Summary
Burada servikal mürin modelinde sütür olmayan manşet tekniği ni kullanarak farelerde heterotopik aort transplantasyonu protokolünü salıyoruz. Bu model kronik allogreft vaskülopatinin (CAV) altta yatan patolojisini incelemek için kullanılabilir ve oluşumunu önlemek için yeni terapötik ajanların değerlendirilmesine yardımcı olabilir.
Abstract
Güçlü immünsupresif protokollerin devreye girmesiyle akut ret ataklarının önlenmesi ve tedavisinde belirgin ilerlemeler mümkündür. Ancak, nakledilen katı organların uzun vadeli sonuçlarında son on yıllarda sadece küçük bir iyileşme gözlemlenebilir. Bu bağlamda kronik allogreft vaskülopati (CAV) kardiyak, renal ve pulmoner transplantasyonda geç organ yetmezliğinin en önemli nedenidir.
Şimdiye kadar, CAV gelişiminin altında yatan patogenezi belirsizliğini koruyor, etkili tedavi stratejilerinin neden şu anda eksik olduğunu açıklamak ta ve altta yatan patofizyolojiyi incelemek için ilgili deneysel modellere ihtiyaç duyulduğunu vurgulamak CAV oluşumu. Aşağıdaki protokol, modifiye edilmiş dikişsiz manşet tekniği kullanılarak bir murine heterotopik servikal aort transplantasyon modelini tanımlamaktadır. Bu teknikte, torasik aort bir segment sağ ortak karotis arter interpositioned. Dikişsiz manşet tekniğinin kullanımı ile, kolay öğrenilebilir ve tekrarlanabilir bir model oluşturulabilir, dikişli vasküler mikro anastomozların olası heterojenliği en aza indirerek.
Introduction
Son 60 yılda, katı organ nakli deneysel bir prosedürden son dönem organyetmezliğinin tedavisi için bir bakım standardına evrilmiştir 1. Antimikrobiyal ajanların iyileştirilmesi, cerrahi teknikler ve immünsupresif alaylarda ilerleme nedeniyle, katı organ naklinin erken başarı oranı son yıllarda önemli ölçüde artmıştır2.
Ancak, uzun vadeli greft sağkalım oranları önemli ölçüde aynı şekilde iyileşmemiştir3. CAV gelişimi uzun süreli sağkalım sınırlayan önemlifaktördür 4,5,6. Bu patoloji, düz kas hücrelerinden oluşan konsantrik bir neointimal tabaka oluşumu ile karakterizedir, damar ın ilerleyici daralma ve nakledilen katı organın ardışık malperfüzyonyol. Kalp nakli alıcılarında, TRANSPLANTASYONdan 3 yıl sonra hastaların %75'inde CAV lezyonları teşhis edilebilir7.
CAV patofizyolojisi henüz tam olarak anlaşılamamıştır. Bu çok sayıda immünolojik ve immünolojik olmayan faktörler ile ilgili gibi görünüyor, sonraki endotel aktivasyonu ve disfonksiyon ile endotel hasarına yol açan8. Cav'ın oluşumunu ve potansiyel tedavisini incelemek için tekrarlanabilir küçük hayvan modeline ihtiyaç duyulduğunu vurgulayarak, CAV'nin önlenmesi için şimdiye kadar nedensel tedavi seçeneği bulunmamaktadır.
Murine aort transplantasyon modellerinin kullanımı ile transplantasyondan 4 hafta sonra cav benzeri lezyonlar görülebilir. Bu lezyonlar esas olarak vasküler düz kas hücrelerinden oluşur, bu nedenle, insan patolojisini andıran. Çok çeşitli transgenik ve nakavt fareler nedeniyle, nakil ile ilişkili patolojilerde fare modellerinin kullanımı yeni tedavi seçeneklerini belirlemek ve gelişimlerini anlamak için eşsiz bir fırsat sunar. Ancak nakledilen damarların küçük çapı nedeniyle, fare modellerinin kullanımı genellikle uzun öğrenme eğrileri ve ilk yüksek komplikasyon oranı ile ilişkilidir9. Dikişsiz manşet tekniğinin devreye girmesiyle operasyonun bu en zorlu kısmı kolaylaşabilir ve anastomozun çapı10,11sabit tutulur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Tüm deneyler Alman hayvan refahı yasasının (TierSchG.) kurallarına göre yapılmıştır. (AZ: 55.2-1-54-2532.Vet_02-80-2015).
