Summary
Her presenterer vi en protokoll for heterotopic aorta transplantasjon i mus ved hjelp av ikke-Sutur cuff teknikk i en cervical murine modell. Denne modellen kan brukes til å studere den underliggende patologi av kronisk allograft vasculopathy (CAV) og kan bidra til å evaluere nye terapeutiske midler for å hindre dannelsen.
Abstract
Med innføringen av kraftige immunsuppressiv protokoller, distinkte fremskritt er mulig i forebygging og behandling av akutte avvisning episoder. Men, bare mindre bedring i de langsiktige resultatene av transplanterte solide organer kan observeres de siste ti årene. I denne sammenhengen, kronisk allograft vasculopathy (CAV) representerer fortsatt den ledende årsak til sent organ svikt i hjerte, nyre og lunge transplantasjon.
Hittil er den underliggende patogenesen av CAV-utbyggingen uklart, og forklarer hvorfor effektive behandlings strategier for tiden mangler og understreker et behov for relevante eksperimentelle modeller for å studere de underliggende patofysiologi som fører til CAV-formasjon. Følgende protokoll beskriver en murine heterotopic cervical aorta transplantasjon modell ved hjelp av en modifisert ikke-Sutur cuff teknikk. I denne teknikken er et segment av bryst aorta interpositioned i den høyre felles hals puls arterien. Med bruk av ikke-Sutur cuff teknikk, en lett å lære og reproduserbar modell kan etableres, minimere mulige heterogenitet av sutured vaskulær mikro anastomoser.
Introduction
I løpet av de siste seks ti årene, har solid organ transplantasjon utviklet seg fra en eksperimentell prosedyre til en standard for omsorg for behandling av sluttfasen organ svikt1. På grunn av forbedring av antimikrobielle midler, kirurgiske teknikker og avansement i immunsuppressiv regimenter, tidlig suksess rate av solid organ transplantasjon har betydelig økt de siste ti årene2.
Men, langsiktige pode overlevelse har ikke signifikant forbedret på samme måte3. Utviklingen av CAV er den viktigste faktoren som begrenser lang tids overlevelse4,5,6. Patologi kjennetegnes ved dannelsen av et konsentrisk neointimal lag bestående av glatte muskelceller, som fører til progressiv innsnevring av fartøyet og påfølgende malperfusion av det transplanterte solide organet. I hjertet transplantasjon mottakere, kan CAV lesjoner bli diagnostisert i opptil 75% av pasientene 3 år etter transplantasjon7.
Den patofysiologi av CAV er ikke fullt ut forstått ennå. Det synes å være relatert til mange immunologiske og ikke-immunologiske faktorer, fører til endothelial Kader med påfølgende endothelial aktivisering og dysfunksjon8. Hittil er ingen årsaks behandlingsalternativ finnes for forebygging av CAV, understreker behovet for en reproduserbar liten dyr modell for å studere dannelsen og potensiell behandling av CAV.
Med bruk av murine aorta transplantasjon modeller, CAV som lesjoner kan sees 4 uker etter transplantasjon. Disse lesjoner består hovedsakelig av vaskulær glatte muskelceller, og dermed ligner den menneskelige patologi. På grunn av et bredt utvalg av transgene og knock ut mus, tilbyr bruk av musen modeller i transplantasjon forbundet patologi en unik mulighet til å identifisere nye terapeutiske alternativer og forstå deres utvikling. På grunn av den lille diameteren på de transplanterte fartøyene er imidlertid bruken av musemodeller ofte forbundet med lange lærings kurver og en innledende høy komplikasjon rate9. Med innføringen av ikke-Sutur cuff teknikken, kan denne mest utfordrende delen av operasjonen bli lettere og diameteren på anastomose holdes konstant10,11.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle eksperimenter ble utført i henhold til retningslinjene for den tyske dyrevelferd loven (TierSchG.) (AZ: 55.2-1-54-2532. Vet_02-80-2015).
