Summary
Mostramos procedimentos de implantação e de gravação cirúrgicos para medir sinais eletrofisiológicos visuais do olho (eletrorretinograma) eo cérebro (potencial evocado visual) em ratos conscientes, que é mais análogo à condição humana, onde as gravações são realizadas sem confunde anestesia.
Abstract
O eletrorretinograma de campo total (ERG) e potencial evocado visual (VEP) são ferramentas úteis para avaliar retina e integridade via visual, tanto em laboratórios e ambientes clínicos. Atualmente, pré-clínicos medições ERG e VEP são realizados com anestesia para assegurar a colocação de eletrodos estáveis. No entanto, a presença de anestesia foi mostrado para contaminar respostas fisiológicas normais. Para superar estes confunde anestesia, desenvolvemos uma plataforma inovadora para ensaiar ERG e VEP em ratos conscientes. Eletrodos são implantados cirurgicamente sub-conjunctivally no olho para ensaiar o ERG e epidural sobre o córtex visual para medir a VEP. A gama de amplitude e sensibilidade / parâmetros de tempo são ensaiadas, tanto para o ERG e VEP a aumentar energias luminosas. Os sinais de ERG e VEP são mostrados para ser estável e repetível para, pelo menos, 4 semanas pós-implantação cirúrgica. Esta capacidade de gravar sinais de ERG e VEP sem anestesia confunde nas s pré-clínicosreparativos deve fornecer uma tradução superior aos dados clínicos.
Introduction
O ERG e VEP são minimamente invasivos em ferramentas in vivo para avaliar a integridade das vias da retina e visuais, respectivamente, tanto no laboratório e clínica. O full-campo do ERG produz uma forma de onda característico, que pode ser dividido em componentes diferentes, com cada elemento representando diferentes classes de células da retina 1,2 percurso. O de campo total ERG forma de onda clássica consiste em um declive inicial negativa (a onda), que foi mostrado para representar fotorreceptor atividade pós exposição à luz 2-4. A uma onda é seguido por uma forma de onda positiva substancial (b-ondas), que reflecte a actividade eléctrica da retina meio predominantemente, as células bipolares de ON-5-7. Além disso, pode-se variar a energia luminosa e inter-estímulo-intervalo para isolar cone de respostas haste 8.
O flash VEP representa potenciais eléctricos do tronco cerebral e córtex visual em resposta à estimulação da retina luz9,10. Esta forma de onda pode ser dividido em componentes precoce e tardio, com o componente precoce reflectindo uma actividade de neurónios da via retino-geniculo-estriado 11-13 e representando a componente de final de processamento cortical realizada de várias lâminas V1 em ratos 11,13. Portanto medição simultânea do ERG e VEP retorna avaliação abrangente das estruturas envolvidas na via visual.
Atualmente, a fim de gravar eletrofisiologia em animais, a anestesia é utilizada para permitir a colocação estável de eletrodos. Tem havido tentativas de medir ERG e VEP em ratos conscientes 14-16 mas estes estudos utilizou uma configuração com fio, que pode ser complicado e pode levar ao estresse dos animais através da restrição da circulação de animais e comportamento natural 17. Com os recentes avanços na tecnologia sem fio, incluindo maior miniaturização e vida útil da bateria, agora é possível implementar uma abordagem de telemetria para ERG umd gravação VEP, diminuindo o estresse associado com as gravações com fio e melhorar a viabilidade a longo prazo. Implantes estáveis totalmente internalizadas de sondas de telemetria provaram ser bem sucedido para monitoramento crônica da temperatura, pressão arterial 18, a atividade 19, bem como eletroencefalograma 20. Tais avanços na tecnologia também vai ajudar com repetibilidade e estabilidade das gravações conscientes, aumentando a utilidade da plataforma para estudos crônicos.
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Protocol
Declaração de ética: Experiências com animais foram conduzidos de acordo com o Código australiano para o Cuidado e Utilização de animais para fins científicos (2013). aprovação ética animal foi obtido a partir Comitê de Ética Animal da Universidade de Melbourne. Os materiais aqui são para experiências de laboratório apenas, e não destinados ao uso médico ou veterinário.