1. Hayvan muhafazası
- Deneyler için, erkek C57BL/6 ve BALB/c fareleri 20-25 g ağırlığında C57BL/6 fareleri alıcı hayvanlar olarak, BALB/c farelerini ise donör hayvan olarak kullanın.
- Sağlık izleme için FELASA yönergeleri uyarınca, bir bariyer patojen içermeyen tesiste hayvan ve ev satın alın12.
- Zenginleştirme malzemesi ile standart Makrolon kafeslerde fareler tutun. 12 saatlik bir gündüz/gece döngüsünde suya ve peletli yiyeceklere reklam libitum erişimi sağlayın.
- Oda sıcaklığını 22 ± 2°C'de, bağıl nemi %55 ± %5'te koruyun.
2. Alıcı nın hazırlanması
- İlk olarak, midazolam (5 mg/kg; 5 mg/mL), medetomidin (0.5 mg/kg; 1 mg/mL) ve fentanil (0.05 mg/kg; 0.05 mg/mL) intraperitoneal enjeksiyonu ile alıcı hayvanı (C57BL/6) anestezik.
NOT: Anestezinin doğru derinliğine 5-10 dk içinde ulaşılmalıdır.- Anestezi derinliğini doğrulamak için refleksleri kontrol etmek için forseps ile arka ayakları çimdik.
- Küçük hayvanlar için elektrikli bir saç makası ile servikal lateral bölgenin tüm saç klip ve işlem sırasında kurumasını gözleri önlemek için pamuklu bez ile oftalmik merhem uygulayın.
- Mikroskop altında bir ısıtma yastığı üzerinde bir supine pozisyonda hayvan yerleştirin ve yavaşça cilde duyarlı alçı şeritler ile ameliyat masasına bacaklarını bantlayın.
- Başını geriye doğru eğve ameliyat alanını birkaç kez alkolle temizleyin.
- Küçük makas ile sağ alt mandibula juguler kesi bir deri kesi olun.
- Submandibular bezin sağ alt lob damar pedikül ve mikroskalsaz ile sonraki eksizyon bipolar cautery ile çıkarın.
- Üst ve alt kısmı bipolar kateter ve mikroskassors ile sonraki eksizyon ile ortak karotis arter erişim elde etmek için sağ sternokleidomastoid kas çıkarın.
- Çevredeki bağ dokusunu ince prupler ile ayırarak ortak karotis arteri mümkün olduğunca distal ve proksimal olarak harekete geçirin.
- Ortak karotis arterin ortası etrafında her biri arasında en az mesafe ile iki 7-0 ipek ligatür kravat ve ligatürler arasında ince mikroskssors ile ortak karotis arter transect.
- Proksimal geçirin, manşet yoluyla ligated uç ve küçük bir arter kelepçe ile düzeltmek.
NOT: Bu işlemde kullanılan manşetler, poliimid tüplerinden 0.610 mm dış çapı ve 0.0254 mm duvar kalınlığı ile mikrosasörler ile kesilmiştir. Tamamlanmış manşetlerin bir yarısı ile ~2 mm uzunluğunda, hangi kelepçe işlemi için kullanılan, tam silindir ve diğer yarısı, hangi kelepçeli olmak, yarım silindir olmak. - Ligatürü mümkün olduğunca ligatüre yakın ince mikroskalatörlerle çıkarın ve lümeni 30 G iğneyle heparinize salin (50 IU/mL) ile yıkayın ve damar duvarlarına zarar vermemeye özen gösteriyor.
- İnce vasküler dilatatörler kullanarak açık lümeni ayırın ve poliimid tüpün üzerine hafifçe çekerek karotis kütüğünün üzerine yerleştirin.
- Hemen gevşek önceden bağlı 7-0 ipek döngü ile everted karotis düzeltmek.
NOT: Ameliyat öncesi çapı yaklaşık 1,5 mm olan gevşek ön kravat 4 7-0 ipek döngüler kelepçeleme işlemini daha sorunsuz ve kolay hale getirmek için. - Karotis arterin diğer ucunda aynı işlemi (2.10-2.13) yapın.
- Alıcı hayvanı bir kenara koyun ve aort segmenti ekilene kadar ameliyat alanını tuzlu su yla nemlendirin.
3. Donör operasyonu
- Donör fareyi (BALB/c) alıcı hayvanla aynı şekilde anesthetize edin.
