Summary
Hier stellen wir ein Protokoll der heterotopischen Aortentransplantation bei Mäusen mit der Nicht-Naht-Manschettentechnik in einem zervikalen Murin-Modell vor. Dieses Modell kann verwendet werden, um die zugrunde liegende Pathologie der chronischen Allograft-Vaskulopathie (CAV) zu untersuchen und kann helfen, neue therapeutische Wirkstoffe zu bewerten, um ihre Bildung zu verhindern.
Abstract
Mit der Einführung leistungsfähiger immunsuppressiver Protokolle sind deutliche Fortschritte bei der Prävention und Therapie akuter Abstoßungsepisoden möglich. In den letzten Jahrzehnten konnten jedoch nur geringfügige Verbesserungen der langzeitigen Ergebnisse transplantierter fester Organe beobachtet werden. In diesem Zusammenhang stellt die chronische Allograft-Vaskulopathie (CAV) nach wie vor die Hauptursache für spätes Organversagen bei Herz-, Nieren- und Lungentransplantationen dar.
Bislang bleibt die zugrunde liegende Pathogenese der CAV-Entwicklung unklar, was erklärt, warum derzeit wirksame Behandlungsstrategien fehlen, und betont, dass relevante experimentelle Modelle benötigt werden, um die zugrunde liegende Pathophysiologie zu untersuchen, die zu CAV-Bildung. Das folgende Protokoll beschreibt ein murines heterotopes zervikales Aortentransplantationsmodell mit einer modifizierten Nicht-Naht-Manschettentechnik. Bei dieser Technik wird ein Segment der Thoraxaorta in der rechten gemeinsamen Halsschlagader interpositioniert. Mit der Nicht-Naht-Manschettentechnik kann ein leicht zu erlernendes und reproduzierbares Modell erstellt werden, das die mögliche Heterogenität von nähten vaskulären Mikroanastomosen minimiert.
Introduction
In den letzten sechs Jahrzehnten hat sich die solide Organtransplantation von einem experimentellen Verfahren zu einem Standard der Behandlung von Organversagen im Endstadium entwickelt1. Durch die Verbesserung antimikrobieller Wirkstoffe, operationschirurgische rativer Techniken und fortschritten in immunsuppressiven Regimentern hat die frühe Erfolgsrate der soliden Organtransplantation in den letzten Jahrzehnten deutlich zugenommen2.
Die langfristigen Transplantatüberlebensraten haben sich jedoch nicht signifikant verbessert3. Die Entwicklung von CAV ist der Hauptfaktor, der das langfristige Überleben begrenzt4,5,6. Diese Pathologie zeichnet sich durch die Bildung einer konzentrischen neointimalen Schicht aus glatten Muskelzellen aus, die zu einer fortschreitenden Verengung des Gefäßes und einer aufeinanderfolgenden Malperfusion des transplantierten festigen Organs führt. Bei Herztransplantationsempfängern können CAV-Läsionen bei bis zu 75% der Patienten 3 Jahre nach Transplantation7diagnostiziert werden.
Die Pathophysiologie der CAV ist noch nicht vollständig verstanden. Es scheint mit zahlreichen immunologischen und nicht-immunologischen Faktoren zusammenzustehen, was zu endotheliale Schäden mit anschließender endotheliale Aktivierung und Dysfunktion8führt. Bisher gibt es keine kausale Behandlungsmöglichkeit zur Prävention von CAV, was die Notwendigkeit eines reproduzierbaren Kleintiermodells unterstreicht, um die Bildung und mögliche Therapie von CAV zu untersuchen.
Mit der Verwendung von murinen Aortentransplantationsmodellen können CAV-ähnliche Läsionen 4 Wochen nach der Transplantation beobachtet werden. Diese Läsionen bestehen hauptsächlich aus vaskulären glatten Muskelzellen, die damit der menschlichen Pathologie ähneln. Aufgrund einer Vielzahl von transgenen und ausgeschlagenen Mäusen bietet der Einsatz von Mausmodellen in transplantatassoziierten Pathologien eine einzigartige Gelegenheit, neue therapeutische Optionen zu identifizieren und ihre Entwicklung zu verstehen. Aufgrund des geringen Durchmessers der transplantierten Gefäße ist der Einsatz von Mausmodellen jedoch häufig mit langen Lernkurven und einer anfänglichen hohen Komplikationsratevon 9verbunden. Mit der Einführung der Nicht-Naht-Manschettentechnik kann dieser anspruchsvollste Teil der Operation erleichtert und der Durchmesser der Anastomose konstant gehalten wird10,11.
