Summary
Xenobiotische Efflux-Pumpen sind hochaktiv in hämatopoetischen Stamm- und Vorläuferzellen (HSPCs) und verursachen die Extrusion von TMRM, einem mitochondrialen Membranpotenzial fluoreszierender Farbstoff. Hier stellen wir ein Protokoll zur genauen Messung des mitochondrialen Membranpotenzials in HSPCs durch TMRM in Gegenwart von Verapamil, einem Efflux-Pumpeninhibitor, vor.
Abstract
Da der Zellstoffwechsel ein wichtiger Regulator der hämatopoetischen Stammzell-Selbsterneuerung (HSC) ist, wurden die verschiedenen Rollen, die die Mitochondrien bei der hämatopoetischen Homöostase spielen, von HSC-Forschern ausgiebig untersucht. Die mitochondrialen Aktivitätsniveaus spiegeln sich in ihren Membranpotentialen wider, die durch zellpermeant kationische Farbstoffe wie TMRM (Tetramethylrhodamin, Methylester) gemessen werden können. Die Fähigkeit von Effluxpumpen, diese Farbstoffe aus Zellen zu extrudieren, kann jedoch ihre Nützlichkeit einschränken. Die resultierende Messverzerrung ist besonders kritisch bei der Beurteilung von HSCs, da xenobiotische Transporter in HSCs eine höhere Expression und Aktivität aufweisen als in differenzierten Zellen. Hier beschreiben wir ein Protokoll, das Verapamil, einen Efflux-Pumpeninhibitor, verwendet, um mehrere Knochenmarkpopulationen genau zu messen. Die daraus resultierende Hemmung der Pumpenaktivität erhöht nachweislich die TMRM-Intensität in hämatopoetischen Stamm- und Vorläuferzellen (HSPCs), während sie in reifen Fraktionen relativ unverändert bleibt. Dies unterstreicht die Aufmerksamkeit auf die Farb-Efflux-Aktivität, die erforderlich ist, wenn m-abhängige Farbstoffe verwendet werden, und wie geschrieben und visualisiert, kann dieses Protokoll verwendet werden, um entweder verschiedene Populationen innerhalb des Knochenmarks oder die gleiche Population genau zu vergleichen. über verschiedene experimentelle Modelle hinweg.
Introduction
Hämatopoetische Stammzellen (HSCs) sind sich selbst erneuernd, multipotent und in der Lage, alle Zellen des Blutes1,2zu entsteht. Der Zellstoffwechsel ist ein wichtiger Regulator der HSC-Wartung, zusammen mit Transkriptionsfaktoren, intrinsischen Signalen und der Mikroumgebung3,4,5. Die richtige Kontrolle der mitochondrialen Funktion und Qualität ist daher entscheidend für die HSC-Wartung6,7.
Mitochondriales Membranpotential ist ein wichtiger Parameter bei der Beurteilung von Mitochondrien, da sie direkt ihre Funktionalität widerspiegelt, die sich aus dem Gleichgewicht der Protonenpumpaktivität in der Elektronentransportkette und des Protonenflusses durch F ergibt. 1/FO ATP-Synthase. Diese sind beide (abhängig von der Genexpression und substratverfügbarkeit) für die sauerstoffabhängige Phosphorylierung von ADP zu ATP8,9erforderlich. Unter Ausnutzung der Elektronegativität des mitochondrialen Fachs wurden verschiedene potentiometrische Farbstoffe entwickelt, um die Messung von m zu messen. Eines davon ist Tetramethylrhodinmethylesterperchlorat (TMRM), das ausgiebig verwendet wurde, um die Durchflusszytometrie in einer Vielzahl von Zellen10zu messen, einschließlich hämatopoetischer Stamm- und Vorläuferzellen11.
