Summary
Aquí presentamos un protocolo para el uso de la aleta de perforador de la arteria epigástrica superior de cerdo como un módulo de aprendizaje para la reconstrucción microvascular de cabeza y cuello.
Abstract
Modelos vivos que se asemejan a las condiciones quirúrgicas de los seres humanos son necesarios para la formación libre-aleta cosecha y anastomosis. Modelos animales para propósitos de capacitación han estado disponibles por años en muchos campos quirúrgicos. Utilizamos la hembra (porque son fáciles de manejar para el procedimiento) Yorkshire cerdos para la reconstrucción de cabeza y cuello por la recolección de los colgajos de perforantes de la arteria epigástrica inferior profunda o la aleta del perforador de la arteria epigástrica superior. El sitio de anastomosis (defecto de la piel del cuello o defecto de la pared traqueal) fue preparado a través de la disección de la arteria carótida común y la vena yugular interna, en que 3,5 × aumento Lupa fue utilizada para la anastomosis como utilizamos en casos humanos en la vida real. Este procedimiento muestra un nuevo método de entrenamiento usando un modelo de aprendizaje confiable y proporciona una detallada anatomía en un escenario vivo. Nos centramos en el tiempo de isquemia, cosecha, anastomosis de vasos y el diseño de la aleta para caber el sitio del defecto. Este modelo mejora el manejo de tejido y con el uso de instrumentos apropiados puede repetirse muchas veces para que el cirujano es plena confianza antes de iniciar la cirugía en seres humanos.
Introduction
Reconstrucción después de la cirugía para las enfermedades malignas de cabeza y cuello es un procedimiento difícil, asociado con una morbilidad significativa. Reconstrucción microvascular de la libre-aleta se ha establecido así como el acercamiento estándar a la reconstrucción de más de 20 años1,2,3. Transferencia de la aleta libre juega un papel importante en la mejora de la gestión de cabeza y cuello en pacientes con cáncer y lesiones poste-traumáticas tal modo empujando los límites de la supresión quirúrgica de la enfermedad más allá de las técnicas anteriores, resultando en mayor paciente calidad de vida y supervivencia más precios1,2,3. El varios colgajos para la reconstrucción incluyen rotación, injerto y libre de las aletas.
Se ha ampliado el papel de los colgajos libres en la reconstrucción de cabeza y cuello. Es la aleta más difícil para trabajar, que requieren manejo especializado y delicado. Fallo del colgajo es un evento catastrófico, con una morbilidad significativa4,5. Por lo tanto, tiempo de entrenamiento considerable es necesaria para desarrollar la precisión necesaria para el éxito de los resultados quirúrgicos3,4,5,6,7,8, 9. La curva de aprendizaje asociada a dicha cirugía puede influir en el resultado para los pacientes y afectan tratamiento gestión3,4,5,6,7, 8,9. Para reducir el tiempo de entrenamiento y aprendizaje para los cirujanos nuevo, un modelo de formación es necesario que imita la biología humana y brinda campo quirúrgico similar condiciones8.
El objetivo de este estudio es mostrar la visibilidad de porcino como un módulo de buen entrenamiento para la reconstrucción microvascular de cabeza y cuello que se asemeja el caso humano con habilidades mejoradas de manera activa.
Este estudio investigó el uso de un modelo porcino para suplen de nuevos compañeros de entrenamiento en la cabeza y el cuello reconstrucción microvascular para la transferencia de la libre-aleta proporcionar un rentable y menos estresante para el entrenamiento de campo clínico con confiablemente similares características para los procedimientos de la libre-aleta. Cerdos se han utilizado para muchos estudios y como modelos para varias reconstrucciones quirúrgicas, por ejemplo, reconstrucción de la mama; 5 sin embargo, los cerdos nunca han sido utilizados para reconstrucción de cabeza y cuello excepto en nuestro estudio para la reconstrucción traqueal debido a estenosis traqueal10.
La idea nació después de Frederic Bodin7, que describen la aleta similar para la reconstrucción de la mama. La ventaja principal para el estudio sobre el otro módulo de formación microvascular es el módulo livening activo con un resultado real inmediato del procedimiento.