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Protocol
Alle Experimente wurden nach den Richtlinien des Tierschutzgesetzes (TierSchG) durchgeführt. (AZ: 55.2-1-54-2532.Vet_02-80-2015).
1. Tierhaltung
- Für Experimente verwenden Sie männliche C57BL/6- und BALB/c-Mäuse mit einem Gewicht von 20-25 g mit C57BL/6-Mäusen als Empfängertiere und BALB/c-Mäuse als Spendertiere.
- Kaufen Sie die Tiere und das Haus in einer barrierefreien Anlage, gemäß den FELASA-Richtlinien für die Gesundheitsüberwachung12.
- Halten Sie die Mäuse in Standard Makrolon Käfige mit Anreicherung Nistmaterial. Bieten Sie ad libitum Zugang zu Wasser und Pellet-Lebensmittel bei einem Tag /Nacht-Zyklus von 12 h.
- Halten Sie die Raumtemperatur bei 22 °C bei 2 °C und die relative Luftfeuchtigkeit bei 55 bis 5 %.
2. Empfängervorbereitung
- Erstens das Empfängertier (C57BL/6) mit einer intraperitonealen Injektion von Midazolam (5 mg/kg; 5 mg/ml), Medetomidin (0,5 mg/kg; 1 mg/ml) und Fentanyl (0,05 mg/kg; 0,05 mg/ml) anzubescheine.
HINWEIS: Die richtige Tiefe der Anästhesie sollte in 5-10 min erreicht werden.- Kneifen Sie die Hinterfüße mit Zangen, um nach Reflexen zu suchen, um die Tiefe der Anästhesie zu bestätigen.
- Schneiden Sie alle Haare des zervikalen Seitenbereichs mit einem elektrischen Haarschneider für Kleine Tiere ab und tragen Sie eine ophthalmologische Salbe mit Wattestäbchen auf, um zu verhindern, dass die Augen während des Eingriffs austrocknen.
- Legen Sie das Tier in einer Supine-Position auf einem Heizkissen unter dem Mikroskop und verkleben Sie seine Beine vorsichtig mit hautempfindlichen Gipsstreifen an den Operationstisch.
- Neigen Sie den Kopf zurück und schrubben Sie das Operative Feld mehrmals mit Alkohol.
- Machen Sie einen Hautschnitt vom Jugularschnitt nach rechts unter dem Kiefer mit einer kleinen Schere.
- Entfernen Sie den rechten unteren Lappen der submandibulären Drüse über bipolare Kautery des Gefäßpedikles und anschließende Exzision mit Mikroschere.
- Entfernen Sie den rechten Sternocleidomastoidmuskel über bipolare Kautery des oberen und unteren Teils und anschließende Exzision mit Mikroschere, um Zugang zur gemeinsamen Halsschlagader zu erhalten.
- Mobilisieren Sie die gemeinsame Halsschlagader so weit wie möglich distal und proximal, indem Sie das umgebende Bindegewebe mit feinen Zangen auseinanderziehen.
- Binden Sie zwei 7-0 Seidenligaturen mit minimalem Abstand zwischen jeder um die Mitte der gemeinsamen Halsschlagader und transsektieren Sie die gemeinsame Halsschlagader mit feiner Mikroschere zwischen den Ligaturen.
- Passieren Sie das proximale, ligande Ende durch die Manschette und fixieren Sie es mit einer kleinen Arterienklemme.
HINWEIS: Die Manschetten, die bei diesem Verfahren verwendet wurden, wurden mit Mikroscheren aus Polyimidrohren mit einem Außendurchmesser von 0,610 mm und einer Wandstärke von 0,0254 mm geschnitten. Die fertigen Manschetten hatten eine Länge von 2 mm mit einer Hälfte, die für den Manschettenprozess verwendet wird, da es sich um einen vollen Zylinder und die andere Hälfte, die geklemmt ist, um einen Halbzylinder handelt. - Entfernen Sie die Ligatur mit feiner Mikroschere, so nah wie möglich an der Ligatur, und spülen Sie das Lumen mit heparinisierter Saline (50 I.E./ml) mit einer 30 G Nadel, wobei darauf zu achten ist, dass die Gefäßwände nicht beschädigt werden.