- Yeterli anestezi onaylamak için refleksleri kontrol etmek için forseps ile arka ayakları çimdik.
- Küçük hayvanlar için elektrikli saç makası ile karın ve torasik bölgenin tüm saçlarını kırpın ve işlem sırasında gözlerin kurumasını önlemek için pamuklu bezlerle oftalmik merhem uygulayın.
- Mikroskop altında bir ısıtma yastığı üzerinde bir supine pozisyonda hayvan yerleştirin ve yavaşça cilde duyarlı alçı şeritler ile ameliyat masasına bacaklarını bantlayın.
- Ameliyat alanını birkaç kez alkolle temizleyin.
- Küçük makas ile orta hat abdominal laparotomi yapın ve inferior vena kava (IVC) ortaya çıkarmak için biraz yukarı bağırsak itin.
- 30 G iğne kullanarak 1 mL heparinize tuzlu su ile inferior vena kava (IVC) enjekte edin.
- Donör hayvan exsanguinate küçük makas ile renal arterlerin altında abdominal aort ve IVC kesin. Gevşek kan emmek için karın içine bir kompres yerleştirin.
- Makas ile kaburga ikili saptırma bir torakotomi yapmak ve mediasten ortaya çıkarmak için cerrahi bir kelepçe ile ön göğüs duvarı cranially tilt.
- Mikrosksors ile diyafram ın hemen üzerinde IVC ve yemek borusu kesin.
- Kesilen IVC/yemek borusunu tutan forceplarla yukarı doğru yatırarak kalbi ve akciğerleri çıkarın ve sonra da dorsal mediastendeki torasik aorta erişmek için tabanından mikrosiküllü olarak çıkarın.
- Herhangi bir interkostal arterlere zarar vermemeye dikkat ederken çevreleyen bağ dokusu ve yağ ince forceps ile ayırarak çevresindeki dokudan torasik aort seferber.
- Bipolar kapasitör forceps ile torasik aort tüm dalları cauterize ve mikroskalaz kullanarak diyafram ve aort kemer arasındaki aort segmentini çıkarmak.
- 30 G iğne ile heparinize salin ile excisized aort segmentini flush, damar duvarlarına zarar vermemeye dikkat ederken, kalan kan veya pıhtıları kaldırmak için, ve alıcı hayvana greft transferi.
NOT: Akort greftini doğrudan alıcının doğru pozisyonuna aktarın. Alıcı hayvanda greftin farklı uçlarını karıştıran sorunlar varsa, distal uç etrafında gevşek bir bağ yardımcı olabilir.
4. İmplantasyon
- Donör aort segmentinin proksimal ucunu, ince çiller ile everted karotis arterin üstündeki proksimal manşetin üzerine çekin ve hemen önceden bağlanmış 7-0 ipek halkası ile düzeltin.
- Distal, mikrosikül ile aort greftserbest ucunu böylece greft uzunluğu iki manşet arasındaki mesafe sığar kırpın.
- Anastomoz tamamlamak için diğer manşet ile aort diğer ucunda adım 4.1 tekrarlayın.
- Retrograd perfüzyona izin vermek için distal kelepçeyi çıkarın.
- Hemostaz elde ettikten sonra, anastomoz tamamlamak için proksimal kelepçe kaldırın.
- Son olarak, 6-0 sürekli dikiş ile yara kapatın.
5. Ameliyat sonrası bakım
- Operasyondan sonra ilk 6 saat içinde fareyi yakından izleyin ve daha sonra transplantasyondan sonra ilk 72 saat için günde birkaç kez anında herhangi bir komplikasyon tespit etmek için.
- Postoperatif analjezi için nakledilen fareye transplantasyondan hemen sonra buprenorfin (0.05-0.1 mg/kg) deri altına enjekte edin ve daha sonra her 12 saat 72 saat için uygun, uzun süreli analjezi sağlayın.
6. Aort greft açıklamaları
- Transplantasyondan 4 hafta sonra nakledilen hayvanı intraperitoneal midazolam (5 mg/kg; 5 mg/mL), medetomidin (0.5 mg/kg; 1 mg/mL) ve fentanil (0.05 mg/kg; 0.05 mg/mL) intraperitoneal enjeksiyonu ile anestezik.
- Yeterli anestezi onaylamak için refleksleri kontrol etmek için forseps ile arka ayakları çimdik.