1. Animal bolig
- For eksperimenter bruker du hann C57BL/6-og BALB/c-mus som veier 20-25 g med C57BL/6-mus som mottaker dyr og BALB/c-mus som donor dyrene.
- Kjøp dyrene og huset i en barriere patogen-fritt anlegg, i samsvar med FELASA retningslinjer for helse overvåking12.
- Hold mus i standard Makrolondører bur med berikelse hekkende materiale. Gi ad lib tilgang til vann og pelleted mat på en dag/natt syklus på 12 h.
- Oppretthold romtemperaturen ved 22 ± 2 ° c og relativ fuktighet ved 55 ± 5%.
2. forberedelse til mottakeren
- Først bedøve mottaker dyret (C57BL/6) med en intraperitoneal injeksjon av midazolam (5 mg/kg; 5 mg/mL), medetomidin (0,5 mg/kg; 1 mg/mL) og fentanyl (0,05 mg/kg; 0,05 mg/mL).
Merk: riktig dybde av anestesi bør nås i 5-10 min.- Knip bak føttene med tang for å se etter reflekser for å bekrefte dybden av anestesi.
- Klips alt håret i cervical lateral regionen med en elektrisk hårklipper for små dyr og påfør øye salve med bomullspinner for å hindre at øynene tørker ut under inngrepet.
- Plasser dyret i en liggende posisjon på en varmepute under mikroskopet og forsiktig tape bena til operasjonsbordet med hud sensitive strimler.
- Vipp hodet bakover og skrubb det operative feltet flere ganger med alkohol.
- Lag en hud snitt fra strupen snitt til høyre lavere kjeven med liten saks.
- Fjern den høyre nedre flik av submandibular kjertel via bipolar cauterization av fartøyet pedicle og påfølgende fjerning med microscissors.
- Fjern høyre sternocleidomastoid muskelen via bipolar cauterization av øvre og nedre del og påfølgende fjerning med microscissors for å få tilgang til den vanlige hals puls arterien.
- Mobilisere den vanlige hals puls arterien så langt distally og proksimalt som mulig ved å trekke det omliggende bindevevet fra hverandre med fin tang.
- Knyt to 7-0 silke ligaturer med minimal avstand mellom hver rundt midten av den vanlige halspulsåren og kontinuerlig den vanlige hals puls arterien med fine microscissors mellom ligaturer.
- Pass proksimale, ligaturer ende gjennom mansjetten og fest den med en liten arterie klemme.
Merk: mansjetter som ble brukt i denne prosedyren ble kuttet med microscissors fra rør av Polyimide med en ytre diameter på 0,610 mm og en veggtykkelse på 0,0254 mm. Den ferdige mansjetter hadde en lengde på ~ 2 mm med en halv, som brukes for cuffing prosessen, å være en full sylinder og den andre halvparten, som er klemt, blir en halv sylinder. - Fjern ligatur med fine microscissors, så nær ligatur som mulig, og skyll lumen med heparinisert saltvann (50 IU/mL) med en 30 G nål, samtidig som du er forsiktig så du ikke skader fartøy veggene.
- Distend den åpne lumen ved hjelp av fine vaskulære dilatators og Evert hals puls stump over mansjetten ved å trekke den forsiktig over Polyimide røret.
- Umiddelbart fikse vrenges ut hals puls med en løst pre-bundet 7-0 silke loop.
Merk: løst pre-tie 4 7-0 silke løkker med en diameter på ca 1,5 mm før operasjonen for å gjøre cuffing-prosedyren jevnere og enklere. - Utfør samme prosedyre (2.10-2.13) i den andre enden av hals puls arterien.
- Sett mottakeren dyret til side og fukte det operative feltet med saltvann til aorta segmentet er eksplanterte.
3. giver operasjon
- Bedøve donor musen (BALB/c) på samme måte som mottaker dyret.
- Knip bak føttene med tang for å se etter reflekser for å bekrefte tilstrekkelig anestesi.
- Klipp alle hår i mage og bryst regionen med en elektrisk hårklipper for små dyr og påfør øye salve med bomullspinner for å hindre at øynene tørker ut under inngrepet.
