplicar gel de cianoacrilato sobre el cráneo para asegurar todos los tornillos de acero inoxidable y cables de los electrodos. Asegúrese de que los electrodos activos ERG no están demasiado apretadas antes de asegurar que enmovimientos oculares portacables.
- Cerrar la herida en la cabeza con un no-absorbible 3 - 0 con sutura.
- Girar roedor para exponer el área abdominal. Alargar la incisión cutánea abdominal para 40 mm a lo largo de la línea alba con tijeras quirúrgicas.
- Se practica una incisión 35 mm a través de la pared muscular interior para exponer la cavidad abdominal interior.
- El uso de dos suturas (3 - 0) adjuntar el cuerpo del transmisor a la pared abdominal interna lado derecho del animal. Evitar el contacto con el hígado.
- Pase el electrodo de masa y seguro en esta forma con una sutura (el 3 - 0). Coloca que flote en la cavidad abdominal.
- Cerrar el peritoneo usando una sutura continua (el 3 - 0).
- Cerrar la incisión de la piel usando suturas interrumpidas (3 - 0).
- El cuidado postoperatorio
- Vigilar el animal hasta que se haya recuperado el conocimiento suficiente para mantener decúbito esternal. Casa del animal por separado después de la cirugía.
- administrar carprofen por vía subcutánea para la analgesia (5 mg / kg) una vez al día durante 4 días.
- Añadir antibióticos orales profilácticos (Enrofloxin, 5 mg / kg) al agua de bebida durante 7 días después de la cirugía.
- Aplicar una pomada antiinflamatoria a los sitios de incisión en la piel para reducir la irritación durante los primeros 7 días después de la cirugía.
3. Llevar a cabo ERG y PEV Grabaciones en ratas conscientes
- Oscura adaptación de los animales durante 12 horas antes de grabaciones ERG y PEV
- Llevar a cabo todas las manipulaciones experimentales bajo una iluminación tenue rojo (17,4 cd.m -2, λ max = 600 nm)
- Aplicar anestesia tópica (0,5% proximetacaína) y la dilatación (0,5% tropicamida) cae a la córnea.
- Guiar el roedor consciente en un hecho a medida, lo detiene clara.
Nota: La longitud de este tubo de plástico se puede ajustar para adaptarse a diferentes ratas de tamaño con el diámetro total fija en 60 mm. El extremo delantero del dispositivo se estrecha para reducir al mínimo la cabeza movimiento y contiene perforaciones para permitir la respiración normal. Este frente cónico permite la alineación y la estabilización de la cabeza y los ojos de la rata a la apertura de la esfera Ganzfeld. Tenga en cuenta que el roedor se ha aclimatado a la inmovilización (3 a 5 ocasiones) antes de la cirugía. - Coloque el roedor en frente de la taza Ganzfeld con los ojos alineados con la abertura de la taza.
- Encienda el transmisor de mora pasando un imán dentro de ~ 5 cm del transmisor. Compruebe que el transmisor está activado por el control de la luz LED de estado en la base del receptor.
- Recoger señales a través de una gama de energías luminosas (es decir, -5,6 a 1,52 log cd.sm -2) como se describió anteriormente 21. En pocas palabras, más señales de promedio en los niveles de conmutación de luces (~ 80 repeticiones) y menos en las energías más brillante luminosos (~ 1 repetición). Poco a poco, alargar el intervalo inter de 1 a 180 segundos desde más tenue que el nivel de luz más brillante.
- Para aislar la varilla ERGy la respuesta de los conos utilizan un paradigma de doble flash de 8. Por ejemplo, iniciar dos destellos en cd.sm 1.52 -2 log con un intervalo de 500 ms entre estímulos en el medio.
- Para grabar señales VEP, una media de 20 repeticiones en las energías más brillante luminosos (es decir, 1,52 log cd.sm -2, 5 segundos de intervalo entre estímulos).
- Para evaluar la estabilidad del implante, que se evalúa por la variabilidad de la señal en el tiempo, llevar a cabo ERG y PEV grabaciones 7, 10, 14, 21 y 28 días después de la cirugía.
- Siguiendo período experimental, la eutanasia a las ratas mediante la inyección intracardiaca de pentobarbiturate (1,5 ml / kg) después de ketamina: xilazina la anestesia (12: 1 mg / kg).
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Representative Results
La respuesta de los fotorreceptores se analiza mediante el ajuste de una gaussiana retrasado al borde de ataque de la rama descendente inicial de la respuesta ERG en las 2 últimas energías luminosas (1,20, 1,52 csm registro -2) para cada animal, basándose en el modelo de Lamb y Pugh 22, formulada por la capilla y Birch 23. Esta fórmula devuelve una amplitud y un parámetro de sensibilidad, (Figura 1C y 1D, respectivamente). Una función hiperbólica fue ajustado a la respuesta de energía luminosa de las células bipolares de varilla para cada animal, que también volvió una amplitud y un parámetro de sensibilidad, (Figura 1E y 1F, respectivamente). Cono amplitud célula bipolar se analizó como respuesta del pico de la forma de onda (forma de onda superior de la figura 1A y 1B), con el tiempo implícito tomado como el tiempo que se tardó en alcanzar la respuesta máxima. Para más detalles, véase Charng y col 24.