- Küçük hayvanlar için elektrikli saç makası ile karın, torasik ve servikal bölgenin tüm saç klip.
- Mikroskop altında bir ısıtma yastığı üzerinde bir supine pozisyonda hayvan yerleştirin ve yavaşça cilde duyarlı alçı şeritler ile ameliyat masasına bacaklarını bantlayın.
- Ameliyat alanını birkaç kez alkolle temizleyin.
- Küçük makas ile orta hat abdominal laparotomi yapın ve inferior vena kava (IVC) ortaya çıkarmak için biraz yukarı bağırsak itin.
- 30 G iğne kullanarak 1 mL heparinize tuzlu su ile inferior vena kava (IVC) enjekte edin.
- Donör hayvan exsanguinate küçük makas ile renal arterlerin altında abdominal aort ve IVC kesin. Gevşek kan emmek için karın içine bir kompres yerleştirin.
- Nakil işlemi sırasında yapılan deri kesisine karşılık gelen küçük makaslarla sağ alt mandibulaya kadar juguler kesiden bir deri kesisi yapın.
- Nakledilen aort greftini distal ve proksimal manşet ile birlikte belirleyin ve protekps ile çevredeki dokuyu künt olarak çıkarın.
- Mikrosksörler kullanarak, iki manşet uçları ile birlikte aort greft imal etmek için manşet ile aort grefti ile ortak karotis arter distal ve proksimal ile kesip.
- Aort segmentini ikiye kesin ve numuneleri daha fazla analiz için koruyun (dondurulmuş bölümler, parafin gömülü kesitler, dondurulmuş malzemeyi koparın)13,14.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Tam MHC-uyumsuzluk transplantasyonu modelinde, transplantasyondan 4 hafta sonra eşmerkezli neointimal tabaka görülebilir(Şekil 2). Bu tabaka öncelikle sm22 için immünohistolojik boyama olarak vasküler düz kas hücrelerinden oluşur (olgun vasküler düz kas hücreleri için seçici bir belirteç) ortaya. Daha önce de belirtildiği gibi, bu vasküler düz kas hücreleri kronik allograft vaskülopati görülen lezyonlar için patoognomonik vardır. Daha fazla analiz için, aort segmentleri kesitli ve Elastica van Gieson boyama ile boyanmış olmalıdır. Burada, neointimal tabaka kolayca iç elastik membran elastik lifleri ayırt edilebilir, Tunica medya Tunica intima bölen .
Bu modelde potansiyel bir terapötik etkiyi değerlendirmek için, neointima-media oranı, hem de luminal kesit alanı daralma, bu kesitli örneklerde ölçülebilir13,15. Tarif edilen dikişimodifasyon modelimizde yapılan 300'ün üzerinde aort transplantasyonunda teknik başarı oranı >%91'dir. Bu yüksek başarı oranı, dış çapı 0,610 mm olan poliimid borudan yapılmış bir manşet ve 0,0254 mm duvar kalınlığı kullanılarak gerçekleştirilebilir.
Şekil 1: İntraoperatif resimler. (A) Ligate karotis arterin kesilmesi. (B) Bağı çıkardıktan ve heparinize salin ile ucunu kızarma sonra kenetlenmiş karotis ucu. (C) Kelepçeleme işlemi. (D) Tamamlanmış alıcı hazırlığı (her iki şahid de kelepçeli olarak sona erer). (E) Reperfüzyondan önce ve (F)reperfüzyondan sonra aort segmenti nakledilir. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 2: Transplantasyondan 4 hafta sonra nakledilen aort segmentlerinin histolojik örneği. (A) SM22 (yeşil floresan) ve DAPI (mavi floresan) ile temsili immünohistolojik boyama vasküler düz kas hücrelerinden oluşan kalın neointimal tabakagösteren. Elastik lifler kırmızı floresan (20x büyütme) gösterilir. (B) Elastica-van-Gieson boyama (10x büyütme). (C) Transplantasyondan 4 hafta sonra singenik transplantasyon aort segmenti nakledildi (10x büyütme). Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Kronik allogreft vaskülopati kalp ve muhtemel böbrek ve akciğer allogreftlerinin solid organ nakli sonrası geç greft kaybının başlıca nedenidir8. Cav oluşumunu önlemek için şimdiye kadar nedensel terapötik rejim geliştirilememiştir.