- Entbessern Sie das offene Lumen mit feinen Gefäßdilatatoren und ziehen Sie den Karotisstumpf über die Manschette, indem Sie ihn sanft über das Polyimidrohr ziehen.
- Beheben Sie das everted Carotis sofort mit einer lose vorgebundenen 7-0 Seidenschlaufe.
HINWEIS: Lose vor der Bindung 4 7-0 Seidenschlaufen mit einem Durchmesser von etwa 1,5 mm vor der Operation, um die Manschette-Verfahren glatter und einfacher zu machen. - Führen Sie das gleiche Verfahren (2.10-2.13) am anderen Ende der Halsschlagader durch.
- Stellen Sie das Empfängertier beiseite und befeuchten Sie das Operationsfeld mit Einer Linie, bis das Aortensegment explantiert wird.
3. Spenderoperation
- Anästhetisieren Sie die Spendermaus (BALB/c) auf die gleiche Weise wie das Empfängertier.
- Kneifen Sie die Hinterfüße mit Zangen, um nach Reflexen zu suchen, um eine ausreichende Anästhesie zu bestätigen.
- Schneiden Sie alle Haare der Bauch- und Brustbereich mit einem elektrischen Haarschneider für kleine Tiere und wenden Sie ophthalmologische Salbe mit Wattestäbchen, um zu verhindern, dass die Augen während des Eingriffs austrocknen.
- Legen Sie das Tier in einer Supine-Position auf einem Heizkissen unter dem Mikroskop und verkleben Sie seine Beine vorsichtig mit hautempfindlichen Gipsstreifen an den Operationstisch.
- Das Operative Feld mehrmals mit Alkohol zu beschrubben.
- Führen Sie eine Mittellinien-Bauchlaparotomie mit einer kleinen Schere durch und schieben Sie den Darm leicht nach oben, um die unterlegene Vena cava (IVC) freizulegen.
- Injizieren Sie die minderwertige Vena cava (IVC) mit 1 ml heparinisierter Saline mit einer 30 G Nadel.
- Schneiden Sie die Bauchaorta und IVC unterhalb der Nierenarterien mit einer kleinen Schere, um das Spendertier zu exsanguinate. Legen Sie eine Kompresse locker in den Bauch, um das Blut zu absorbieren.
- Führen Sie eine Thorakotomie bei der bilateralen Ablenkung der Rippen mit der Schere durch und kippen Sie die vordere Brustwand kranially mit einer chirurgischen Klemme, um das Mediastinum freizulegen.
- IVC und Speiseröhre direkt über der Membran mit Mikroschere schneiden.
- Entfernen Sie das Herz und die Lunge, indem Sie sie mit Zangen nach oben kippen, die den Schnitt IVC/Ösophagus halten, und sie dann mit Mikroscheren von ihrer Basis ausziehen, um Zugang zur Thoraxaorta im dorsalen Mediastinum zu erhalten.
- Mobilisieren Sie die thorakale Aorta aus ihrem umgebenden Gewebe, indem Sie das umgebende Bindegewebe und Fett mit feiner Zange auseinanderziehen und dabei darauf achten, keine interkostalen Arterien zu beschädigen.
- Kauterisieren Sie alle Zweige aus der thorakalen Aorta mit bipolaren Kauzangenzangen und verbrauchen Sie das Aortensegment zwischen dem Zwerchfell und dem Aortenbogen mit Mikroschere.
- Spülen Sie das ausgeschnittene Aortensegment mit einer 30 G-Nadel, während Sie darauf achten, die Gefäßwände nicht zu beschädigen, restliches Blut oder Gerinnsel zu entfernen und das Transplantat an das Empfängertier zu übertragen.