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Protocol
Este estudio fue dirigido y aprobado por el Departamento de laboratorio Animal recursos, Yonsei Instituto de investigaciones biomédicas, Universidad de Yonsei University College of Medicine, acreditado por la Asociación para la evaluación y acreditación de laboratorio Animal Care Internacional. Este estudio siguió las directrices para el cuidado y uso de animales de laboratorio del Instituto de laboratorio Animal recursos Comisión en Consejo Nacional de investigaciones de Ciencias de la vida. Todos los cerdos se aclimataron durante una semana antes de la operación.
1. preparación
- Mantenga los cerdos sin alimento por más de 12 h antes de anestesia general con acceso gratuito al agua.
Nota: Seis cerdos Yorkshire hembra se utilizaron 25 – 30 kg de peso. - Use una aguja de calibre 16 de 1 cm de longitud para inyectar por vía intramuscular alfaxan (1 mg/kg) y xilacina (2 mg/kg) azaperone (2 mg/kg) detrás y debajo de la oreja para iniciar la anestesia.
- Afeitado la línea media anterior del cuello y la pared abdominal del cerdo con una afeitadora de eliminación de cabello quirúrgica.
- Asegurar una vía intravenosa (IV) a través de la vena central o marginal de la oreja en el lado posterior de la aurícula con una aguja de 22 G. Inyectan ketorolaco (1 mg/kg) a través de una línea IV.
- Entonces inyectar atropina (0,04 mg/kg) por vía intramuscular como se describe en 1.2. Inyectar por vía intramuscular como se describe en 1.2 cefazolina (30 mg/kg).
- Poner el cerdo acostado en posición supina sobre la mesa de quirófano.
- Permitir que el cerdo a la respiración 2 L de oxígeno con el 5% de isoflurano mediante anestesia porcina máscara espontáneamente.
- Exponer las cuerdas vocales por la boca mediante el uso de un laringoscopio y rociar con dos soplos de la solución tópica de lidocaína 2% para prevenir el Laringoespasmo inducido por intubación.
- Intubar con un tubo de 6.5 mm, inflar el manguito del tubo con 3-5 mL de aire con una jeringa sin aguja que se le atribuye.
Nota: Realice capnometría para asegurar que el tubo traqueal, que es una parte de la máquina de anestesia, es en la posición correcta y hay CO2 a la máquina como una indicación de oxigenación adecuada. - Mantener la anestesia después de la intubación con 2% de isoflurano.
- Use el ungüento veterinario en ojos de cerdo y cerrar con un remiendo del ojo cubierta.
2. procedimiento: Sitio de recepción
- Desinfectar el cuello y la pared abdominal con el scrub base de yodo solución 1%.
- Iniciar una incisión vertical línea media del cuello anterior utilizando lámina Nº 23 hasta el esternón.
- Diseccionar los músculos de la correa y se retraen lateralmente con Kelly tejido scissor y retractor de Lahey.
- Exponer la tráquea desde el primer anillo a la entrada torácica.
- Luego, exponer la arteria carótida común y la vena yugular interna para la anastomosis.
- Crear una ventana en el segundo o tercer cartílago traqueal, ~ 1 cm de ancho con hoja nº 11.
- Busca el tubo endotraqueal a través del defecto traqueal creado y asegúrese de que la aireación a través del tubo se continúa utilizando el ventilador sin fugas.
3. procedimiento: Aleta sitio
Nota: La arteria epigástrica superior perforador (SEAP) aleta la cosecha puede realizarse, según el método descrito por Frederic Bodin7.
- Diseño de un colgajo en la parte superior del abdomen por un rotulador quirúrgico (figura 1A).
- Crear una incisión cutánea elíptica 4 x 3 cm con un bisturí Nº 23 a la vaina anterior de la pared abdominal en el lado medial del colgajo dibujado (figura 1B).
- Elevar la vaina (cáscara) de la aleta del músculo de los Abdominis del músculo recto en busca de los perforadores que la aleta de la piel manteniendo la fascia por el allis.
- Realizar la disección intramuscular y seguir los perforadores a los vasos epigástricos superiores (figura 1B)
- Ahora realizar la incisión en la piel lateral en la solapa diseño (figura 1A) con un bisturí Nº 23 (figura 1)
- Abrazadera superior de los vasos epigástricos superiores y venas comitantes con la pinza hemostática y Kelly tejido tijeras para cortar por debajo de la pinza hemostática y ligar el vaso encima de la pinza de sutura 3-0. Luego retire la pinza.