CAV patofizyolojisi multifaktöriyel ve immünolojik ve immünolojik olmayan yönleri içerir16. Transplantasyonda kemirgen modellerinin kullanımı, solid organ naklinde allogreft ret süreçlerinin altında yatan patofizyolojinin anlaşılmasında gerekli olmuştur ve reddedilmeyi önleyen yeni tedavi yaklaşımlarının belirlenmesine yardımcı olmuştur17 . CAV damar ardışık daralma ve organ fonksiyonunun sonraki bozulması ile nakledilen organın malperfüzyon yol vasküler düz kas hücrelerinden oluşan bir neointimal tabaka oluşumu ile karakterizedir7.
Açıklanan mürin aort transplantasyonu modelinde, konsantrik neointimal formasyon tam MHC 'de (H-2 d-H-2b)transplantasyondan 4 hafta sonra torasik aort greftlerinde görülebilir. Bu lezyonlar öncelikle vasküler düz kas hücrelerinden oluşur(Şekil 2). Shi ve ark. 1994 yılında nakil arterioskleroz ilk fare modeli açıklanan18. Karotis arter segmentini karotis artere aşılamışlar. 1996 yılında, Koulack ve ark. uçtan uca anastomoz19ile infrarenal aort bir aort segmenti aşılayarak ilk abdominal fare aort transplantasyon modeli kurdu. Dietrich ve ark. ilk olarak 2000 yılında karotis artere torasik aort segmentinin nakliiçin dikişsiz manşet tekniğinin kullanımını açıklamıştır.
Aort segmentlerini nakletmek için mikrovasküler anastomoz kullanan fare modelleriile karşılaştırıldığında, manşet tekniği çeşitli faydalar sunar. İlk olarak, yordam daha basit ve öğrenmesi daha kolaydır. İkinci olarak, aşılanmış aort segmentinin iskemik zamanı sabittir, çünkü alıcı hayvan donörün aort segmentinin temini yapmadan önce anastomoz için ilk hazırlanır, soğuk ve sıcak iskemi süresini en aza indirir. Üçüncü olarak, anastomoz çapı poliimid manşet sert karakteri nedeniyle sabit tutulur. Böylece, anastomoz bölgesinin darlıkları ihmal edilebilir.
Ayrıca, cerrahi işlem karın kesi ile tekniği ile karşılaştırıldığında alıcı hayvan için daha az travmatik. Buna ek olarak, manşet tekniğinin uygulanması, alıcı hayvan11,20,21aynı tekniği kullanırken katı organ nakli çeşitli farklı türde imkanı sunuyor.
Bu mikrocerrahi tekniğin literatürde anlatılan diğer aort nakli modellerinden daha kolay olduğuna inanmış olsak da işlem sırasında bazı olası tuzaklar vardır. Alıcı operasyon sırasında, düzgün kesmeden önce sternokleidomastoid kas cauterize emin olun. Kas iyi vaskülarize ve eşlik eden damarlar iyice pıhtılaşmış değilse şiddetli kanama oluşabilir. Kas tamamen kesildikten sonra geri çekeceği için bu kanamaları kontrol etmek zordur. Buna ek olarak, ortak karotis arter seferber ederken doğrudan arter kendisi kapmak için emin olun.
Manşet prosedürü kendisi kadar ve en başarısızlık duyarlı tarafından operasyonun en zorlu parçasıdır. Bu nedenle, karotis arterin doğru uzunluğu ile çalışmak için hayati önem taşımaktadır. Başlangıçta, cerrahlar karotis arter çok az uzunlukta hazırlamak eğilimindedir, hangi prosedürü tamamlamak için çok daha zor hale getirir. Ayrıca, başlangıçta, cerrahlar ameliyat alanının tam ortasında ortak karotis arter etrafında bölen ligatür ayarlamak eğilimindedir. Bu karotis uç segmenti oldukça sert ve seferber etmek zor olduğu gibi daha kranial bulunan manşet gerçekleştirirken bu zorluklara yol açabilir. Bu arada, ortak karotis arter önemli bir kısmı köprücük kemiğinin altındaki bölgeden hafif gerginlik tarafından seferber edilebilir. Bu nedenle, biz ortak karotis arter in kranial kısmına daha fazla uzunluk bırakmak için biraz daha proksimal karotis arter ligating öneririz. Ortak karotis arter kesildikten ve uçları manşetlerden geçirilip vasküler kelepçelerle sabitlendikten sonra karotis arterin dilatasyonu yapılmalıdır. Operasyonun bu bölümünde, bu kollama işlemi sırasında arızaya yol açan, damar duvarına zarar verebilir gibi damar aşırı germek için çok önemlidir. Tüm operatif alanın, çekişin manşetüzerindeki arteriyel kıskaç hizasıyla aynı hizada olması için döndürülmesi işlemi kolaylaştırır.