HINWEIS: Stellen Sie das Aortentransplantat während der Übertragung direkt in die ungefähr richtige Position des Empfängers. Wenn es Probleme gibt, die verschiedenen Enden des Transplantats im Empfängertier zu verwirren, könnte eine lose Ligatur um das distale Ende helfen.
4. Implantation
- Ziehen Sie das proximale Ende des Spenderaortensegments über die proximale Manschette auf der immerwieder verzierten Halsschlagader mit feiner Zange und fixieren Sie es sofort mit einer lose vorgebundenen 7-0 Seidenschlaufe.
- Schneiden Sie das distale, freie Ende des Aortentransplantats mit Mikroschere, so dass die Transplantatlänge den Abstand zwischen den beiden Manschetten anpasst.
- Wiederholen Sie Schritt 4.1 am anderen Ende der Aorta mit der anderen Manschette, um die Anastomose abzuschließen.
- Entfernen Sie die distale Klemme, um eine retrograde Perfusion zu ermöglichen.
- Nach Erreichen der Hämostase entfernen Sie die proximale Klemme, um die Anastomose zu vervollständigen.
- Schließen Sie schließlich die Wunde mit 6-0 kontinuierliche Naht.
5. Postoperative Pflege
- Überwachen Sie die Maus in den ersten 6 h nach der Operation und dann mehrmals täglich für die ersten 72 h nach der Transplantation, um Komplikationen sofort zu erkennen.
- Bei postoperativer Analgesie die transplantierte Maus direkt nach der Transplantation mit Buprenorphin (0,05-0,1 mg/kg) subkutan und dann alle 12 h für 72 h subkutan injizieren, um eine angemessene, langfristige Analgesie zu gewährleisten.
6. Aortentransplantat-Erklärungen
- Anästhetisieren Sie das transplantierte Tier mit einer intraperitonealen Injektion von Midazolam (5 mg/kg; 5 mg/ml), Medetomidin (0,5 mg/kg; 1 mg/ml) und Fentanyl (0,05 mg/kg; 0,05 mg/ml) 4 Wochen nach der Transplantation.
- Kneifen Sie die Hinterfüße mit Zangen, um nach Reflexen zu suchen, um eine ausreichende Anästhesie zu bestätigen.
- Clip alle Haare der Bauch-, Brust- und Gebärmutterhalsbereich mit einem elektrischen Haarschneider für kleine Tiere.
- Legen Sie das Tier in einer Supine-Position auf einem Heizkissen unter dem Mikroskop und verkleben Sie seine Beine vorsichtig mit hautempfindlichen Gipsstreifen an den Operationstisch.
- Das Operative Feld mehrmals mit Alkohol zu beschrubben.
- Führen Sie eine Mittellinien-Bauchlaparotomie mit einer kleinen Schere durch und schieben Sie den Darm leicht nach oben, um die unterlegene Vena cava (IVC) freizulegen.
- Injizieren Sie die minderwertige Vena cava (IVC) mit 1 ml heparinisierter Saline mit einer 30 G Nadel.
- Schneiden Sie die Bauchaorta und IVC unterhalb der Nierenarterien mit einer kleinen Schere, um das Spendertier zu exsanguinate. Legen Sie eine Kompresse locker in den Bauch, um das Blut zu absorbieren.
- Machen Sie einen Hautschnitt vom Jugularschnitt nach rechts unter dem Unterkiefer mit einer kleinen Schere entsprechend dem Hautschnitt, der während des Transplantationsvorgangs gemacht wird.
- Identifizieren Sie das transplantierte Aortentransplantat zusammen mit der distalen und proximalen Manschette und entfernen Sie stumpf jedes umgebende Gewebe mit Zangen.
- Mit Mikroschere, schneiden Sie durch die gemeinsame Carotis Arterie distal und proximal zum Aortentransplantat mit den Manschetten, um das Aortentransplantat zusammen mit den beiden Manschettenenenden zu explantieren.
- Schneiden Sie das Aortensegment halbieren und bewahren Sie die Proben für weitere Analysen (gefrorene Abschnitte, paraffineingebettete Abschnitte, Schnapptiefmaterial)13,14.