Figura 1A y B muestran ERG forma de onda ± SEM (n = 8) en ratas conscientes en los días 7 y 28 después de la cirugía. Las formas de onda parecen ser ligeramente más grande en el día 28 en comparación con el día 7, pero el análisis de modelo mixto lineal no revelaron efecto significativo del tiempo (p = 0,14 a 0,67) para los fotorreceptores (adaptada a la oscuridad PIII) amplitud (Figura 1C) y sensibilidad (Figura 1D ); célula bipolar varilla (adaptada a la oscuridad PII) amplitud (Figura 1E) y sensibilidad (Figura 1F); cono células bipolares (adaptado a la luz PII) amplitud (Figura 1G) y el tiempo implícito (Figura 1H). Del mismo modo, la forma de onda SEM VEP (n = 8, Figura 2A) parecen comparables a los 7 y 28 días después de la cirugía, con amplitud (Figura 2B y 2C) y el tiempo (Figura 2D - 2F) parámetrosque no muestran efecto significativo del tiempo (p = 0,20 a 0,93). Estos resultados indican sólida estabilidad de la señal ERG y PEV.
Media de señal a ruido (SNR, n = 8) Relación de de ambos ERG (Figura 3A) y VEP (Figura 3B) devuelve una buena estabilidad durante los cinco sesiones de grabación conscientes. En este escenario, la señal de ERG se define como la como la amplitud de la respuesta ERG P2 mientras que el ruido es el pico máximo a valle de amplitud calculada a partir de un intervalo de pre-estímulo mseg 10. En el VEP, de amplitud N1-P2 se considera como la señal mientras que el ruido también es devuelto por el máximo al mínimo del intervalo de pre-estímulo de 10 ms. No hubo efecto significativo del tiempo a través de la SNR de ambos ERG y VEP (p = 0,49 y 0,62 respectivamente).
Figura 1: Consciente de exposiciones electrorretinograma characteristic formas de onda y medidas repetibles (A - B). ERG formas de onda ± SEM (n = 8) a través de una amplia gama de energías luminosas en el día 7 (A) y 28 (B) después de la cirugía. Parámetros (CF) de conos y bastones ERG se trazan en función del tiempo después de la implantación. Varilla (adaptada a la oscuridad PIII) de amplitud photoreceptoral (C) y sensibilidad (D), varilla célula bipolar (adaptada a la oscuridad PII) amplitud (E) y sensibilidad (F), y células bipolares cono (adaptado a la luz PII) amplitud (G ) y el tiempo implícito (H) todos mostraron grabaciones estables a lo largo de las 5 sesiones. Todos los símbolos indican el valor medio (± SEM). Esta cifra ha sido modificado a partir de Charng et al. 24 Figura 4. Por favor haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: Consciente potenciales evocados visuales Prueba documental formas de onda característica y las medidas repetibles formas de onda (A) VEP ± SEM (n = 8) se representan en el día 7 y 28 después de la cirugía.. (B - F) VEP parámetros de amplitud y temporización se evalúan más de 1 mes después de la implantación. P1-N1 (B) y P2-N1 (C) de amplitud, así como P1 (D), N1 (E) y P2 (F) los parámetros de tiempo implícitos eran estables durante los 5 sesiones de grabación. Todos los símbolos indican el valor medio (± SEM). Esta cifra ha sido modificado a partir de Charng et al. 24 Figura 6. Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura. ontenido "fo: keep-together.within-page =" 1 ">
Figura 3:. El Sistema de Telemetría Demuestra estable relación señal-ruido a través del tiempo La relación señal-ruido de la (A) ERG y (B) VEP no se alteraron significativamente con el tiempo (n = 8). Todos los símbolos indican el valor medio (± SEM). Esta cifra ha sido modificado a partir de Charng et al. 24 de la figura S1. Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Discussion
Debido a la naturaleza mínimamente invasiva de la electrofisiología visual, grabaciones ERG y PEV en pacientes humanos se llevan a cabo en condiciones conscientes y sólo requieren el uso de anestésicos tópicos para la colocación del electrodo. Por el contrario, la electrofisiología visual en modelos animales se lleva a cabo bajo anestesia general convencional para permitir la colocación de electrodos estable mediante la eliminación de los movimientos oculares y corporales voluntarias. Sin embargo, los anestésicos generales de uso general alteran las respuestas de ERG y PEV como se muestra en nuestra publicación anterior 24 y otros 25-27. Como tal el desarrollo de una plataforma de ERG y PEV consciente en un modelo de roedor ofrece una representación del Superior de respuestas fisiológicas en modelos animales, que a su vez puede dar una mejor traducibilidad de preclínica con los hallazgos clínicos. Otra desventaja del uso de la anestesia es que limita la duración de un experimento. Más específicamente, el uso de anestesia prolongada, así como administ repetidaración de los anestésicos puede aumentar la posibilidad de efectos adversos, tales como la acumulación de drogas y problemas respiratorios asociados 28.