Aort segmenti temin ederken, herhangi bir interkostal arterler veya torasik aort diğer dalları yırtmak için değil emin olun. Diğer taraftan, transplantasyon sonrası grefttromboz riskinin artması ile greftin zarar görmesini önlemek için torasik aorta çok yakın kaymamaya özen.
Aort segmentini implante ederken, greftin burulmasını önlemek için her iki ucunun da düzgün bir şekilde hizalandığından emin olun. Buna ek olarak, aort segmenti reperfüzyon sırasında kinking önlemek için doğru uzunluğa kısaltılmalıdır. Greftreperferken, hemostazgözlemlemek için önce daha fazla kraniyal kıskaç ı her zaman açtığından emin olun. Tamamen pıhtılaşmamış interkostal arterlerin küçük kanamalar küçük bir pamuklu bez ile hafif basınç uygulanarak kontrol edilebilir.
Tüm transplantasyon, alıcının hazırlanması için en fazla 30 dakika, donör operasyonu ve implantasyonu için her biri en fazla 15 dakika olmak zorunda.
Bu yöntemin en çok tartışılan dezavantajı, manşetin deney boyunca anastomozda devam etmesidir. Bu belirli bir yabancı cisim reaksiyonu ve tromboz olası bir yüksek risk yol açabilir. Ancak, manşet tekniği ile nakledilen örneklerin histopatolojik analizleri greft ve tüp sadece hafif yabancı cisim reaksiyonu ortaya22. Prosedürün tartışılan bir diğer sınırlama ortak karotis arter içine torasik aort heterotopik yerleştirilmesi. Torasik aort ve ortak karotis arter arasındaki farklı damar çapları nedeniyle, bir ortotropik aort interpositioning göre nakledilen aort segmentinde daha çalkantılı bir akış bekleyebilirsiniz. Bu yöntemsel tabanlı intimal değişikliklere yol açabilir. Ancak, syngenekik nakledilen segmentler metodik temelli bir önyargıyı ekarte eden sadece az neointima oluşumunu ortaya koymuştur (bkz. Şekil 2).
Bu makale, bu modelin laboratuvarlarında diğer araştırmacılar tarafından uygulanmasını kolaylaştırmayı amaçlamaktadır. Yukarıda bahsedilen değişikliklerle, aort naklinin bu fare modeli temel mikrocerrahi becerilerle gerçekleştirilebilirken, yüksek başarı oranı elde edilebilir.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Yazarlar hiçbir rakip mali çıkarları olduğunu beyan.
Acknowledgments
Hiçbiri.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Balb-c Mice (H2-d) | Charles River | Strain# 028 | Donor animal |
| Bipolar cautery system | ERBE | ICC 50 / 20195-023 | Bipolar cautery |
| C57BL/6J (H-2b) | Charles River | Strain# 027 | Recipient animal |
| Halsey Needle Holders | FST | 12501-12 | Needle Holder |
| Halsted-Mosquito Forceps | AESCULAP | BH111R | Curved Clamp |
| Medical Polyimide Tubing | Nordson MEDICAL | 141-0031 | Cuff-Material |
| Micro Serrefines | FST | 18055-04 | Micro Vessel Clip |
| Micro-Adson Forceps (serrated) | FST | 11018-12 | Standard Forceps |
| Micro-Serrefine Clamp Applying Forceps | FST | 18057-14 | Clipapplicator |
| S&T Forceps - SuperGrip Tips (Angled 45°) | S&T | 00649-11 | Fine Forceps |
| S&T Vessel Dilating Forceps - Angled 10° (Tip diameter 0.2 mm) | S&T | 00125-11 | Vesseldilatator |
| Schott VisiLED Set | Schott | MC 1500 / S80-55 | Light |
| Stereoscopic microscope | ZEISS | SteREO Discovery.V8 | Microscope |
| Student Fine Scissors / Surgical Scissors - Sharp-Blunt | FST | 91460-11 / 14001-12 | Standard Sissors |
| Vannas-Tübingen Spring Scissors (curved, 8.5 cm) | FST | 15004-08 | Microsissors (curved) |
| Vannas-Tübingen Spring Scissors (straight, 8.5 cm) | FST | 15003-08 | Microsissors (straight) |
References
- Rana, A., et al. Survival benefit of solid-organ transplant in the United States. JAMA Surgery. 150 (3), 252-259 (2015).