1. Os eléctrodos Preparando
Nota: Um transmissor três canais é usado para implantação cirúrgica que permite 2 ERG e gravação de 1 VEP a ser realizado simultaneamente. Os três ativa e três eletrodos inativos precisam ser pré-moldado em forma de anel antes da implantação, a fim de anexar ao olho. Para fins de identificação, o fabricante tenha fechado eletrodos ativos na metade branco, metade bainhas de plástico coloridos, enquanto eletrodos inativos são cobertos em bainhas de cor completos. O eletrodo terra (claro bainha de plástico) é deixado inalterado. Para todos electr ativos e inativosconduta odes os passos 1.1, 1.2, 1.3 e 1.7.
- Destorcer o eletrodo de aço inoxidável de cadeia dupla com dois alicates de ponta fina.
- Apare um dos cordões de aço inoxidável (aproximadamente a 1 cm da ponta), deixando uma cadeia simples mais linear restante para moldar o eléctrodo anular.
- Dobrar o único fio de aço inoxidável para trás sobre si própria e torção, formando um anel liso na ponta do eléctrodo.
- Para o ERG eletrodos ativos moda este laço ~ 0,2 - 0,5 mm de diâmetro por torção da base do loop (para a finalidade descrita aqui, forma dois eletrodos ativos desta forma para gravar ERG de ambos os olhos), e para o ERG inativos e eletrodos VEP faça o diâmetro do laço ~ 0,8 mm de diâmetro (neste exemplo, fazer isso para um eletrodo VEP ativo e todos os três eletrodos inativos).
- Prenda a circular VEP eletrodo ativo em torno de um parafuso de aço inoxidável (diâmetro 0,7 mm, comprimento 3 mm) de modo que o eletrodo fica encostada à cabeça do parafuso.
- Hook os 3 eletrodos inativos (2 ERG, 1 VEP) em torno de um segundo parafuso de aço inoxidável (diâmetro 0,7 mm, comprimento 3 mm).
- Puxe a manga de plástico para a frente sobre as pontas afiadas da vertente dois de aço inoxidável para reduzir a irritação.
- Esterilizar os transmissores de telemetria por imersão em 2% de glutaraldeído durante mais de 10 horas a cerca de 25 ° C. Em seguida, lave o transmissor com solução salina estéril 3 vezes.
2. Transmissor de Implantação
- Preparação animal
- Desinfectar a área cirúrgica antes da experimentação por limpeza com etanol a 70%. Autoclave todo o equipamento cirúrgico antes do uso e manutenção do equipamento em clorexidina quando não em uso durante a cirurgia. Cobrir o animal com um penso cirúrgico durante a cirurgia para manter um ambiente estéril. Garantir que todos os experimentadores usar máscaras cirúrgicas, luvas e aventais estéreis.
- Induzir a anestesia com 1,5 - 2% de isoflurano, a um caudal de 3 L / min e manutennido a 1,5 - 2% em 2 L / min durante toda a cirurgia. Confirmar profundidade suficiente de anestesia pela ausência de um reflexo pedal sobre beliscar o músculo entre os dedos.
- Raspar uma área de 40 mm x 30 mm no abdómen de cima da virilha ao esterno.
- Raspar uma área de 30 mm x 20 milímetros sobre a testa, posterior aos olhos e anterior para os ouvidos.
- Desinfectar as duas áreas raspadas. Para a área da testa desinfectar com 10% de iodopovidona três vezes (evitar o uso de anti-sépticos à base de álcool para a área perto do olho, sendo consistente com o padrão de prática estabelecidos pela Associação dos Tecnólogos cirúrgicos). Durante o abdómen desinfecção com 10% de iodo de povidona e 70% de etanol.
- Aplicar uma gota de proxymetacaine à córnea para a anestesia tópica adicional.
- Aplicar uma gota de carboximetilcelulose de sódio a córnea para evitar a secagem dos olhos.
- implantação cirúrgica
- Adicione uma incisão 10 milímetrosna cabeça ao longo da linha média vertical entre as orelhas com um bisturi cirúrgico.
- Adicione uma incisão cinco milímetros no abdómen através da camada de pele ao longo da linha média abaixo do esterno.
- Túnel a 5 mm de diâmetro de uma cânula subcutânea da incisão abdominal para a incisão cabeça.
- Alimentar os fios dos eléctrodos (3 ativos e inativos 3) do transmissor através da cânula do abdómen para a cabeça.