- Plasser dyret i en liggende posisjon på en varmepute under mikroskopet og forsiktig tape bena til operasjonsbordet med hud sensitive strimler.
- Skrubbe det operative feltet flere ganger med alkohol.
- Utfør en midtlinjen abdominal laparotomy med liten saks og skyv tarmen litt oppover for å avdekke dårligere vena cava (IVC).
- Injiser den underlegne vena cava (IVC) med 1 mL heparinisert saltvann med en 30 G nål.
- Skjær abdominal aorta og IVC under nyre arterier med liten saks for å exsanguinate donor dyret. Plasser et omslag løst i magen for å absorbere blodet.
- Utfør en toraktomi ved den bilaterale avledning av ribbeina med saks og vipp den fremre brystveggen cranially med en kirurgisk klemme for å avdekke brysthulen.
- Skjær IVC og spiserøret rett over membranen med microscissors.
- Fjern hjertet og lungene ved å vippe dem oppover med pinsett som holder klippe IVC/spiserøret og deretter excising dem med microscissors fra basen for å få tilgang til bryst aorta i rygg brysthulen.
- Mobilisere bryst aorta fra det omliggende vevet ved å trekke fra hverandre det omliggende bindevevet og fettet med fin tang, samtidig som du er forsiktig så du ikke skader noen interkostalrom arterier.
- Cauterize alle grener fra bryst aorta med bipolar cauterization tang og avgiftsdirektoratet i aorta segmentet mellom membranen og aorta buen ved hjelp av microscissors.
- Skyll den excised aorta segmentet med heparinisert saltvann med en 30 G nål, mens du tar vare ikke å skade fartøyet vegger, for å fjerne eventuelle gjenværende blod eller propper, og overføre pode til mottakeren dyret.
Merk: Plasser aorta rett i omtrent riktig posisjon i mottakeren under overføringen. Hvis det er problemer med å forvirre de forskjellige endene av pode i mottaker dyret, en løs ligatur rundt den, det kan hjelpe.
4. implantation
- Trekk den proksimale enden av donor aorta segmentet over proksimale mansjett på toppen av vrenges ut hals puls arterien med fin tang og umiddelbart fikse det med en løst pre-bundet 7-0 silke loop.
- Trim den fjerne, frie enden av aorta pode med microscissors slik at pode lengden passer avstanden mellom de to mansjetter.
- Gjenta trinn 4,1 i den andre enden av aorta med den andre mansjetten for å fullføre anastomose.
- Fjern den fjerne klemmen for å tillate retrograd.
- Etter å ha oppnådd hemostase, Fjern proksimale klemmen for å fullføre anastomose.
- Til slutt lukker såret med 6-0 kontinuerlig Sutur.
5. postoperativ behandling
- Overvåk musen tett i de første 6 h etter operasjonen, og deretter flere ganger om dagen for første 72 h etter transplantasjon å oppdage eventuelle komplikasjoner kjapt.
- For postoperativ analgesi, injisere den transplanterte musen med buprenorfin (0,05-0,1 mg/kg) subkutant rett etter transplantasjon og deretter hver 12 h for 72 h for å gi riktig, langsiktig analgesi.
sjette aorta pode forklaringer
- Bedøve det transplanterte dyret med en intraperitoneal injeksjon av midazolam (5 mg/kg; 5 mg/mL), medetomidin (0,5 mg/kg; 1 mg/mL) og fentanyl (0,05 mg/kg; 0,05 mg/mL) 4 uker etter transplantasjon.
- Knip bak føttene med tang for å se etter reflekser for å bekrefte tilstrekkelig anestesi.
- Klipp alle hår i mage, bryst og livmorhals område med en elektrisk hårklipper for små dyr.
- Plasser dyret i en liggende posisjon på en varmepute under mikroskopet og forsiktig tape bena til operasjonsbordet med hud sensitive strimler.
- Skrubbe det operative feltet flere ganger med alkohol.