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Representative Results
Im vollständig MHC-Mismatch-Transplantationsmodell ist 4 Wochen nach der Transplantation eine konzentrische neointimale Schicht zu sehen (Abbildung 2). Diese Schicht besteht hauptsächlich aus vaskulären glatten Muskelzellen als immunhistologische Färbung für SM22 (ein selektiver Marker für reife vaskuläre glatte Muskelzellen) offenbart. Wie bereits erwähnt, Diese vaskulären glatten Muskelzellen sind pathognomonisch für Läsionen in chronischer Allograft Vaskulopathie gesehen. Für weitere Analysen sollten Aortensegmente durch Elastica van Gieson-Färbung geschnitten und gebeizt werden. Hierlässt sich die Neointimschicht leicht von den elastischen Fasern der inneren elastischen Membran unterscheiden und trennt die Tunika-Intima von den Tunica-Medien.
Um eine mögliche therapeutische Wirkung in diesem Modell zu bewerten, können das Neointima-Medienverhältnis sowie die verenken Querschnittsflächen verengt werden. In unserem beschriebenen modifizierten Modell der nicht-suturen Aortentransplantation konnte bei über 300 durchgeführten Aortentransplantationen eine technische Erfolgsquote von >91% erreicht werden. Diese hohe Erfolgsquote konnte durch die Verwendung einer Manschette aus Polyimidrohren mit einem Außendurchmesser von 0,610 mm und einer Wandstärke von 0,0254 mm erreicht werden.
Abbildung 1: Intraoperative Bilder. (A) Schneiden der ligaierten Halsschlagarterie. (B) Geklemmtes Karotisende nach Dem Entfernen der Ligatur und Spülen des Endes mit heparinisierter Kochnische. (C) Manschettenverfahren. (D) Abgeschlossene Empfängervorbereitung (beide Karotisen enden gefesselt). (E) Transplantiertes Aortensegment vor und (F) nach der Reperfusion. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 2: Histologische Probe transplantierter Aortensegmente 4 Wochen nach der Transplantation. (A) Repräsentative immunhistologische Färbung mit SM22 (grüne Fluoreszenz) und DAPI (blaue Fluoreszenz), die die dicke Neointimschicht zeigt, die aus vaskulären glatten Muskelzellen besteht. Die elastischen Fasern sind in roter Fluoreszenz (20x Vergrößerung) dargestellt. (B) Elastica-van-Gieson Färbung (10x Vergrößerung). (C) Syngene transplantiertes Aortensegment 4 Wochen nach der Transplantation (10-fache Vergrößerung). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
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Discussion
Chronische Allograft Vaskulopathie ist die Hauptursache für späten Transplantatverlust nach solider Organtransplantation des Herzens und wahrscheinlich Nieren- und Lungenallografts8. Bisher konnte kein kausales therapeutisches Regime entwickelt werden, um die Bildung von CAV zu verhindern.
Die Pathophysiologie der CAV ist multifaktoriell und beinhaltet immunologische und nicht-immunologische Aspekte16. Die Verwendung von Nagetiermodellen bei der Transplantation war wesentlich für das Verständnis der zugrunde liegenden Pathophysiologie von Allograft-Abstoßungsprozessen bei der Transplantation von festen Organen und half, neuartige therapeutische Ansätze zu identifizieren, die eine Abstoßung verhindern17 . CAV zeichnet sich durch die Bildung einer neointimalen Schicht aus vaskulären glatten Muskelzellen aus, die zu einer konsekutiven Verengung des Gefäßes und einer Malperfusion des transplantierten Organs mit anschließender Verschlechterung der Organfunktion7führt.
Im beschriebenen murinen aortenförmigen Transplantationsmodell kann die konzentrische neointimale Bildung bei vollständig MHC (H-2d bis H-2b) Mismatch thorakalatotische Aortentransplantate 4 Wochen nach der Transplantation beobachtet werden. Diese Läsionen bestehen in erster Linie aus vaskulären glatten Muskelzellen (Abbildung 2). Shi et al. beschrieb 1994 das erste Mausmodell der Transplantationsarteriosklerose1994 18. Sie transplantierten ein Carotis-Arteriensegment an die Halsschlagader, indem sie sich am Ende der Seite nähten. 1996 etablierten Koulack et al. das erste abdominale Maus-Aortentransplantationsmodell, indem sie ein Aortensegment durch End-to-End-Anastomose19in die Infrarot-Aorta transplantiert. Dietrich et al. beschrieben erstmals 2000 den Einsatz einer Nicht-Naht-Manschettentechnik zur Transplantation eines Thoraxaortensegments in die Halsschlagader im Jahr 200011.