- Deixe o eletrodo de referência com a base transmissor e cobrir a ponta do eletrodo com gaze asséptica.
- Cubra as pontas dos eléctrodos (3 ativos e inativos 3) com gaze asséptica.
- Fixe a cabeça do rato para uma plataforma estereotáxico.
- Estender a incisão testa a 30mm de comprimento com uma tesoura cirúrgica.
- Expor área cirúrgica retraindo a pele solta com 2 suturas (3 - 0) em ~ 3 e 9 horas.
- Raspe o periósteo que recobre o crânio com gaze esterilizada para expor bregma, lambda e da linha média suturas. Perfurar dois buracos através do crânio no VEP activa (7 milímetros ventral em relação ao bregma 3 milímetros lateral à linha média) e inactiva (5 mm rostral à bregma na linha média) estereotáxicas co-ordenadas.
- Anexar VEP eletrodos ativos e inativos com parafusos pré-inscritos aço inoxidável (diâmetro de 0,7 mm, comprimento 3 mm) para o crânio com uma pequena chave de fenda para ~ 1 mm de profundidade para os buracos premade. Este ancora o parafuso para o osso sem danificar o tecido cortical subjacente.
- Para implantar os eletrodos ativos ERG usar um 8-0 sutura para retrair temporariamente a pálpebra superior.
- Inserir um 16 a 21 G por via subcutânea cânula de trás do olho através do fundo de saco conjuntival superior.
- Remover o guiamento de agulhas.
- Alimente o eletrodo ativo através do cateter de plástico encurtado da testa para o olho. Em seguida, remover o cateter de plástico.
- Utilize uma sutura temporária (8-0), que é enfiada através do laço eléctrodo, para evitar que os electrode de retrair volta para o túnel.
- Adicione uma incisão 0,5 milímetros sobre a conjuntiva superior a 0:00, 1 mm por trás do limbo. Use dissecção cega para expor o esclerótica subjacente.
- Implantar um 8-0 ou 9-0 sutura imediatamente atrás do limbo na metade da espessura da esclera.
- Remover sutura temporária do ERG eletrodo ativo.
- Ancorar o eletrodo ativo ERG à meia escleral sutura espessura amarrando 3 nós consecutivos, garantindo a ponta do eletrodo está situado próximo ao limbo.
- Feche a aba conjuntival utilizando 1 a 2 suturas interrompidas (8 - 0 a 9 - 0). Certifique-se que a conjuntiva cobre completamente o eletrodo ERG para melhorar o conforto.
- Remover a pálpebra retracção sutura.
- Repetir o procedimento para o olho contralateral.
- Aplique o gel de cianoacrilato sobre o crânio para proteger todas as parafusos de aço inoxidável e fios de eletrodos. Garantir os eletrodos ativos ERG não são puxados muito apertado antes de fixar a enmovimentos oculares capazes.
- Fechar o ferimento na cabeça usando um não-absorvível 3-0 sutura.
- Gire roedor para expor região abdominal. Alongar a incisão dérmica abdominal a 40 mm ao longo da linha alba com uma tesoura cirúrgica.
- Adicione uma incisão 35 milímetros através da parede interior do músculo para expor a cavidade abdominal interior.
- Usando duas suturas (3 - 0) anexar o corpo do transmissor para o lado direito da parede abdominal interna do animal. Evitar o contacto do fígado.
- Passe o eléctrodo de terra e seguro nesta forma com uma sutura (3-0). Coloque-lo flutuando livremente na cavidade abdominal.
- Feche o peritônio usando uma sutura contínua (3-0).
- Feche a incisão na pele usando suturas interrompidas (3 - 0).
- Cuidados pós-operatórios
- Monitorar o animal até que ele recuperou a consciência suficiente para manter decúbito esternal. Casa do animal individualmente após a cirurgia.
- administrar carprofen por via subcutânea para a analgesia (5 mg / kg) uma vez por dia durante 4 dias.
- Adicionar antibióticos orais profiláticos (Enrofloxin, 5 mg / kg) para a água potável durante 7 dias pós-cirurgia.
- Aplicar uma pomada anti-inflamatória a locais de incisão da pele para reduzir a irritação durante os primeiros 7 dias pós-cirurgia.