4. anastomosis y cierre
- Poner en una lupa quirúrgica.
- Abrazadera de la arteria carótida con dos pinzas hemostáticas de 1-2 cm de distancia entre ellos.
- Uso micro-tijeras para cortar entre la arteria carótida y atar la parte superior de doble sutura aseguran de que no hay supuración.
- Utilice la abrazadera doble sin marco entre la arteria carótida y la arteria del colgajo.
- Iniciar anastomosis mediante 10-0 sutura simple espesor total interpretado.
- La primera estancia dos suturas separadas en la circunferencia de la nave y luego entre lugar 2-3 puntadas aproximadamente 120 grados.
- Suelte la abrazadera. Si hay sangre rezuma hace la sutura similar en el sitio supurando.
- Buscar el reflujo venoso de venas comitantes.
- Realizar anastomosis como se describe en el paso 4.1 a 4.7 para la vena yugular interna y venas comitantes (figura 1).
- Use un tamaño de aguja de jeringa 18 para pinchar la piel para asegurar la viabilidad de la aleta al ver una gota de sangre.
- Cierre la ventana traqueal y la sutura con fascia del músculo de la SEAP colgajo con sutura 3-0.
- Exteriorizar y sutura de una pala de piel de la aleta de la SEAP para la incisión en la piel de la línea media cervical (figura 2A).
- Cerrar la incisión de la piel del abdomen (figura 2B).
5. postoperatorio cuidado
- Regresar el cerdo en la posición propensa.
- Deje el isoflurano y retirar el cerdo del ventilador.
- Permitir que el cerdo recuperar en la jaula del animal y vigilar de cerca para asegurar su recuperación suave del procedimiento.
- Busque la aleta en el sitio de la reconstrucción después de la cura (figura 2).
- Buscar en el sitio donante en el animal después de la cura (Figura 2D).
- Iniciar lactato de Ringer a razón de 150 mL/h hasta recuperación completa y administrar 0.3 mg buprenorfina para la analgesia.
- Después de la extubación, monitorear el cerdo estrechamente hasta que recuperó la conciencia suficiente para mantener la posición y la respiración y es capaz de beber espontáneamente.
- Mantenga los cerdos después de la cirugía en lugar separado de animales no operados.
- Inicio amoxicilina – clavulanato intramuscular (14 mg/kg) durante 1 semana.
- Inicio Meloxicam intramuscular (0,2 mg/kg) durante 1 semana.
6. eutanasia
- Inicio anestesia del cerdo mediante la inyección de propofol por i.v. (5-10 mL) y mantener con isoflurano 5%.
- Intubación del cerdo tal como se describe en el paso (1.1, 1.2, 1.6-1.10).
- Inducir el paro cardíaco por la inyección intravenosa de 40 mmol de KCl.
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Representative Results
Realizamos el procedimiento en seis cerdos: reconstrucción del defecto de piel cervical en dos cerdos, dos cerdos y libre de la aleta para probar dispositivos de anastomosis vascular en dos cerdos reconstrucción traqueal. Los cerdos fueron supervisados por 3 meses y no había ningún signo clínico de déficit neurológico.
El tiempo medio de isquemia fue de 50 minutos (rango, 35-80 min); el tiempo disminuido como el procedimiento se repitió. El tiempo de la cosecha promedio de los seis cerdos fue 55 min. No hay ninguna morbilidad suceden en el sitio donante en nuestro módulo. El tamaño del pedículo medio de las aletas era 10 cm, que es similar a la mayoría que en el ser humano de cabeza y cuello. El diámetro de la arteria media era bastante más grande que el humano 2 mm 4.5 mm y el diámetro de la vena media era también bastante más grande que el humano mm 2 5,84 mm aunque simula la experiencia de la vida real. El tamaño de paleta de piel hasta de 25 cm2 40 cm2 sin efecto significativo en la insuficiencia de la aleta (tabla 1).