- Utfør en midtlinjen abdominal laparotomy med liten saks og skyv tarmen litt oppover for å avdekke dårligere vena cava (IVC).
- Injiser den underlegne vena cava (IVC) med 1 mL heparinisert saltvann med en 30 G nål.
- Skjær abdominal aorta og IVC under nyre arterier med liten saks for å exsanguinate donor dyret. Plasser et omslag løst i magen for å absorbere blodet.
- Lag en hud snitt fra strupen snitt til høyre lavere kjeven med liten saks tilsvarende huden snitt gjort under transplantasjon prosedyren.
- Identifiser den transplanterte aorta pode sammen med den fjerne og proksimale cuff og sløv fjerne eventuelle omkringliggende vev med tang.
- Ved hjelp av microscissors, skjær gjennom den vanlige puls åren som kan tømmes og proksimale til aorta pode med mansjetter for å explant aorta pode sammen med de to cuff endene.
- Skjær aorta segmentet i to og bevare prøvene for videre analyser (frosne seksjoner, parafin embedded seksjoner, snap frosset materiale)13,14.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
I fullt MHC-konflikt transplantasjon modell, en konsentrisk neointimal lag kan sees 4 uker etter transplantasjon (figur 2). Dette laget består hovedsakelig av vaskulære glatte muskelceller som immunohistological farging for SM22 (en selektiv markør for modne vaskulære glatte muskelceller) avslørt. Som nevnt før, disse vaskulære glatte muskelceller er Patognomonisk for lesjoner sett i kroniske allograft vasculopathy. For ytterligere analyser, bør aorta segmenter være delt og beiset av gummitre van Gieson-farging. Her kan det neointimal laget lett skilles fra de elastiske fibrene i den innvendige elastiske membranen og dele tunika-intima fra tunika-mediene.
For å vurdere en potensiell terapeutisk effekt i denne modellen, kan neointima-forholdet, samt luminal tverrsnitt innsnevring, måles i de delt prøvene13,15. I vår beskrevne modifisert modell av ikke-Sutur aorta transplantasjon, en teknisk suksess rate på > 91% kan oppnås i over 300 aorta Sygehus utført. Denne høye suksessraten kan oppnås ved hjelp av en mansjett laget av Polyimide slange med en ytre diameter på 0,610 mm og en veggtykkelse på 0,0254 mm.
Figur 1: intraoperativ bilder. (A) skjæring av ligaturer hals puls arterien. (B) klemt hals puls etter fjerning av ligatur og skylle enden med heparinisert saltvann. (C) cuffing prosedyre. (D) fullført mottaker forberedelse (begge carotis ende håndjern). (E) transplantert aorta segment før og (F) etter reperfusion. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 2: histologiske prøve av transplanterte aorta segmenter 4 uker etter transplantasjon. (A) representative immunohistological FARGING med SM22 (grønn fluorescens) og DAPI (blå fluorescens) viser tykt neointimal lag bestående av vaskulære glatte muskelceller. De elastiske fibrene er vist i rød fluorescens (20x forstørrelse). (B) gummitre-van-Gieson farging (10x forstørrelse). (C) Syngeneic transplantert aorta segment 4 uker etter transplantasjon (10x forstørrelse). Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Kronisk allograft vasculopathy er den viktigste årsaken til sen pode tap etter solid organ transplantasjon av hjertet og trolig nyre-og lunge allograft8. Hittil kan ingen årsaks terapeutisk regime utvikles for å hindre dannelse av CAV.
Den patofysiologi av CAV er multifaktoriell og innebærer immunologiske og ikke-immunologiske aspekter16. Bruk av gnager modeller i transplantasjon har vært avgjørende for å forstå den underliggende patofysiologi av allograft avvisning prosesser i solid organ transplantasjon og bidratt til å identifisere romanen terapeutiske tilnærminger som hindrer avvisning17 . CAV er karakterisert ved dannelsen av en neointimal lag bestående av vaskulære glatte muskelceller som fører til påfølgende innsnevring av fartøyet og malperfusion av det transplanterte organ med påfølgende forverring av organfunksjon7.