3. Conduta ERG e VEP Recordings em ratos conscientes
- Escuro adaptar animal durante 12 h antes de registos de ERG e VEP
- Efectuar todas as manipulações experimentais sob iluminação fraca vermelha (17,4 cd.m -2, λ max = 600 nm)
- Aplicar anestesia tópica (0,5% proxymetacaine) e dilatando (0,5% de tropicamida) cai para a córnea.
- Orientar o roedor consciente em um personalizado feito restrainer, claro.
Nota: O comprimento deste tubo de plástico pode ser ajustado para acomodar diferentes de tamanhos ratos com o diâmetro total fixado em 60 mm. A extremidade dianteira do dispositivo é afunilada para minimizar cabeça movimento e contém perfurações para permitir a respiração normal. Esta frente afunilada permite o alinhamento e estabilização da cabeça e os olhos do rato para a abertura da esfera Ganzfeld. Note-se que o roedor tem sido aclimatizadas ao limitador (3 a 5 vezes) antes da cirurgia. - Colocar o roedor na frente da bacia Ganzfeld com os olhos alinhada com a abertura da bacia.
- Ligue o transmissor habitação por meio de um ímã dentro de ~ 5 cm do transmissor. Verifique se o transmissor está ligado, verificando o LED de status na base do receptor.
- Recolhe sinais a uma variedade de energias luminosas (ou seja, -5,6 a 1,52 log cd.sm -2) conforme descrito anteriormente 21. Resumidamente, médios mais sinais nos níveis de intensidade da luz de luz (~ 80 repetições) e menos nas energias mais brilhante luminosos (~ 1 repetição). Gradualmente aumentar o intervalo interstimulus de 1 a 180 segundos do mais obtuso para o nível de luz mais brilhante.
- Para isolar a haste do ERGe as respostas de cone utilizar um paradigma twin-flash 8. Por exemplo, iniciar dois flashes em cd.sm 1,52 log -2 com um intervalo inter-estímulo de 500 ms no meio.
- Para gravar sinais VEP, média de 20 repetições para as energias mais brilhante luminosos (ou seja, 1,52 log cd.sm -2, 5 seg intervalo inter-estímulo).
- Para avaliar a estabilidade do implante, o que é avaliado por variabilidade do sinal ao longo do tempo, realizar registos de ERG e VEP 7, 10, 14, 21 e 28 dias pós-cirurgia.
- Seguindo período experimental, os ratos eutanásia por meio de injecção intracardíaca de pentobarbiturate (1,5 ml / kg) depois de cetamina: xilazina anestesia (12: 1 mg / kg).
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Representative Results
A resposta de fotorreceptores é analisada por montagem de uma Gaussiana retardada até ao bordo dianteiro do ramo descendente inicial da resposta do ERG no topo 2 energias luminosas (1,20, 1,52 log CSM -2) para cada animal, com base no modelo de carneiro e Pugh 22, formulada por Hood e Birch 23. Esta fórmula retorna uma amplitude e um parâmetro de sensibilidade, (Figura 1C e 1D, respectivamente). Uma função hiperbólica foi equipado para a resposta de energia luminosa de células bipolares haste para cada animal, que também devolvido uma amplitude e um parâmetro de sensibilidade, (Figura 1E e 1F, respectivamente). Cone amplitude célula bipolar foi analisada como resposta de pico da forma de onda (forma de onda superior da Figura 1A e 1B), com o tempo implícito tomado como o tempo que levou para alcançar a resposta máxima. Para mais detalhes consulte Charng et al 24.
Figura 1A e B mostra ERG forma de onda ± SEMs (n = 8) em ratos conscientes no dia 7 e 28 pós-cirurgia. As formas de onda parecem ser ligeiramente maior no dia 28 em relação ao dia 7, mas a análise do modelo misto linear mostraram nenhum efeito tempo significativo (p = 0,14 a 0,67) para fotorreceptores (adaptado ao escuro PIII) de amplitude (Figura 1C) e a sensibilidade (Figura 1D ); célula bipolar haste (PII de adaptação ao escuro) amplitude (Figura 1E) e sensibilidade (Figura 1F); cone célula bipolar (light-adaptado PII) amplitude (Figura 1G) e tempo implícito (Figura 1H). Da mesma forma, SEMs onda VEP (n = 8, Figura 2A) aparecem comparáveis aos 7 e 28 dias pós-cirurgia, com amplitude (Figura 2B e 2C) e tempo - parâmetros (Figura 2D 2F)mostrando qualquer efeito de tempo significativo (p = 0,20-0,93). Estes resultados indicam robusta ERG e VEP estabilidade do sinal.