Con la práctica repetida confianza, habilidad y tiempo de cirugía fue mejorado. Lamentablemente, el caso número 5 fue conseguir más tiempo en la cosecha y anastomosis. La aleta en este caso termina con la pérdida total y el diámetro de la arteria era el más pequeño que representa uno de los retos en la cirugía de reconstrucción fue una buena lección para juzgar la selección pedicle de gran impacto en nuestro éxito cirujano real Li del
| Animal | Aleta de uso gratis | Tiempo de cosecha (min.) | Tiempo de isquemia (min.) | Resultado de colgajo | Morbosidad del sitio donante | Longitud del pedículo (cm) | Sitio receptor | Diámetro de la arteria (mm) | Diámetro de la vena (mm) | Tamaño de paleta de piel de la aleta (cm2) |
| 1 | Reconstrucción del defecto de piel cervical | 45 | 55 | Sobrevivió | Ninguno | 10 | Cuello | 4 | 6.5 | 32 |
| 2 | Reconstrucción del defecto de piel cervical | 50 | 50 | Sobrevivió | Ninguno | 10 | Cuello | 6 | 5 | 25 |
| Significa | 47.5 | 52.5 | 10 | 5 | 5.75 | 28.5 | ||||
| 3 | Reconstrucción del defecto traqueal | 55 | 40 | Sobrevivió | Ninguno | 9 | Cuello | 5 | 7 | 35 |
| 4 | Reconstrucción del defecto traqueal | 62 | 45 | Sobrevivió | Seroma | 15 | Cuello | 4 | 6 | 40 |
| Significa | 58.5 | 42.5 | 12 | 4.5 | 6.5 | 37.5 | ||||
| 5 | Prueba de dispositivo para la anastomosis vascular | 70 | 80 | Pérdida total | N / A | 8 | Cuello | 3.5 | 5 | 28 |
| 6 | Prueba de dispositivo para la anastomosis vascular | 49 | 35 | Sobrevivió | Seroma | 8 | Cuello | 4 | 5 | 32 |
| 54.625 | 50 | 50.8333 | 10.25 | 10.25 | 4.5 | 5.84375 | 32.25 | 32 |
Tabla 1. Reconstrucción porcino aleta modelo medida
Figura 1. Cosecha y de cabeza y cuello de la reconstrucción de la aleta de un modelo porcino SEAP. (A) el flapdrawing de la parte superior del abdomen para el perforador de la arteria epigástrica superior (PAES). (B) disección intramuscular del SEAP. (C) la aleta contiene la piel, tejido subcutáneo, músculo con fascia y la arteria epigástrica superior con venas comitantes. (D) la arteria carótida y vena yugular interna post anastomosis. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2. Un modelo porcino después de cirugía y 3 meses más adelante. (A) paleta piel de la aleta de la SEAP después exteriorizada y se sutura la incisión de piel cervical de la línea media. (B) la incisión de la piel abdominal después de cierre. (C) el sitio de la reconstrucción de cuello 3 meses más adelante. (D) el sitio donante abdominal después de 3 meses. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Discussion
Defectos y morbilidad significativa pueden ocurrir en cabeza y cuello a pacientes malignidad durante el tratamiento quirúrgico. Transferencia de tejido libre microvascular se ha convertido en esencial para la reconstrucción en la mayoría de los casos. La viabilidad de la aleta es una cuestión fundamental, que requiere estabilidad, precisa manipulación del pedículo, sensación táctil, habilidad visuoespacial y excelente flujo operativo del cirujano8. Para desarrollar estas habilidades, se necesita extensa práctica con una formación modelo3,4,5,6,7,8,9.
Varios estudios han discutido los métodos para el aprendizaje de estas habilidades, incluyendo anastomosis vascular, que ha sido el foco de la mayoría de los estudios y que se desarrolló una «tarjeta práctica microvascular»; 9 6,7 los pollos y las ratas se han utilizado para este propósito. También se ha utilizado cadáveres humanos para muchos cursos de formación y para la estimación de estado clínico; por ejemplo, cadáveres humanos reperfundidos7 fueron utilizados en un estudio con buenos resultados. A nuestro conocimiento, no hay ningún estudio publicado, usando un modelo porcino de SEAP o DIEP flap para defectos de cabeza y cuello, excepto nuestro estudio sobre defectos traqueales, que modela la función y la mucosa respiratoria. El grupo de investigación en Francia5 utiliza el colgajo DIEP, el colgajo musculocutáneo gracilis de transversal y la aleta de perforante de Arteria glútea superior para la reconstrucción de la mama. Para construir en nuestro anterior estudio, se utilizó la misma aleta para un defecto de la piel cervical para probar el procedimiento para los defectos traqueales y la anastomosis vascular.