I den beskrevne murine aorta transplantasjon modell, kan den konsentriske neointimal formasjon observeres i fullt MHC (H-2d til H-2b) samsvarer med bryst aorta under-og 4 uker etter transplantasjon. Disse lesjoner består hovedsakelig av vaskulær glatte muskelceller (figur 2). Shi et al. beskrev den første muse modellen av transplantasjon arteriosklerose i 199418. De podet en hals puls segmentet til halspulsåren ved ende til side suturing. I 1996 etablerte Koulack et al. den første abdominal musen aorta transplantasjon modell ved å pode en aorta segmentet til kranieankrene aorta av ende-til-ende anastomose19. Dietrich et al. først beskrev bruken av en ikke-Sutur mansjett teknikk for transplantasjon av en bryst aorta segmentet til hals puls arterien i 200011.
I forhold til musen modeller ved hjelp mikrovaskulær anastomose å transplantere aorta segmenter, har mansjetten teknikken flere fordeler. For det første er prosedyren enklere og enklere å lære. For det andre er iskemiske tiden av podet aorta segmentet konstant, siden mottakeren dyret er forberedt først for anastomose før anskaffelse av aorta segmentet av donor utføres, minimere kulde og varme iskemi tid. For det tredje er diameteren på anastomose holdt konstant på grunn av den stive karakteren til Polyimide cuff. Således kan strictures av anastomotiske regionen bli neglisjert.
Videre er den kirurgiske prosedyren mindre traumatisk for mottakeren dyr i forhold til teknikken med abdominal snitt. I tillegg har gjennomføringen av mansjetten teknikken muligheten for ulike typer av solid organ transplantasjon mens du bruker den samme teknikken i mottakeren Animal11,20,21.
Selv om vi er overbevist om at denne mikrokirurgisk teknikken er lettere å lære enn andre aorta transplantasjon modeller som er beskrevet i litteraturen er det noen mulige fallgruver under inngrepet. Under mottakerens drift, sørg for å riktig cauterize den sternocleidomastoid muskelen før du klipper den. Muskelen er godt vascularized og alvorlig blødning kan oppstå hvis de med følgende fartøyene ikke er grundig koagulert. Disse blødningsintensitet er vanskelig å kontrollere som muskelen vil trekke en gang fullt dissekert. I tillegg, mens mobilisere felles hals puls arterien være sikker på å ikke direkte ta arterien selv.
Mansjetten prosedyren i seg selv er den mest utfordrende delen av operasjonen langt og mest utsatt for svikt. Det er derfor viktig å arbeide med den rette lengden på hals puls arterien. I begynnelsen, kirurger har en tendens til å forberede for lite lengde av hals puls arterien, noe som gjør inngrepet mye vanskeligere å fullføre. Videre, i begynnelsen, kirurger har en tendens til å sette skille ligatur rundt den vanlige hals puls arterien rett i midten av operasjonsfeltet. Dette kan føre til vanskeligheter mens du utfører mer skallen plassert mansjett som denne hals puls enden segmentet er ganske rigid og vanskelig å mobilisere. I mellomtiden, en betydelig del av den vanlige hals puls arterien kan bli mobilisert av svak spenning fra området under krageben. Derfor foreslår vi ligating hals puls arterien litt mer proksimalt for å etterlate mer lengde til skallen del av den vanlige hals puls arterien. Når den vanlige hals puls arterien er dissekert og endene føres gjennom mansjetter og festes med vaskulære klemmer, må dilatasjon av halspulsåren utføres. I denne delen av operasjonen er det svært viktig å ikke sprenger fartøyet, da dette kan skade fartøyets vegg, noe som fører til svikt under cuffing prosedyren. Roterende hele operative feltet slik at trekkraft er i tråd med justeringen av arteriell klemmen på mansjetten forenkler prosedyren.