Mitochondriale Farbstoffe müssen jedoch mit einer gewissen Vorsicht in HSCs verwendet werden, da die hohe Aktivität der xenobiotischen Efflux-Pumpen dieser Zellen zu Farbstoffextrusion führen kann12. Tatsächlich hat die Extrusion von mitochondrialen Farbstoffen wie Rhodamine 123 es Forschern ermöglicht, HSCs13 zu isolieren oder HSC-"Seitenpopulationen" zu identifizieren, indem sie die Differentialextrusion der Farbstoffe Hoechst Blue und Hoechst Red14 ausnutzen. 15. Es hat sich auch gezeigt, dass Fumitremorgin C, ein spezifischer Blocker des ATP-bindenden Kassetten-Unterfamilien-Unterfamilien-G-Mitglieds-2 (ABCG2)-Transporters, das Färbemuster von MitoTracker in HSPCs16nicht beeinflusst. Nach der Veröffentlichung dieser Ergebnisse wurden mehrere Studien mit mitochondrialen Farbstoffen in Abwesenheit von xenobiotischen Efflux-Pumpeninhibitoren durchgeführt, was zu dem weit verbreiteten Eindruck führte, dass HSCs nur eine geringe Anzahl von Mitochondrien mit niedrigem , 17 , 18.
Kürzlich wurde jedoch nachgewiesen, dass Verapamil, ein Breitspektrum-Inhibitor von Efflux-Pumpen, das Färbemuster des mitochondrialen Farbstoffs MitoTracker Green19signifikant verändert. Diese Diskrepanz ist wahrscheinlich auf die Tatsache zurückzuführen, dass Fumitremorgin C sehr selektiv für Abcg2 ist, während HSCs auch andere Transporter wie Abcb1a (das nur schwach empfindlich auf Fumitremorgin C)19ausdrückt. Wir haben auch berichtet, dass andere mitochondriale Farbstoffe, wie TMRM, Nonyl-Akridin-Orange und Mitotracker Orange (MTO) die gleichen Muster wie Mitotracker Green aufweisen. Noch wichtiger ist, dass wir beobachtet haben, dass die zytometrischen Strömungsmuster von HSPCs zusätzlich zu der mitochondrialen Masse11ihre M widerspiegeln.
Die Aufnahme von TMRM-Farbstoff hängt streng von der negativen Ladung von Mitochondrien ab, aber die resultierende Ansammlung von Farbstoff ist in einem konstanten Gleichgewicht zwischen seiner Aufnahme und Clearance durch Effluxpumpen20. Der Unterschied in der xenobiotischen Efflux-Pumpenexpression zwischen HSCs und reifen Zellpopulationen wirkt sich auf dieses Gleichgewicht aus und kann zu verzerrten Ergebnissen führen. Die Verwendung von speziellen Inhibitoren wie Verapamil sollte bei der Analyse von 'm durch potentiometrische Farbstoffe berücksichtigt werden. Hier beschreiben wir ein modifiziertes Protokoll zur genauen Messung durch TMRM-basierte Durchflusszytometrie, das die xenobiotische Transportaktivität durch den Einsatz spezieller Inhibitoren korrigiert.
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Protocol
Alle hier beschriebenen Methoden wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) des Albert Einstein College of Medicine genehmigt.
1. Vorbereitung von Lösungen
- Färbepuffer (phosphatgepufferte Saline (PBS) + 2% fetales Rinderserum (FBS)): Fügen Sie 10 ml FBS in 500 ml einer sterilen PBS-Lösung hinzu.
HINWEIS: Diese Lösung kann bei 4 °C für mindestens einen Monat in sterilem Zustand gelagert werden. Bevor Sie mit den folgenden Verfahren beginnen, legen Sie ein Aliquot dieser Lösung (50 ml) auf Eis. - ACK (Ammonium-Chlorid-Kalium) Lysing-Puffer: Legen Sie einen Aliquot von ACK-Lysing-Puffer (1 ml) auf Eis, bevor Sie mit dem Verfahren beginnen.