El pedículo diámetro y longitud en el modelo porcino son similares a los de los seres humanos, y la similitud general biológica es suficiente para imitar las condiciones de campo clínico en seres humanos. Este ejercicio debe mejorar el tiempo y las habilidades necesarias para llevar a cabo la delicada recolección y disección del pedículo y anastomosis correcta3,4,5,6,7, 8,9. Por desgracia, el colgajo DIEP, que generalmente se utiliza en los seres humanos, no era aplicable a este modelo debido a su pequeño calibre. No consideramos esto un tema importante porque nuestro objetivo era desarrollar habilidades y a recrear condiciones fisiológicas realista con retroalimentación inmediata y real. La arteria carótida común y vena yugular interna se utilizan a veces para la anastomosis microvascular en los seres humanos, especialmente la vena yugular interna, que puede utilizarse para la anastomosis de lado a final o end-to-end. Aunque no se utiliza comúnmente la carótida común, carótida externa puede utilizarse en casos cuando se lesionan otras ramas.
Nuestro modelo de cerdo es un animal vivo que, a pesar de algunas diferencias anatómicas, fiable puede aproximar las condiciones clínicas en un procedimiento quirúrgico a un costo menor que un cadáver humano y proporciona información real para la reconstrucción microvascular, cosecha y la anastomosis se realizan en el mismo lugar. Además, el modelo puede ayudar a desarrollar la destreza, habilidad visuoespacial y el juicio necesarios para estos procedimientos.
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Disclosures
Los autores no tienen nada que revelar.
Acknowledgments
Este trabajo fue financiado y apoyado por el programa de investigación de ciencia básica a través de la nacional investigación Fundación de Corea (NRF) financiado por el Ministerio de ciencia, TIC y planeación de futuro (2015R1C1A1A01051907). Este trabajo también fue apoyado por el programa de investigación de ciencia básica a través de la nacional investigación Fundación de Corea (NRF) financiado por el Ministerio de ciencia, TIC y planeación de futuro (NRF-2016M3A9E9941746).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Pigs XP Bio, Seoul, South Korea | |||
| Surgical Hair Removal shaver | 3M | ||
| 22 gage catheter | B.BRAUN | ||
| syring with needle size 18 | Jung Rim Medical | ||
| Intramuscular alfaxan | Careside | 10ml/VAL | |
| Intramuscularxylazine | Bayer | ||
| Intramuscular azaperone | Sigma-aldrich | 34223 | |
| Intramuscular atropine | Daewon | 0.5mg/A | |
| Intramuscular cefazolin | Yuhan | 1g | |
| intravenous Ketorolac | Hana Pharm | 30mg | |
| Swine ansthesia mask | DRE | 1392 | |
| endotracheal cuff tube 6.5 mm | SMITH medical | 100/150/065 | |
| ansthesia Machine | Dräger | PRIMUS IE | |
| 2% lidocaine topical solution | Taejoon | ||
| vet ointment | Pfizer | terramycin  |
|
| eye cover patch | Innomed | S-universal010S | |
| betadine solution 1%. | Korea Pharma | ||
| gauze 4*4 | First Medical | 22*30CM 320S | |
| blade No. 23 | Paragon | 23 | |
| lahey retractor | V.Mueller | SU3960 | |
| kelly tissue scissors | SOLCO | 05-1990 | |
| blade No. 11 | Paragon | 11 | |
| surgical marking pen | Aspen Surgical | Regular #2750 | |
| allis | V.Mueller | SU4055 | |
| tie suture | Covidein | non-needle | |
| 3.5× surgical loupe | zeiss | eyemag smart | |
| double clamp without frame | V.Mueller | CH7155 | |
| microscissors | AESCULAP | FD038R | |
| Ringer's lactate | Daehan | 500ml/1bag | |
| amoxicillin–clavulanate | Ilsung | 0.6g/V | |
| Meloxicam | Samil | 7.5mg | |
| propofol | Dong Kook | 120mg/V | |
| intravenous KCl solution | Daehan | 20ml/50P | |
| mosquito curved | SOLCO | 013-0111 | |
| mosquito straight | SOLCO | 05-1050 | |
| ethilone 10-0 suture | ethicone | 10/0W1756 | |
| Vicryl 3-0. | ethicone | 3/0W9890 | |
| buprenorphine | Hanlim | 0.3mg |
References
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