- Rana, A., Godfrey, E. L. Outcomes in Solid-Organ Transplantation: Success and Stagnation. Texas Heart Institute Journal. 46 (1), 75-76 (2019).
- Meier-Kriesche, H. U., Schold, J. D., Srinivas, T. R., Kaplan, B. Lack of improvement in renal allograft survival despite a marked decrease in acute rejection rates over the most recent era. American Journal of Transplantation. 4 (3), 378-383 (2004).
- Bagnasco, S. M., Kraus, E. S. Intimal arteritis in renal allografts: new takes on an old lesion. Current Opinion in Organ Transplantation. 20 (3), 343-347 (2015).
- Hollis, I. B., Reed, B. N., Moranville, M. P. Medication management of cardiac allograft vasculopathy after heart transplantation. Pharmacotherapy. 35 (5), 489-501 (2015).
- Verleden, G. M., Raghu, G., Meyer, K. C., Glanville, A. R., Corris, P. A new classification system for chronic lung allograft dysfunction. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 33 (2), 127-133 (2014).
- Ramzy, D., et al. Cardiac allograft vasculopathy: a review. Canadian Journal of Surgery. 48 (4), 319-327 (2005).
- Skoric, B., et al. Cardiac allograft vasculopathy: diagnosis, therapy, and prognosis. Croatian Medical Journal. 55 (6), 562-576 (2014).
- Koulack, J., et al. Development of a mouse aortic transplant model of chronic rejection. Microsurgery. 16 (2), 110-113 (1995).
- Rowinska, Z., et al. Using the Sleeve Technique in a Mouse Model of Aortic Transplantation - An Instructional Video. Journal of Visualized Experiments. (128), (2017).
- Dietrich, H., et al. Mouse model of transplant arteriosclerosis: role of intercellular adhesion molecule-1. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 20 (2), 343-352 (2000).
- Mähler Convenor, M., et al. FELASA recommendations for the health monitoring of mouse, rat, hamster, guinea pig and rabbit colonies in breeding and experimental units. Laboratory Animals. 48 (3), 178-192 (2014).
- Ollinger, R., et al. Blockade of p38 MAPK inhibits chronic allograft vasculopathy. Transplantation. 85 (2), 293-297 (2008).
- Thomas, M. N., et al. SDF-1/CXCR4/CXCR7 is pivotal for vascular smooth muscle cell proliferation and chronic allograft vasculopathy. Transplant International. 28 (12), 1426-1435 (2015).
- Ollinger, R., et al. Bilirubin: a natural inhibitor of vascular smooth muscle cell proliferation. Circulation. 112 (7), 1030-1039 (2005).
- Segura, A. M., Buja, L. M. Cardiac allograft vasculopathy: a complex multifactorial sequela of heart transplantation. Texas Heart Institute Journal. 40 (4), 400-402 (2013).
- McDaid, J., Scott, C. J., Kissenpfennig, A., Chen, H., Martins, P. N. The utility of animal models in developing immunosuppressive agents. European Journal of Pharmacology. 759, 295-302 (2015).
- Shi, C., Russell, M. E., Bianchi, C., Newell, J. B., Haber, E. Murine model of accelerated transplant arteriosclerosis. Circulation Research. 75 (2), 199-207 (1994).
- Koulack, J., et al. Importance of minor histocompatibility antigens in the development of allograft arteriosclerosis. Clinical Immunology and Immunopathology. 80 (3 Pt 1), 273-277 (1996).
- Maglione, M., et al. A novel technique for heterotopic vascularized pancreas transplantation in mice to assess ischemia reperfusion injury and graft pancreatitis. Surgery. 141 (5), 682-689 (2007).
- Oberhuber, R., et al. Murine cervical heart transplantation model using a modified cuff technique. Journal of Visualized Experiments. (92), e50753 (2014).
- Nakao, A., Ogino, Y., Tahara, K., Uchida, H., Kobayashi, E. Orthotopic intestinal transplantation using the cuff method in rats: a histopathological evaluation of the anastomosis. Microsurgery. 21 (1), 12-15 (2001).