Im Vergleich zu Mausmodellen, bei der mikrovaskuläre Anastomose zur Transplantation von Aortensegmenten verwendet wird, bietet die Manschettentechnik mehrere Vorteile. Erstens ist das Verfahren einfacher und leichter zu erlernen. Zweitens ist die ischämische Zeit des transplantierten Aortensegments konstant, da das Empfängertier zuerst auf die Anastomose vorbereitet wird, bevor die Beschaffung des Aortensegments des Spenders durchgeführt wird, wodurch die kalte und warme Ischämiezeit minimiert wird. Drittens wird der Durchmesser der Anastomose aufgrund des starren Charakters der Polyimidmanschette konstant gehalten. So können strenge Vorschriften der anastomotischen Region vernachlässigt werden.
Darüber hinaus ist der chirurgische Eingriff für das Empfängertier weniger traumatisch als bei der Technik mit dem Bauchschnitt. Darüber hinaus bietet die Implementierung der Manschettentechnik die Möglichkeit verschiedener Arten von Festorgantransplantationen unter Verwendung der gleichen Technik im Empfängertier11,20,21.
Auch wenn wir davon überzeugt sind, dass diese mikrochirurgische Technik leichter zu erlernen ist als andere in der Literatur beschriebene Aortentransplantationsmodelle, gibt es einige mögliche Fallstricke während des Eingriffs. Achten Sie während der Operation des Empfängers darauf, den sternocleidomastoiden Muskel vor dem Schneiden richtig zu kauterisieren. Der Muskel ist gut vaskularisiert und starke Blutungen können auftreten, wenn die begleitenden Gefäße nicht gründlich koaguliert sind. Diese Blutungen sind schwer zu kontrollieren, da der Muskel sich nach vollständiger Zersez zurückziehen wird. Darüber hinaus, während die gemeinsame Halsschlagader zu mobilisieren, sicher sein, nicht direkt greifen die Arterie selbst.
Das Manschettenverfahren selbst ist der bei weitem schwierigste Teil der Operation und am anfälligsten für Ausfälle. Es ist daher wichtig, mit der richtigen Länge der Halsschlagader zu arbeiten. Am Anfang neigen Chirurgen dazu, zu wenig Länge der Halsschlagader vorzubereiten, was das Verfahren viel schwieriger zu vervollständigen macht. Darüber hinaus neigen Chirurgen am Anfang dazu, die Trennligatur um die gemeinsame Halsschlagader mitten im Operationsfeld zu stellen. Dies kann zu Schwierigkeiten bei der Durchführung der eher kranialen Manschette führen, da dieses Karotis-Endsegment ziemlich starr und schwer zu mobilisieren ist. In der Zwischenzeit kann ein erheblicher Teil der gemeinsamen Halsschlagader durch leichte Spannung aus dem Bereich unterhalb des Schlüsselbeins mobilisiert werden. Daher schlagen wir vor, die Halsschlagader etwas proximischer zu ligieren, um dem Schädelteil der gemeinsamen Halsschlagader mehr Länge zu lassen. Sobald die gemeinsame Halsschlagader seziert und die Enden durch die Manschetten geleitet und mit den Gefäßklemmen fixiert sind, muss eine Erweiterung der Halsschlagader durchgeführt werden. In diesem Teil der Operation ist es sehr wichtig, das Gefäß nicht zu überdehnen, da dies die Gefäßwand beschädigen kann, was zu einem Ausfall während des Manschettenvorgangs führen kann. Das Drehen des gesamten Einsatzfeldes, so dass die Traktion mit der Ausrichtung der arteriellen Klemme an der Manschette im Einklang steht, erleichtert den Ablauf.
Achten Sie bei der Beschaffung des Aortensegments darauf, keine interkostalen Arterien oder andere Zweige der Thoraxaorta herauszureißen. Auf der anderen Seite achten Sie darauf, nicht zu nah an der Thoraxaorta kauterisieren, um Schäden des Transplantats mit erhöhtem Thromboserisiko des Transplantats nach der Transplantation zu verhindern.