Este estudio demostró que el sistema de telemetría en ratas conscientes volvió sólida estabilidad de la señal ERG y PEV durante al menos 28 días después de la cirugía. Nuestro grupo es el primero en realizar conscientes respuestas ERG y PEV inalámbricos simultáneamente 24 y detalles de este manuscrito los procedimientos quirúrgicos y grabación involucrados. Comparación con otros procedimientos quirúrgicos realizados con grabaciones ERG y PEV conscientes cable ilustran una estabilidad superior en el ERG y repetibilidad equivalente en las grabaciones de los VEP durante un período de 1 mes 15.
Las técnicas quirúrgicas y grabaciones conscientes posteriores tienen el potencial de ser aplicado a diversos modelos animales. La plataforma tiene utilidad potencial en múltiples aplicaciones en las que es beneficioso para evitar confusiones asociados con la anestesia 29. estos incluídodescubrimiento de fármacos ude, la mejora de la traducción para los estudios en humanos y experimentos crónicos o longitudinales.
Posibles modificaciones de la técnica incluyen la modificación del número de canales biopotenciales implantados y simultáneamente grabadas. Esto puede variar de 1 a 4 cables biopotenciales y por lo tanto podría medir electrofisiología evocado visual de entre 1 a 2 ojo ojos y 2 cortezas visuales. Tenga en cuenta que la alteración en el número de canales biopotenciales también conduce a la modificación de la anchura de banda grabada que tendrá consecuencias para las señales electrofisiológicas de alta frecuencia. Por ejemplo, el transmisor 3 biopotencial canal utilizado en este estudio (F50-EEE) fue elegido para mostrar que es posible grabar simultáneamente respuestas evocadas visualmente de la retina y en la corteza visual de una rata consciente. Sin embargo, estos 3 transmisores de canal tienen una anchura de banda de 1 a 100 Hz, que puede grabar fielmente ERG A y B olas pero alterará potenciales oscilatorios debido a their mayor frecuencia 24. Por el contrario, si era de interés para el estudio para registrar los potenciales oscilatorios entonces un transmisor con menos canales de registro (es decir, más ancho de banda ancho) podría ser empleado. También es posible que el estímulo de luz a ser alterada, por ejemplo, en lugar de llevar a cabo de campo completo ERG y VEP, la fisiología visual en respuesta a parpadear estímulos también se pueden utilizar.
Una limitación importante en la traducción de esta técnica para otros modelos animales es el tamaño del ojo del animal. Uno debería tener ningún problema para la implantación de los electrodos oculares a los animales más grandes que las ratas. Sin embargo, sería difícil de implantar el electrodo de ERG en un ojo de ratón debido a la zona de trabajo más pequeña. La implantación cortical, por el contrario, debería ser relativamente sencilla de realizar en la mayoría de los animales de laboratorio.