Média de sinal-para-ruído (SNR, n = 8) razão de ambos ERG (Figura 3A) e VEP (figura 3B) devolvido boa estabilidade ao longo dos cinco sessões de gravação conscientes. Neste cenário, o sinal de ERG é definida como a como a amplitude de resposta do ERG a P2 enquanto que o ruído é o pico máximo a calha de amplitude calculado a partir de um intervalo de 10 ms pré-estímulo. Na VEP, P2-N1 amplitude é considerado como o sinal, enquanto o ruído também é devolvido pelo pico à calha do 10 ms intervalo pré-estímulo. Não houve efeito de tempo significativo entre o SNR de ambos ERG e VEP (p = 0,49 e 0,62, respectivamente).
Figura 1: Consciente Exhibit eletrorretinogramas characteristic formas de onda e medições repetíveis (A - B). formas de onda ERG ± SEMs (n = 8) em uma ampla gama de energias luminosas no dia 7 (A) e 28 (B) pós-cirurgia. Parâmetros (CF) bastonetes e cones ERG são plotados contra o tempo após a implantação. Rod (PIII de adaptação ao escuro) amplitude photoreceptoral (C) e sensibilidade (D), bastonete bipolar (adaptado ao escuro PII) amplitude (E) e sensibilidade (F) e célula bipolar cone (light-adaptado PII) amplitude (G ) e tempo implícito (H), todos mostraram gravações estáveis ao longo dos 5 sessões. Todos os símbolos indicam o valor médio (± SEM). Este valor foi modificado a partir Charng et al. 24 Figura 4. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: Consciente evocado visual Potenciais Anexo formas de onda característico e Medidas repetíveis formas de onda (A) VEP ± SEMs (n = 8) são plotados no dia 7 e 28 de pós-operatório.. (B - F) parâmetros de amplitude VEP e de sincronização são avaliados mais de 1 mês após a implantação. P1-N1 (B) e P2-N1 (C) de amplitude bem como P1 (D), N1 (E) e P2 (f) Os parâmetros implícitos de tempo foram todos estáveis ao longo dos 5 sessões de gravação. Todos os símbolos indicam o valor médio (± SEM). Este valor foi modificado a partir Charng et al. 24 Figura 6. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura. onteúdo "fo: manter-together.within-page =" 1 ">
Figura 3:. O sistema de telemetria Demonstra proporção estável de sinal-para-ruído ao longo do tempo A relação sinal-ruído do (A) ERG e (B) VEP não foram significativamente alterados ao longo do tempo (n = 8). Todos os símbolos indicam o valor médio (± SEM). Este valor foi modificado a partir Charng et al. 24 Figura S1. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
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Discussion
Devido à natureza minimamente invasiva da eletrofisiologia visual, registos de ERG e VEP em pacientes humanos são conduzidos sob condições conscientes e exigem o uso apenas de anestésicos tópicos para a colocação do eletrodo. Em contraste, eletrofisiologia visual em modelos animais é convencionalmente realizado sob anestesia geral para permitir a colocação do eletrodo estável, eliminando movimentos oculares e corporais voluntárias. No entanto, anestésicos gerais comumente utilizados alterar as respostas do ERG e VEP como mostrado por nossa publicação anterior 24 e outros 25-27. Como tal desenvolvimento de uma plataforma ERG e VEP consciente em um modelo de roedor fornece representação superior de respostas fisiológicas em modelos animais, que por sua vez pode pagar melhor tradutibilidade de pré-clínicos aos achados clínicos. Outra desvantagem do uso de anestesia é que limita a duração de uma experiência. Mais especificamente, o uso de anestesia prolongadas, bem como administ repetidoração de anestésicos podem aumentar a possibilidade de efeitos adversos, tais como drogas construir e problemas respiratórios associados 28.
Este estudo mostrou que o sistema de telemetria em ratos conscientes voltou robusta ERG e VEP estabilidade de sinal durante pelo menos 28 dias pós-cirurgia. O nosso grupo é o primeiro a realizar respostas ERG e VEP sem fio conscientes, simultaneamente, 24 e detalha este manuscrito os procedimentos cirúrgicos e gravação envolvidos. Comparação com outros procedimentos cirúrgicos realizados com conscientes gravações ERG e VEP com fio ilustram estabilidade superior no ERG e repetibilidade equivalente em gravações VEP durante um período de um mês 15.
As técnicas cirúrgicas e gravações conscientes subsequentes têm o potencial de ser aplicado aos vários modelos animais. A plataforma tem uma utilidade potencial em múltiplas aplicações onde é benéfico para evitar confunde associadas à anestesia 29. estas incldescoberta de drogas ude, melhor tradução para estudos em humanos e experimentos crônicos ou longitudinais.
Possíveis modificações na técnica incluem a alteração do número de canais biopotenciais implantados e simultaneamente gravados. Isso pode variar de 1 a 4 ligações biopotenciais e, portanto, poderia medir eletrofisiologia visual evocado de entre 1 olho a 2 olhos e 2 córtices visuais. Note-se que a alteração do número de canais de biopotenciais também conduz a modificação da banda de largura gravada que terão implicações para sinais de alta frequência electrofisiológicos. Por exemplo, o transmissor de canal de biopotencial 3 utilizado neste estudo (F50-EEE) foi escolhido para demonstrar que é possível gravar, simultaneamente, respostas evocadas visualmente a partir da retina e córtex visual de um rato consciente. No entanto, estes 3 transmissores de canal tem uma largura de banda de 1-100 Hz, que pode gravar fielmente ERG A- e B-ondas, mas irá alterar potencial oscilatório devido a their maior frequência 24. Em contraste, se fosse de interesse para o estudo para registar os potenciais oscilatórios, em seguida, um transmissor com menos canais de gravação (isto é, mais ampla banda de largura) poderia ser empregue. É também possível para o estímulo de luz para ser alterada, por exemplo, em vez de conduzir de campo total ERG e VEP, fisiologia visual em resposta a estímulos cintilação podem também ser utilizados.
Uma grande limitação em traduzir esta técnica para outros modelos animais é o tamanho do olho do animal. Um deve ter nenhum problema implantar os eletrodos ocular para animais maiores do que os ratos. No entanto, seria difícil de implantar o eléctrodo ERG para um olho do rato devido à área de trabalho menor. O implante cortical, por outro lado, deverá ser relativamente simples de realizar, na maioria dos animais de laboratório.
Existem vários aspectos da cirurgia que necessitam de ser cuidadosamente observado para assegurar implantatio sucesson. É imperativo que o anel do eléctrodo ERG é formada num anel liso devido à irritação que podem ser induzidas por quaisquer arestas no loop. A implantação de eletrodos ativos ERG é facilitada por dois experimentadores simultâneas, uma para estabilizar o olho enquanto o outro atribui o eletrodo na esclera. Um cuidado especial deve ser tomado para assegurar a sutura escleral (2.2.19) é apenas metade da espessura, como uma espessura total de sutura escleral vai perfurar o globo ocular e causar vazamento vítreo. A implantação de eletrodos para o crânio (VEP ativa e ERG / VEP eletrodos inativos) é tecnicamente menos exigente do que a de eletrodos ERG. No entanto, é imperativo que uma vez que os eléctrodos são ancorados ao crânio, os fios são autorizados a desenrolar-se, naturalmente, para reduzir qualquer tensão desnecessária. Aclimatação ao limitador de gravação antes da implantação cirúrgica é vantajoso reduzir movimentos excessivos durante gravações ERG e VEP.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Bioamplifier | ADInstruments | ML 135 | Amplifies ERG and VEP signals |
| Carboxymethylcellulose sodium 1.0% | Allergan | CAS 0009000-11-7 | Maintain corneal hydration during surgery |
| Carprofen 0.5% | Pfizer Animal Health Group | CAS 53716-49-7 | Post-surgery analgesia, given with injectable saline for fluid replenishment |
| Chlorhexadine 0.5% | Orion Laboratories | 27411, 80085 | Disinfection of surgical instrument |
| Cyanoacrylate gel activator | RS components | 473-439 | Quickly dries cyanoacrylate gel |
| Cyanocrylate gel | RS components | 473-423 | Fix stainless screws to skull |
| Dental burr | Storz Instruments, Bausch and Lomb | E0824A | Miniature drill head of ~ 0.7 mm diameter for making a small hole in the skull over each hemisphere to implant VEP screws |