HINWEIS: Um den gleichen nicht-kommerziellen Puffer vorzubereiten, lösen Sie 8,02 g NH4Cl, 1 g KHCO3 und 37,2 mg Na2EDTA in 1 L h2 O auf. Stellen Sie den pH-Wert auf 7.2-7.4 ein. Bis zu 6 Monate bei Raumtemperatur aufbewahren. - Kulturmedium: Hinzufügen von 50 ng/ml Stammzellfaktor (SCF) und 50 ng/ml Thrombopoietin (TPO) zum serumfreien Medium für Kultur und Expansion hämatopoetischer Zellen (siehe Tabelle material für kommerzielles Medium empfohlen).
- TMRM-Lagerlösung: Bereiten Sie die TMRM-Lösung (1 m) vor, indem Sie 5 g TMRM-Pulver in 10 ml Ethanol auflösen. Bewahren Sie diese Lösung bei -20 °C vor dem Licht schutzfrei auf.
- Verapamil-Lagerlösung: Bereiten Sie Verapamil (50 mM) Lösung vor, indem Sie 24 mg Verapamil in 1 ml Ethanol verdünnen. Bewahren Sie diese Lösung bei -20 °C auf.
- FCCP-Lagerlösung: Bereiten Sie carbonilcyanid p-Triflouromethoxyphenylhydrazone (FCCP) (1 M) Lösung vor, indem Sie 254 mg in 1 ml Ethanol auflösen. Bewahren Sie diese Lösung bei -20 °C vor dem Licht schutzfrei auf.
2. Knochenmarkisolierung
- Euthanisieren Sie die Maus durch CO2-Inhalation nach institutionellen Richtlinien und sprühen Sie die Mäuse mit 70% Ethanol.
HINWEIS: Dieser Schritt verhindert eine Kontamination der gefährdeten Zellen, ohne die experimentellen Ergebnisse zu beeinträchtigen. - Mit einem Paar Zange und scharfe Schere, machen Sie einen kleinen Schnipsen in der ventralen Haut der Maus und dehnen Sie die Haut.
- Extrahieren Sie den Oberschenkelknochen und Tibia, während Sie darauf achten, die Köpfe des Oberschenkelknochens nicht zu vertreiben, da sie eine große Menge an Knochenmarkzellen enthalten. Legen Sie die entfernten Knochen in eine 6-Well-Platte, gefüllt mit 1,5 ml Färbepuffer.
HINWEIS: Dieses Verfahren erfordert keinen sterilen Bereich. - Entfernen Sie die Muskeln aus den Knochen und schneiden Sie die Enden der Knochen, so dass der Ausgang des Knochenmarks (Abbildung 1A). Legen Sie die gereinigten Knochen in neue Brunnen mit 1,5 ml Färbepuffer.
HINWEIS: Muskeln und andere Gewebe müssen sorgfältig entfernt werden, um spritzenverstopfen im nächsten Schritt zu vermeiden. - Spülen Sie das Knochenmark mit einer 3 ml Spritze mit einer 25 G Nadel aus.
HINWEIS: Spülen Sie das Knochenmark weiter, bis der Knochen weiß wird (Abbildung 1B). - Sammeln Sie alle Zellen in einem 1,5 ml Rohr, Zentrifuge für 5 min bei 180 x g dann entsorgen Sie den Überstand (Abbildung 1C).
- Das Pellet in 300 l eiskalten ACK-Lysing-Puffer sehr sorgfältig aufsetzen, 1 min auf Eis legen und sofort inaktive Lyse durch Zugabe von 1 ml Färbepuffer. Zentrifuge für 5 min bei 180 x g.
HINWEIS: Das Zellpellet erscheint weiß (Abbildung 1D). Die Gesamtzahl der isolierten Zellen beträgt etwa 2-4 x 107. - Setzen Sie die Pellets in 1 ml Färbepuffer wieder auf und filtern Sie mit einer Zell-Siebkappe (12 x 75 mm2, 5 ml Kapazität) mit einem 35 m Sm Nylongewebe, das zur Gewinnung mononukleistischer Zellen eingebaut ist. Nach dem Blockieren die Probe auf Eis halten.
3. Immunostainierung zur Detektion von HSC
- