Summary
Ici, nous présentons un protocole de la transplantation aortique hétérotopique chez les souris utilisant la technique de manchette de non-suture dans un modèle murin cervical. Ce modèle peut être utilisé pour étudier la pathologie sous-jacente de la vasculopathie chronique d'allogreffe (CAV) et peut aider à évaluer de nouveaux agents thérapeutiques afin de prévenir sa formation.
Abstract
Avec l'introduction de protocoles immunosuppresseurs puissants, des progrès distincts sont possibles dans la prévention et la thérapie des épisodes aigus de rejet. Cependant, seulement l'amélioration mineure des résultats à long terme des organes solides transplantés a pu être observée au cours des dernières décennies. Dans ce contexte, la vasculopathie chronique d'allograft (CAV) représente toujours la cause principale de l'échec tardif d'organe dans la transplantation cardiaque, rénale et pulmonaire.
Jusqu'à présent, la pathogénie sous-jacente du développement des CAV demeure floue, expliquant pourquoi les stratégies de traitement efficaces sont actuellement manquantes et mettant l'accent sur la nécessité de modèles expérimentaux pertinents afin d'étudier la pathophysiologie sous-jacente menant à Formation CAV. Le protocole suivant décrit un modèle hétérotopique de transplantation aortique cervicale murine utilisant une technique modifiée de manchette de non-suture. Dans cette technique, un segment de l'aorte thoracique est interpositionné dans l'artère carotide commune droite. Avec l'utilisation de la technique de manchette non-suture, un modèle facile à apprendre et reproductible peut être établi, minimisant l'hétérogénéité possible des micro anastomoses vasculaires sutured.
Introduction
Au cours des six dernières décennies, la transplantation d'organes solides est passée d'une procédure expérimentale à une norme de soins pour le traitement de l'insuffisance d'organes en phase finale1. En raison de l'amélioration des agents antimicrobiens, des techniques chirurgicales et de l'avancement dans les régiments immunosuppresseurs, le taux de réussite précoce de la transplantation d'organes solides a considérablement augmenté au cours des dernières décennies2.
Cependant, les taux de survie à long terme de greffe ne se sont pas sensiblement améliorés de la même manière3. Le développement de CAV est le principal facteur limitant la survie à long terme4,5,6. Cette pathologie est caractérisée par la formation d'une couche néointimale concentrique composée de cellules musculaires lisses, conduisant à un rétrécissement progressif du vaisseau et une malperfusion consécutive de l'organe solide transplanté. Chez les receveurs de greffes cardiaques, les lésions de CAV peuvent être diagnostiquées dans jusqu'à 75% de patients 3 ans après la transplantation7.
La physiopathologie du CAV n'est pas encore entièrement comprise. Il semble être lié à de nombreux facteurs immunologiques et non immunologiques, conduisant à des dommages endothéliaux avec l'activation endothéliale suivante et le dysfonctionnement8. Jusqu'à présent, il n'existe aucune option de traitement causal pour la prévention de la CAV, soulignant la nécessité d'un modèle reproductible des petits animaux afin d'étudier la formation et la thérapie potentielle de cav.
Avec l'utilisation des modèles de transplantation aortique murine, les lésions de CAV comme peuvent être vues 4 semaines après transplantation. Ces lésions se composent principalement des cellules lisses vasculaires de muscle, ainsi ressemblant à la pathologie humaine. En raison d'une grande variété de souris transgéniques et assomées, l'utilisation de modèles de souris dans les pathologies associées à la transplantation offre une occasion unique d'identifier de nouvelles options thérapeutiques et de comprendre leur développement. En raison du petit diamètre des vaisseaux transplantés cependant, l'utilisation de modèles de souris est généralement associée à de longues courbes d'apprentissage et un taux de complication élevé initial9. Avec l'introduction de la technique de manchette non-suture, cette partie la plus difficile de l'opération peut être facilitée et le diamètre de l'anastomose est maintenu constant10,11.
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Protocol
Toutes les expériences ont été réalisées conformément aux directives de la loi allemande sur le bien-être animal (TierSchG.) (AZ: 55.2-1-54-2532.Vet_02-80-2015).
1. Logement pour animaux
- Pour les expériences, utilisez des souris mâles C57BL/6 et BALB/c pesant 20-25 g avec des souris C57BL/6 comme animaux receveurs et des souris BALB/c comme animaux donneurs.
- Acheter les animaux et la maison dans une installation exempte d'agents pathogènes, conformément aux lignes directrices felASA pour la surveillance de la santé12.
- Gardez les souris dans des cages Makrolon standard avec du matériel de nidance d'enrichissement. Fournir un accès ad libitum à l'eau et aux granulés à un cycle jour/nuit de 12 h.
- Maintenir la température ambiante à 22 o2 oC et l'humidité relative à 55 à 5 %.
2. Préparation du receveur
- Tout d'abord, anesthésier l'animal receveur (C57BL/6) avec une injection intrapéritonéale de midazolam (5 mg/kg; 5 mg/mL), de médetomidine (0,5 mg/kg; 1 mg/mL) et de fentanyl (0,05 mg/kg; 0,05 mg/mL).
REMARQUE: La profondeur correcte de l'anesthésie doit être atteinte en 5-10 min.- Pincez les pieds postérieurs avec des forceps pour vérifier les réflexes pour confirmer la profondeur de l'anesthésie.
- Clip tous les cheveux de la région latérale cervicale avec une tondeuse à cheveux électrique pour les petits animaux et appliquer onduleur ophtalmique avec des cotons-tiges pour empêcher les yeux de se dessécher pendant la procédure.
- Placez l'animal en position de supine sur un coussin chauffant sous le microscope et collez doucement ses jambes à la table d'opération avec des bandes de plâtre sensibles à la peau.
- Inclinez sa tête en arrière et frottez le champ opératoire plusieurs fois avec de l'alcool.
- Faire une incision de la peau de l'incision jugulaire à la mandibule inférieure droite avec de petits ciseaux.
- Enlever le lobe inférieur droit de la glande submandibulaire par cautérisation bipolaire du pédicle du vaisseau et excision subséquente avec des microscissors.
- Enlever le muscle sternocleidomastoid droit par l'intermédiaire de la cautérisation bipolaire de la partie supérieure et inférieure et l'excision suivante avec des microscissors pour accéder à l'artère carotide commune.
- Mobiliser l'artère carotide commune aussi loin distally et proximally que possible en tirant le tissu conjonctif environnant à part avec des forceps fins.
- Attachez deux ligatures de soie 7-0 avec une distance minimale entre chacun e au milieu de l'artère carotide commune et transectez l'artère carotide commune avec de fines microcise entre les ligatures.
- Passer l'extrémité proximale et ligatée à travers le brassard et le fixer avec une petite pince d'artère.
REMARQUE : Les poignets qui ont été employés dans cette procédure ont été coupés avec des microscissors des tubes de polyimide avec un diamètre externe de 0.610 millimètres et une épaisseur de mur de 0.0254 millimètres. Les poignets terminés avaient une longueur de 2 mm avec une moitié, qui est utilisé pour le processus de manchette, étant un cylindre complet et l'autre moitié, qui est serré, étant un demi-cylindre. - Retirer la ligature avec de fines microscissors, aussi près de la ligature que possible, et rincer le lumen avec de la solution saline héparinisée (50 UI/mL) avec une aiguille de 30 G, tout en prenant soin de ne pas endommager les parois du navire.
- Distendre le lumen ouvert à l'aide de dilatateurs vasculaires fins et evert la souche carotide sur le brassard en tirant doucement sur le tube de polyimide.
- Fixer immédiatement la carotide everted avec une boucle de soie lâchement pré-lié 7-0.
REMARQUE : Pré-attacher lâchement 4 boucles de soie 7-0 avec un diamètre d'environ 1,5 mm avant la chirurgie pour rendre le mechon-procédure plus lisse et plus facile. - Effectuer la même procédure (2.10-2.13) à l'autre extrémité de l'artère carotide.
- Mettre l'animal receveur de côté et hydrater le champ opératoire avec saline jusqu'à ce que le segment aortique soit explanté.
3. Opération des donateurs
- Anesthésiez la souris donneuse (BALB/c) de la même manière que l'animal receveur.
- Pincez les pieds postérieurs avec des forceps pour vérifier s'il y a des réflexes pour confirmer une anesthésie suffisante.
- Clip tous les cheveux de la région abdominale et thoracique avec une tondeuse à cheveux électrique pour les petits animaux et appliquer onduleur ophtalmique avec des cotons-tiges pour empêcher les yeux de se dessécher pendant la procédure.
- Placez l'animal en position de supine sur un coussin chauffant sous le microscope et collez doucement ses jambes à la table d'opération avec des bandes de plâtre sensibles à la peau.
- Frotter le champ opératoire plusieurs fois avec de l'alcool.
- Effectuer une laparotomie abdominale de milieu de ligne avec de petits ciseaux et pousser les intestins légèrement vers le haut pour exposer le cava de veine inférieure (IVC).
- Injecter le veau cava inférieur (IVC) avec 1 ml de saline héparinisée à l'aide d'une aiguille de 30 G.
- Couper l'aorte abdominale et l'IVC sous les artères rénales avec de petits ciseaux pour exsanguiner l'animal donneur. Placez lâchement une compresse dans l'abdomen pour absorber le sang.
- Effectuer une thoracotomie à la diversion bilatérale des côtes avec des ciseaux et incliner la paroi thoracique antérieure cranially avec une pince chirurgicale pour exposer le mediastinum.
- Couper l'IVC et l'œsophage directement au-dessus du diaphragme avec des microscissors.
- Retirez le cœur et les poumons en les inclinant vers le haut avec des forceps tenant la coupe IVC/oesophage, puis en les excisant avec des microscissors de leur base pour accéder à l'aorte thoracique dans le médistinum dorsal.
- Mobilisez l'aorte thoracique de son tissu environnant en détachant le tissu conjonctif environnant et la graisse avec des forceps fins tout en prenant soin de ne pas endommager les artères intercostales.
- Catériser toutes les branches de l'aorte thoracique avec des forceps de cautérisation bipolaires et exciser le segment aortique entre le diaphragme et l'arc aortique à l'aide de microscissors.
- Rincer le segment aortique excisé avec une saline héparinisée avec une aiguille de 30 G, tout en prenant soin de ne pas endommager les parois des vaisseaux, d'enlever le sang ou les caillots restants, et de transférer la greffe à l'animal receveur.
REMARQUE : Placez directement la greffe aortique dans la position à peu près droite dans le receveur pendant le transfert. S'il y a des problèmes confondant les différentes extrémités de la greffe dans l'animal destinataire, une ligature lâche autour de l'extrémité distale pourrait aider.
4. Implantation
- Tirez l'extrémité proximale du segment aortique de distributeur au-dessus du brassard proximal sur le dessus de l'artère carotide everted avec les forceps fins et fixez-le immédiatement avec une boucle de soie lâchement pré-liée 7-0.
- Couper l'extrémité distale et libre de la greffe aortique avec des microscissors de sorte que la longueur de greffe s'adapte à la distance entre les deux poignets.
- Répétez l'étape 4.1 à l'autre extrémité de l'aorte avec l'autre brassard pour compléter l'anastomose.
- Retirer la pince distale pour permettre la perfusion rétrograde.
- Après avoir atteint l'hémostase, retirez la pince proximale pour compléter l'anastomose.
- Enfin, fermez la plaie avec une suture continue de 6-0.
5. Soins postopératoires
- Surveillez la souris de près dans les 6 premiers h après l'opération, puis plusieurs fois par jour pendant les 72 premières heures après la transplantation pour détecter les complications instantanément.
- Pour l'analgésie postopératoire, injectez la souris transplantée avec de la buprénorphine (0,05-0,1 mg/kg) sous-cutanée directement après la transplantation, puis toutes les 12 h pendant 72 h pour fournir une analgésie appropriée et à long terme.
6. Explications de greffe aortique
- Anesthésiez l'animal transplanté avec une injection intrapéritonéale de midazolam (5 mg/kg; 5 mg/mL), de médétomicine (0,5 mg/kg; 1 mg/mL) et de fentanyl (0,05 mg/kg; 0,05 mg/mL) 4 semaines après la transplantation.
- Pincez les pieds postérieurs avec des forceps pour vérifier s'il y a des réflexes pour confirmer une anesthésie suffisante.
- Clip tous les cheveux de la région abdominale, thoracique et cervicale avec une tondeuse à cheveux électrique pour les petits animaux.
- Placez l'animal en position de supine sur un coussin chauffant sous le microscope et collez doucement ses jambes à la table d'opération avec des bandes de plâtre sensibles à la peau.
- Frotter le champ opératoire plusieurs fois avec de l'alcool.
- Effectuer une laparotomie abdominale de milieu de ligne avec de petits ciseaux et pousser les intestins légèrement vers le haut pour exposer le cava de veine inférieure (IVC).
- Injecter le veau cava inférieur (IVC) avec 1 ml de saline héparinisée à l'aide d'une aiguille de 30 G.
- Couper l'aorte abdominale et l'IVC sous les artères rénales avec de petits ciseaux pour exsanguiner l'animal donneur. Placez lâchement une compresse dans l'abdomen pour absorber le sang.
- Faire une incision de la peau de l'incision jugulaire à la mandibule inférieure droite avec de petits ciseaux correspondant à l'incision de la peau faite au cours de la procédure de transplantation.
- Identifiez la greffe aortique transplantée avec le brassard distal et proximal et enlevez tout tissu environnant avec des forceps.
- À l'aide de microscissors, couper à travers l'artère carotide commune distale et proximale à la greffe aortique avec les poignets afin d'explanter la greffe aortique avec les deux extrémités de manchette.
- Couper le segment aortique en deux et conserver les spécimens pour d'autres analyses (sections congelées, sections encastrées de paraffine, matériaucongelé) 13,14.
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Representative Results
Dans le modèle de transplantation entièrement MHC-inmatch, une couche néointimale concentrique peut être vue 4 semaines après la transplantation (figure 2). Cette couche se compose principalement des cellules musculaires lisses vasculaires comme coloration immunohistologique pour SM22 (un marqueur sélectif pour les cellules musculaires lisses vasculaires mûres) indiquée. Comme indiqué précédemment, ces cellules musculaires lisses vasculaires sont pathognomoniques pour des lésions vues dans la vasculopathie chronique d'allograft. Pour d'autres analyses, les segments aortiques doivent être sectionnés et tachés par Elastica van Gieson-staining. Ici, la couche néointimale peut facilement être différenciée aux fibres élastiques de la membrane élastique interne, divisant l'intima de Tunica du support de Tunica.
Afin d'évaluer un effet thérapeutique potentiel dans ce modèle, le rapport néointima-média, ainsi que le rétrécissement de la zone transversale luminal, peuvent être mesurés dans ces échantillons sectionnés13,15. Dans notre modèle modifié décrit de la transplantation aortique de non-suture, un taux de succès technique de 'gt.91% pourrait être réalisé dans plus de 300 transplantations aortiques exécutées. Ce taux de réussite élevé pourrait être accompli en utilisant un brassard fait de tubes en polyimide avec un diamètre extérieur de 0,610 mm et une épaisseur de mur de 0,0254 mm.
Figure 1 : Images peropératoires. (A) Couper l'artère carotide ligatée. (B) Fin carotide serrée après avoir enlevé la ligature et rincé la fin avec saline héparinisée. (C) Procédure de manchette. (D) Préparation complète du receveur (les deux carotides terminent menottées). (E) Segment aortique transplanté avant et (F) après reperfusion. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 2 : Spécimen histologique des segments aortiques transplantés 4 semaines après transplantation. (A) Coloration immunohistologique représentative avec SM22 (fluorescence verte) et DAPI (fluorescence bleue) montrant la couche néointimale épaisse composée de cellules musculaires lisses vasculaires. Les fibres élastiques sont indiquées dans la fluorescence rouge (grossissement 20x). (B) Inédita-van-Gieson colorant (10x grossissement). (C) Syngeneic a transplanté le segment aortique 4 semaines après la transplantation (grossissement de 10x). Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
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Discussion
La vasculopathie chronique d'allograft est la cause principale de la perte en retard de greffe après la transplantation pleine d'organe du coeur et les allogreffes rénales et pulmonaires probables8. Jusqu'ici, aucun régime thérapeutique causal n'a pu être développé afin d'empêcher la formation de CAV.
La physiopathologie du CAV est multifactorielle et implique des aspects immunologiques et non immunologiques16. L'utilisation de modèles de rongeurs dans la transplantation ont été essentielles pour comprendre la pathophysiologie sous-jacente des processus de rejet d'allogreffes dans la transplantation d'organes solides et ont aidé à identifier de nouvelles approches thérapeutiques qui empêchent le rejet17 . CAV est caractérisé par la formation d'une couche néointimale composée de cellules musculaires lisses vasculaires conduisant à un rétrécissement consécutif du vaisseau et la malperfusion de l'organe transplanté avec la détérioration ultérieure de la fonction d'organe7.
Dans le modèle décrit de transplantation aortique murine, la formation néointimale concentrique peut être observée dans les greffes aortiques thoraciques entièrement MHC (H-2d à H-2b) de décalage thoracique 4 semaines après la transplantation. Ces lésions se composent principalement de cellules musculaires vasculaires lisses (Figure 2). Shi et coll. ont décrit le premier modèle de souris de l'artériosclérose de greffe en 199418. Ils ont greffé un segment d'artère carotide à l'artère carotide par la fin à la suture latérale. En 1996, Koulack et coll. ont établi le premier modèle abdominal de transplantation aortique de souris en greffant un segment aortique à l'aorte infrarénale par anastomose de bout en bout19. Dietrich et coll. ont décrit pour la première fois l'utilisation d'une technique de manchette non-suture pour la transplantation d'un segment aortique thoracique à l'artère carotide en 200011.
Par rapport aux modèles murins utilisant l'anastomose microvasculaire pour transplanter des segments aortiques, la technique de manchette offre plusieurs avantages. Tout d'abord, la procédure est plus simple et plus facile à apprendre. Deuxièmement, le temps ischémique du segment aortique greffé est constant, puisque l'animal receveur est préparé d'abord pour l'anastomose avant l'acquisition du segment aortique du donneur est effectuée, minimisant le temps froid et chaud d'ischémie. Troisièmement, le diamètre de l'anastomose est maintenu constant en raison du caractère rigide du brassard en polyimide. Ainsi, les restrictions de la région anastomotique peuvent être négligées.
En outre, l'intervention chirurgicale est moins traumatisante pour l'animal receveur par rapport à la technique avec l'incision abdominale. En outre, la mise en œuvre de la technique de manchette offre la possibilité de différents types de transplantation d'organes solides tout en utilisant la même technique chez l'animal receveur11,20,21.
Même si nous sommes convaincus que cette technique microchirurgicale est plus facile à apprendre que d'autres modèles de greffe aortique décrits dans la littérature il ya quelques pièges possibles au cours de la procédure. Pendant l'opération du receveur, assurez-vous de cautériser correctement le muscle sternocleidomastoïde avant de le couper. Le muscle est bien vascularisé et des saignements graves peuvent se produire si les vaisseaux d'accompagnement ne sont pas complètement coagulés. Ces saignements sont difficiles à contrôler car le muscle se rétracte une fois complètement disséqué. En outre, tout en mobilisant l'artère carotide commune assurez-vous de ne pas saisir directement l'artère elle-même.
La procédure de manchette elle-même est la partie la plus difficile de l'opération de loin et la plus susceptible de défaillance. Il est donc essentiel de travailler avec la bonne longueur de l'artère carotide. Au début, les chirurgiens ont tendance à préparer trop peu de longueur de l'artère carotide, ce qui rend la procédure beaucoup plus difficile à compléter. En outre, au début, les chirurgiens ont tendance à définir la ligature de division autour de l'artère carotide commune en plein milieu du champ opératoire. Cela peut conduire à des difficultés tout en effectuant le brassard plus crânien situé que ce segment d'extrémité carotide est assez rigide et difficile à mobiliser. Pendant ce temps, une partie importante de l'artère carotide commune peut être mobilisée par une légère tension de la zone au-dessous de la clavicule. Par conséquent, nous proposons ligating l'artère carotide légèrement plus proximally pour laisser plus de longueur à la partie crânienne de l'artère carotide commune. Une fois que l'artère carotide commune est disséquée et les extrémités sont passées par les poignets et fixées avec les pinces vasculaires, la dilatation de l'artère carotide doit être exécutée. Dans cette partie de l'opération, il est très important de ne pas trop étirer le navire, car cela peut endommager le mur du navire, ce qui entraîne une défaillance pendant la procédure de manchette. La rotation de l'ensemble du champ opératoire de sorte que la traction est en ligne avec l'alignement de la pince artérielle sur le brassard facilite la procédure.
Tout en s'acquérant le segment aortique, assurez-vous de ne pas arracher les artères intercostales ou d'autres branches de l'aorte thoracique. D'autre part, prendre soin de ne pas cautériser trop près de l'aorte thoracique afin d'éviter les dommages de la greffe avec un risque accru de thrombose de la greffe après la transplantation.
Tout en implantant le segment aortique, assurez-vous que les deux extrémités sont correctement alignées afin d'empêcher la torsion de la greffe. En outre, le segment aortique doit être raccourci à la longueur correcte pour empêcher la parenté pendant la réperfusion. Lorsque vous réperperfuser la greffe, assurez-vous de toujours ouvrir la pince plus crânienne d'abord pour observer l'hémostasie. De petites hémorragies d'artères intercostales non complètement coagulées peuvent être contrôlées en appliquant une pression douce avec un petit coton-tige.
La transplantation entière devrait prendre moins d'une heure avec un maximum de 30 minutes pour la préparation du receveur et un maximum de 15 minutes chacun e pour l'opération et l'implantation du donneur.
L'inconvénient le plus discuté de cette méthode est que le brassard persistera dans l'anastomose pendant la durée de l'expérience. Cela pourrait conduire à une certaine réaction du corps étranger et un risque possible plus élevé de thrombose. Cependant, les analyses histopathologiques des spécimens transplantés avec la technique de manchette ont indiqué seulement la réaction étrangère douce de corps de la greffe et du tube22. Une autre limitation discutée de la procédure est le placement hétérotopique de l'aorte thoracique dans l'artère carotide commune. En raison des diamètres différents de navire entre l'aorte thoracique et l'artère carotide commune, on pourrait s'attendre à un écoulement plus turbulent dans le segment aortique transplanté par rapport à un interpositionnement aortique orthotropique. Cela pourrait conduire à des changements intimal basés méthodiques. Cependant, les segments transplantés syngénétiques n'ont révélé que peu de formation de néointima excluant un biais méthodique basé (voir la figure 2).
Cet article vise à faciliter la mise en œuvre de ce modèle par d'autres chercheurs dans leurs laboratoires. Avec les modifications mentionnées ci-dessus, ce modèle de souris de la transplantation aortique peut être accompli avec des qualifications microchirurgicales de base, tout en réalisant un taux de succès élevé.
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Disclosures
Les auteurs déclarent qu'ils n'ont pas d'intérêts financiers concurrents.
Acknowledgments
aucun.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Balb-c Mice (H2-d) | Charles River | Strain# 028 | Donor animal |
| Bipolar cautery system | ERBE | ICC 50 / 20195-023 | Bipolar cautery |
| C57BL/6J (H-2b) | Charles River | Strain# 027 | Recipient animal |
| Halsey Needle Holders | FST | 12501-12 | Needle Holder |
| Halsted-Mosquito Forceps | AESCULAP | BH111R | Curved Clamp |
| Medical Polyimide Tubing | Nordson MEDICAL | 141-0031 | Cuff-Material |
| Micro Serrefines | FST | 18055-04 | Micro Vessel Clip |
| Micro-Adson Forceps (serrated) | FST | 11018-12 | Standard Forceps |
| Micro-Serrefine Clamp Applying Forceps | FST | 18057-14 | Clipapplicator |
| S&T Forceps - SuperGrip Tips (Angled 45°) | S&T | 00649-11 | Fine Forceps |
| S&T Vessel Dilating Forceps - Angled 10° (Tip diameter 0.2 mm) | S&T | 00125-11 | Vesseldilatator |
| Schott VisiLED Set | Schott | MC 1500 / S80-55 | Light |
| Stereoscopic microscope | ZEISS | SteREO Discovery.V8 | Microscope |
| Student Fine Scissors / Surgical Scissors - Sharp-Blunt | FST | 91460-11 / 14001-12 | Standard Sissors |
| Vannas-Tübingen Spring Scissors (curved, 8.5 cm) | FST | 15004-08 | Microsissors (curved) |
| Vannas-Tübingen Spring Scissors (straight, 8.5 cm) | FST | 15003-08 | Microsissors (straight) |
References
- Rana, A., et al. Survival benefit of solid-organ transplant in the United States. JAMA Surgery. 150 (3), 252-259 (2015).
- Rana, A., Godfrey, E. L. Outcomes in Solid-Organ Transplantation: Success and Stagnation. Texas Heart Institute Journal. 46 (1), 75-76 (2019).
- Meier-Kriesche, H. U., Schold, J. D., Srinivas, T. R., Kaplan, B. Lack of improvement in renal allograft survival despite a marked decrease in acute rejection rates over the most recent era. American Journal of Transplantation. 4 (3), 378-383 (2004).
- Bagnasco, S. M., Kraus, E. S. Intimal arteritis in renal allografts: new takes on an old lesion. Current Opinion in Organ Transplantation. 20 (3), 343-347 (2015).
- Hollis, I. B., Reed, B. N., Moranville, M. P. Medication management of cardiac allograft vasculopathy after heart transplantation. Pharmacotherapy. 35 (5), 489-501 (2015).
- Verleden, G. M., Raghu, G., Meyer, K. C., Glanville, A. R., Corris, P. A new classification system for chronic lung allograft dysfunction. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 33 (2), 127-133 (2014).
- Ramzy, D., et al. Cardiac allograft vasculopathy: a review. Canadian Journal of Surgery. 48 (4), 319-327 (2005).
- Skoric, B., et al. Cardiac allograft vasculopathy: diagnosis, therapy, and prognosis. Croatian Medical Journal. 55 (6), 562-576 (2014).
- Koulack, J., et al. Development of a mouse aortic transplant model of chronic rejection. Microsurgery. 16 (2), 110-113 (1995).
- Rowinska, Z., et al. Using the Sleeve Technique in a Mouse Model of Aortic Transplantation - An Instructional Video. Journal of Visualized Experiments. (128), (2017).
- Dietrich, H., et al. Mouse model of transplant arteriosclerosis: role of intercellular adhesion molecule-1. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 20 (2), 343-352 (2000).
- Mähler Convenor, M., et al. FELASA recommendations for the health monitoring of mouse, rat, hamster, guinea pig and rabbit colonies in breeding and experimental units. Laboratory Animals. 48 (3), 178-192 (2014).
- Ollinger, R., et al. Blockade of p38 MAPK inhibits chronic allograft vasculopathy. Transplantation. 85 (2), 293-297 (2008).
- Thomas, M. N., et al. SDF-1/CXCR4/CXCR7 is pivotal for vascular smooth muscle cell proliferation and chronic allograft vasculopathy. Transplant International. 28 (12), 1426-1435 (2015).
- Ollinger, R., et al. Bilirubin: a natural inhibitor of vascular smooth muscle cell proliferation. Circulation. 112 (7), 1030-1039 (2005).
- Segura, A. M., Buja, L. M. Cardiac allograft vasculopathy: a complex multifactorial sequela of heart transplantation. Texas Heart Institute Journal. 40 (4), 400-402 (2013).
- McDaid, J., Scott, C. J., Kissenpfennig, A., Chen, H., Martins, P. N. The utility of animal models in developing immunosuppressive agents. European Journal of Pharmacology. 759, 295-302 (2015).
- Shi, C., Russell, M. E., Bianchi, C., Newell, J. B., Haber, E. Murine model of accelerated transplant arteriosclerosis. Circulation Research. 75 (2), 199-207 (1994).
- Koulack, J., et al. Importance of minor histocompatibility antigens in the development of allograft arteriosclerosis. Clinical Immunology and Immunopathology. 80 (3 Pt 1), 273-277 (1996).
- Maglione, M., et al. A novel technique for heterotopic vascularized pancreas transplantation in mice to assess ischemia reperfusion injury and graft pancreatitis. Surgery. 141 (5), 682-689 (2007).
- Oberhuber, R., et al. Murine cervical heart transplantation model using a modified cuff technique. Journal of Visualized Experiments. (92), e50753 (2014).
- Nakao, A., Ogino, Y., Tahara, K., Uchida, H., Kobayashi, E. Orthotopic intestinal transplantation using the cuff method in rats: a histopathological evaluation of the anastomosis. Microsurgery. 21 (1), 12-15 (2001).