| Drill | Bosch | Dremel 300 series | Automatic drill for trepanning |
| Enrofloxin | Troy Laboratories | Prophylactic antibiotic post surgey | |
| Ganzfeld integrating sphere | Photometric Solutions International | Custom designed light stimulator: 36 mm diameter, 13 cm aperture size | |
| Gauze swabs | Multigate Medical Products Pty Ltd | 57-100B | Dries surgical incision and exposed skull surface during surgery |
| Isoflurane 99.9% | Abbott Australasia Pty Ltd | CAS 26675-46-7 | Proprietory Name: Isoflo(TM) Inhalation anaaesthetic. Pharmaceutical-grade inhalation anesthetic mixed with oxygen gas for VEP electrode implant surgery |
| Kenacomb ointment | Aspen Pharma Pty Ltd | To reduce skin irritation and itching after surgery | |
| Luxeon LEDs | Phillips Lighting Co. | For light stimulation, twenty 5 W and one 1 W LEDs, controlled by Scope software | |
| Needle (macrosurgery) | World Precision Instruments | 501959 | for suturing abdominal and head surgery, used with 3 - 0 suture, eye needle, cutting edge 5/16 circle Size 1, 15 mm |
| Needle holder (macrosurgery) | World Precision Instruments | 500224 | To hold needle during abdominal and head surgery |
| Needle holder (microsurgery) | World Precision Instruments | 555419NT | To hold needle during ocular surgery |
| Optiva catheter | Smiths Medical International LTD | 16 or 21 G | Guide corneal active electrodes from skull to conjunctiva |
| Povidone iodine 10% | Sanofi-Aventis | CAS 25655-41-8 | Proprietory name: Betadine, Antiseptic to prepare the shaved skin for surgery 10%, 500 ml |
| Powerlab data acquisition system | ADInstruments | ML 785 | Acquire signal from telemetry transmitter, paired to telemetry data converter |
| Proxymetacaine 0.5% | Alcon Laboratories | CAS 5875-06-9 | Topical ocular analgesia |
| Restrainer | cutom made | Front of the restrainer is tapered to minimize head movement, length can be adjusted to accommodate different rat length, overall diameter is 60 mm. | |
| Scapel blade | R.G. Medical Supplies | SNSM0206 | For surgical incision |
| Scissors (macrosurgery) | World Precision Instruments | 501225 | for cutting tissue on the abodmen and forhead |
| Scissors (microsurgery) | World Precision Instruments | 501232 | To dissect the conjunctiva for electrode attachment |
| Scope Software | ADInstruments | version 3.7.6 | Simultaneously triggers the stimulus via the ADI Powerlab system and collects data |
| Shaver | Oster | Golden A5 | Shave fur from surgical areas |
| Stainless streel screws | MicroFasteners | L001.003CS304 | 0.7 mm shaft diameter, 3 mm in length |
| Stereotaxic frame | David Kopf | Model 900 | A small animal stereotaxic instrument for locating the implantation landmarks on the skull |
| Surgical drape | Vital Medical Supplies | GM29-612EE | Ensure sterile enviornment during surgery |
| Suture (macrosurgery) | Ninbo medical needles | 3-0 | for suturing abdominal and head surgery, sterile silk braided, 60 cm |
| Suture needle (microsurgery) | Ninbo medical needles | 8-0 or 9-0 | for ocular surgery including, suturing electrode to sclera and closing conjunctival wound, nylon suture, 3/8 circle 1 × 5, 30 cm |
| Telemetry data converter | DataSciences International | R08 | allows telemetry signal to interface with data collection software |
| Telemetry Data Exchange Matrix | DataSciences International | Gathers data from transmitters, pair with receiver | |
| Telemetry data receiver | DataSciences International | RPC-1 | Receives telemetry data from transmitter |
| Telemetry transmitter | DataSciences International | F50-EEE | 3 channel telemetry transmitter |
| Tropicamide 0.5% | Alcon Laboratories | Iris dilation | |
| Tweezers (macrosurgery) | World Precision Instruments | 500092 | Manipulate tissues during abdominal and head surgery |
| Tweezers (microsurgery) | World Precision Instruments | 500342 | Manipulate tissues during ocular surgery |
References
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