Hay varios aspectos de la cirugía que necesitan ser observados cuidadosamente para asegurar el éxito implantationorte. Es imperativo que el anillo de electrodo de ERG se forma en un anillo liso debido a la irritación que puede ser inducido por los restos de plástico en el bucle. La implantación de ERG electrodos activos se facilita por dos experimentadores simultáneos, uno para estabilizar el ojo mientras que el otro une el electrodo a la esclerótica. Especial cuidado debe tenerse para asegurar la sutura escleral (2.2.19) es sólo la mitad de espesor, como una sutura escleral de grosor completo pinchará el globo ocular y causar fugas vítreo. La implantación de electrodos en el cráneo (VEP activo y ERG / VEP electrodos inactivos) es técnicamente menos exigente que el de los electrodos de ERG. Sin embargo, es imperativo que una vez que los electrodos están anclados en el cráneo, los cables se les permite a estiren natural para reducir cualquier tensión innecesaria. La aclimatación a la inmovilización de grabación antes de la implantación quirúrgica es ventajoso reducir movimientos excesivos durante grabaciones ERG y VEP.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Bioamplifier | ADInstruments | ML 135 | Amplifies ERG and VEP signals |
| Carboxymethylcellulose sodium 1.0% | Allergan | CAS 0009000-11-7 | Maintain corneal hydration during surgery |
| Carprofen 0.5% | Pfizer Animal Health Group | CAS 53716-49-7 | Post-surgery analgesia, given with injectable saline for fluid replenishment |
| Chlorhexadine 0.5% | Orion Laboratories | 27411, 80085 | Disinfection of surgical instrument |
| Cyanoacrylate gel activator | RS components | 473-439 | Quickly dries cyanoacrylate gel |
| Cyanocrylate gel | RS components | 473-423 | Fix stainless screws to skull |
| Dental burr | Storz Instruments, Bausch and Lomb | E0824A | Miniature drill head of ~ 0.7 mm diameter for making a small hole in the skull over each hemisphere to implant VEP screws |
| Drill | Bosch | Dremel 300 series | Automatic drill for trepanning |
| Enrofloxin | Troy Laboratories | Prophylactic antibiotic post surgey | |
| Ganzfeld integrating sphere | Photometric Solutions International | Custom designed light stimulator: 36 mm diameter, 13 cm aperture size | |
| Gauze swabs | Multigate Medical Products Pty Ltd | 57-100B | Dries surgical incision and exposed skull surface during surgery |
| Isoflurane 99.9% | Abbott Australasia Pty Ltd | CAS 26675-46-7 | Proprietory Name: Isoflo(TM) Inhalation anaaesthetic. Pharmaceutical-grade inhalation anesthetic mixed with oxygen gas for VEP electrode implant surgery |
| Kenacomb ointment | Aspen Pharma Pty Ltd | To reduce skin irritation and itching after surgery | |
| Luxeon LEDs | Phillips Lighting Co. | For light stimulation, twenty 5 W and one 1 W LEDs, controlled by Scope software | |
| Needle (macrosurgery) | World Precision Instruments | 501959 | for suturing abdominal and head surgery, used with 3 - 0 suture, eye needle, cutting edge 5/16 circle Size 1, 15 mm |
| Needle holder (macrosurgery) | World Precision Instruments | 500224 | To hold needle during abdominal and head surgery |
| Needle holder (microsurgery) | World Precision Instruments | 555419NT | To hold needle during ocular surgery |
| Optiva catheter | Smiths Medical International LTD | 16 or 21 G | Guide corneal active electrodes from skull to conjunctiva |
| Povidone iodine 10% | Sanofi-Aventis | CAS 25655-41-8 | Proprietory name: Betadine, Antiseptic to prepare the shaved skin for surgery 10%, 500 ml |
| Powerlab data acquisition system | ADInstruments | ML 785 | Acquire signal from telemetry transmitter, paired to telemetry data converter |
| Proxymetacaine 0.5% | Alcon Laboratories | CAS 5875-06-9 | Topical ocular analgesia |
| Restrainer | cutom made | Front of the restrainer is tapered to minimize head movement, length can be adjusted to accommodate different rat length, overall diameter is 60 mm. | |
| Scapel blade | R.G. Medical Supplies | SNSM0206 | For surgical incision |
| Scissors (macrosurgery) | World Precision Instruments | 501225 | for cutting tissue on the abodmen and forhead |
| Scissors (microsurgery) | World Precision Instruments | 501232 | To dissect the conjunctiva for electrode attachment |
| Scope Software | ADInstruments | version 3.7.6 | Simultaneously triggers the stimulus via the ADI Powerlab system and collects data |
| Shaver | Oster | Golden A5 | Shave fur from surgical areas |
| Stainless streel screws | MicroFasteners | L001.003CS304 | 0.7 mm shaft diameter, 3 mm in length |
| Stereotaxic frame | David Kopf | Model 900 | A small animal stereotaxic instrument for locating the implantation landmarks on the skull |
| Surgical drape | Vital Medical Supplies | GM29-612EE | Ensure sterile enviornment during surgery |
| Suture (macrosurgery) | Ninbo medical needles | 3-0 | for suturing abdominal and head surgery, sterile silk braided, 60 cm |
| Suture needle (microsurgery) | Ninbo medical needles | 8-0 or 9-0 | for ocular surgery including, suturing electrode to sclera and closing conjunctival wound, nylon suture, 3/8 circle 1 × 5, 30 cm |
| Telemetry data converter | DataSciences International | R08 | allows telemetry signal to interface with data collection software |
| Telemetry Data Exchange Matrix | DataSciences International | Gathers data from transmitters, pair with receiver | |
| Telemetry data receiver | DataSciences International | RPC-1 | Receives telemetry data from transmitter |
| Telemetry transmitter | DataSciences International | F50-EEE | 3 channel telemetry transmitter |
| Tropicamide 0.5% | Alcon Laboratories | Iris dilation | |
| Tweezers (macrosurgery) | World Precision Instruments | 500092 | Manipulate tissues during abdominal and head surgery |
| Tweezers (microsurgery) | World Precision Instruments | 500342 | Manipulate tissues during ocular surgery |
References
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