Mens anskaffelse av aorta segmentet, sørg for ikke å rive ut noen interkostalrom arterier eller andre grener av bryst aorta. På den annen side, ta vare ikke å cauterize for nær bryst aorta for å hindre skade av pode med økt risiko for trombose i pode etter transplantasjon.
Mens implanting aorta segmentet, være sikker på at begge endene er riktig justert for å hindre vridning av pode. I tillegg bør aorta-segmentet forkortes til riktig lengde for å hindre knekk under reperfusion. Når reperfusing den pode, sørg for å alltid åpne mer skallen klemme første til å observere hemostase. Småblødninger av ikke helt koagulert interkostalrom arterier kan styres ved å bruke lett trykk med en liten bomullsdott.
Hele transplantasjon bør ta mindre enn en time med maksimalt 30 minutter for mottakeren forberedelse og maksimalt 15 minutter hver for donor drift og implantation.
Den mest diskuterte ulempen med denne metoden er at mansjetten vil vedvare i anastomose under lengden av eksperimentet. Dette kan føre til en viss fremmedlegeme reaksjon og en mulig høyere risiko for trombose. Men histopathological analyser av prøver transplantert med mansjetten teknikken avslørte bare milde fremmedlegeme reaksjon av pode og slangen22. En annen drøftet begrensning av prosedyren er heterotopic plassering av bryst aorta i den vanlige halspulsåren. På grunn av de forskjellige fartøy diameteren mellom bryst aorta og den vanlige halspulsåren, kan man forvente en mer turbulent strømning i det transplanterte aorta segmentet i forhold til en lasteceller aorta-interpositioning. Dette kan føre til metodisk basert intimal endringer. Men syngeneic transplanterte segmenter avdekket bare liten neointima formasjon herskende ut en metodisk basert bias (se figur 2).
Dette papiret har som mål å lette gjennomføringen av denne modellen av andre forskere i sine laboratorier. Med de ovenfor nevnte modifikasjoner, kan denne musen modell av aorta transplantasjon oppnås med grunnleggende mikrokirurgisk ferdigheter, samtidig oppnå en høy suksess rate.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne erklærer at de ikke har noen konkurrerende finansielle interesser.
Acknowledgments
Ingen.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Balb-c Mice (H2-d) | Charles River | Strain# 028 | Donor animal |
| Bipolar cautery system | ERBE | ICC 50 / 20195-023 | Bipolar cautery |
| C57BL/6J (H-2b) | Charles River | Strain# 027 | Recipient animal |
| Halsey Needle Holders | FST | 12501-12 | Needle Holder |
| Halsted-Mosquito Forceps | AESCULAP | BH111R | Curved Clamp |
| Medical Polyimide Tubing | Nordson MEDICAL | 141-0031 | Cuff-Material |
| Micro Serrefines | FST | 18055-04 | Micro Vessel Clip |
| Micro-Adson Forceps (serrated) | FST | 11018-12 | Standard Forceps |
| Micro-Serrefine Clamp Applying Forceps | FST | 18057-14 | Clipapplicator |
| S&T Forceps - SuperGrip Tips (Angled 45°) | S&T | 00649-11 | Fine Forceps |
| S&T Vessel Dilating Forceps - Angled 10° (Tip diameter 0.2 mm) | S&T | 00125-11 | Vesseldilatator |
| Schott VisiLED Set | Schott | MC 1500 / S80-55 | Light |
| Stereoscopic microscope | ZEISS | SteREO Discovery.V8 | Microscope |
| Student Fine Scissors / Surgical Scissors - Sharp-Blunt | FST | 91460-11 / 14001-12 | Standard Sissors |
| Vannas-Tübingen Spring Scissors (curved, 8.5 cm) | FST | 15004-08 | Microsissors (curved) |
| Vannas-Tübingen Spring Scissors (straight, 8.5 cm) | FST | 15003-08 | Microsissors (straight) |
References
- Rana, A., et al. Survival benefit of solid-organ transplant in the United States. JAMA Surgery. 150 (3), 252-259 (2015).
- Rana, A., Godfrey, E. L. Outcomes in Solid-Organ Transplantation: Success and Stagnation. Texas Heart Institute Journal. 46 (1), 75-76 (2019).
- Meier-Kriesche, H. U., Schold, J. D., Srinivas, T. R., Kaplan, B. Lack of improvement in renal allograft survival despite a marked decrease in acute rejection rates over the most recent era. American Journal of Transplantation. 4 (3), 378-383 (2004).
- Bagnasco, S. M., Kraus, E. S. Intimal arteritis in renal allografts: new takes on an old lesion. Current Opinion in Organ Transplantation. 20 (3), 343-347 (2015).
- Hollis, I. B., Reed, B. N., Moranville, M. P. Medication management of cardiac allograft vasculopathy after heart transplantation. Pharmacotherapy. 35 (5), 489-501 (2015).
- Verleden, G. M., Raghu, G., Meyer, K. C., Glanville, A. R., Corris, P. A new classification system for chronic lung allograft dysfunction. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 33 (2), 127-133 (2014).
- Ramzy, D., et al. Cardiac allograft vasculopathy: a review. Canadian Journal of Surgery. 48 (4), 319-327 (2005).
- Skoric, B., et al. Cardiac allograft vasculopathy: diagnosis, therapy, and prognosis. Croatian Medical Journal. 55 (6), 562-576 (2014).
- Koulack, J., et al. Development of a mouse aortic transplant model of chronic rejection. Microsurgery. 16 (2), 110-113 (1995).
- Rowinska, Z., et al. Using the Sleeve Technique in a Mouse Model of Aortic Transplantation - An Instructional Video. Journal of Visualized Experiments. (128), (2017).
- Dietrich, H., et al. Mouse model of transplant arteriosclerosis: role of intercellular adhesion molecule-1. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 20 (2), 343-352 (2000).
- Mähler Convenor, M., et al. FELASA recommendations for the health monitoring of mouse, rat, hamster, guinea pig and rabbit colonies in breeding and experimental units. Laboratory Animals. 48 (3), 178-192 (2014).
- Ollinger, R., et al. Blockade of p38 MAPK inhibits chronic allograft vasculopathy. Transplantation. 85 (2), 293-297 (2008).
- Thomas, M. N., et al. SDF-1/CXCR4/CXCR7 is pivotal for vascular smooth muscle cell proliferation and chronic allograft vasculopathy. Transplant International. 28 (12), 1426-1435 (2015).
- Ollinger, R., et al. Bilirubin: a natural inhibitor of vascular smooth muscle cell proliferation. Circulation. 112 (7), 1030-1039 (2005).
- Segura, A. M., Buja, L. M. Cardiac allograft vasculopathy: a complex multifactorial sequela of heart transplantation. Texas Heart Institute Journal. 40 (4), 400-402 (2013).
- McDaid, J., Scott, C. J., Kissenpfennig, A., Chen, H., Martins, P. N. The utility of animal models in developing immunosuppressive agents. European Journal of Pharmacology. 759, 295-302 (2015).
- Shi, C., Russell, M. E., Bianchi, C., Newell, J. B., Haber, E. Murine model of accelerated transplant arteriosclerosis. Circulation Research. 75 (2), 199-207 (1994).
- Koulack, J., et al. Importance of minor histocompatibility antigens in the development of allograft arteriosclerosis. Clinical Immunology and Immunopathology. 80 (3 Pt 1), 273-277 (1996).
- Maglione, M., et al. A novel technique for heterotopic vascularized pancreas transplantation in mice to assess ischemia reperfusion injury and graft pancreatitis. Surgery. 141 (5), 682-689 (2007).
- Oberhuber, R., et al. Murine cervical heart transplantation model using a modified cuff technique. Journal of Visualized Experiments. (92), e50753 (2014).
- Nakao, A., Ogino, Y., Tahara, K., Uchida, H., Kobayashi, E. Orthotopic intestinal transplantation using the cuff method in rats: a histopathological evaluation of the anastomosis. Microsurgery. 21 (1), 12-15 (2001).