Achten Sie beim Implantieren des Aortensegments darauf, dass beide Enden richtig ausgerichtet sind, um eine Torsion des Transplantats zu verhindern. Darüber hinaus sollte das Aortensegment auf die richtige Länge verkürzt werden, um Knicken während der Reperfusion zu verhindern. Wenn Sie das Transplantat reperfieren, achten Sie darauf, immer die eher Schädelklemme zuerst zu öffnen, um Hämostase zu beobachten. Kleine Blutungen von nicht vollständig koagulierten Interkostalarterien können durch sanften Druck mit einem kleinen Wattestäbchen gesteuert werden.
Die gesamte Transplantation sollte weniger als eine Stunde mit maximal 30 Minuten für die Vorbereitung des Empfängers und maximal 15 Minuten für die Spenderoperation und Implantation dauern.
Der am meisten diskutierte Nachteil dieser Methode ist, dass die Manschette während der Dauer des Experiments in der Anastomose verbleibt. Dies könnte zu einer gewissen Fremdkörperreaktion und einem möglicherweise höheren Thromboserisiko führen. Allerdings ergaben histopathologische Analysen von Proben, die mit der Manschettentechnik transplantiert wurden, nur eine milde Fremdkörperreaktion des Transplantats und der Schläuche22. Eine weitere diskutierte Einschränkung des Verfahrens ist die heterotopische Platzierung der thorakalen Aorta in die gemeinsame Halsschlagader. Aufgrund der unterschiedlichen Gefäßdurchmesser zwischen der Thoraxaorta und der gemeinsamen Halsschlagader konnte man im transplantierten Aortensegment im Vergleich zu einer orthotropen Aortenversetzung einen turbulenteren Fluss erwarten. Dies könnte zu methodischen intimalen Veränderungen führen. Syngene transplantierte Segmente zeigten jedoch nur wenig Neointimabildung, die eine methodische Voreingenommenheit ausschloss (siehe Abbildung 2).
Dieses Papier zielt darauf ab, die Umsetzung dieses Modells durch andere Forscher in ihren Laboratorien zu erleichtern. Mit den oben genannten Modifikationen kann dieses Mausmodell der Aortentransplantation mit grundlegenden mikrochirurgischen Fähigkeiten erreicht werden, während eine hohe Erfolgsrate erreicht wird.
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Disclosures
Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen haben.
Acknowledgments
nichts.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Balb-c Mice (H2-d) | Charles River | Strain# 028 | Donor animal |
| Bipolar cautery system | ERBE | ICC 50 / 20195-023 | Bipolar cautery |
| C57BL/6J (H-2b) | Charles River | Strain# 027 | Recipient animal |
| Halsey Needle Holders | FST | 12501-12 | Needle Holder |
| Halsted-Mosquito Forceps | AESCULAP | BH111R | Curved Clamp |
| Medical Polyimide Tubing | Nordson MEDICAL | 141-0031 | Cuff-Material |
| Micro Serrefines | FST | 18055-04 | Micro Vessel Clip |
| Micro-Adson Forceps (serrated) | FST | 11018-12 | Standard Forceps |
| Micro-Serrefine Clamp Applying Forceps | FST | 18057-14 | Clipapplicator |
| S&T Forceps - SuperGrip Tips (Angled 45°) | S&T | 00649-11 | Fine Forceps |
| S&T Vessel Dilating Forceps - Angled 10° (Tip diameter 0.2 mm) | S&T | 00125-11 | Vesseldilatator |
| Schott VisiLED Set | Schott | MC 1500 / S80-55 | Light |
| Stereoscopic microscope | ZEISS | SteREO Discovery.V8 | Microscope |
| Student Fine Scissors / Surgical Scissors - Sharp-Blunt | FST | 91460-11 / 14001-12 | Standard Sissors |
| Vannas-Tübingen Spring Scissors (curved, 8.5 cm) | FST | 15004-08 | Microsissors (curved) |
| Vannas-Tübingen Spring Scissors (straight, 8.5 cm) | FST | 15003-08 | Microsissors (straight) |
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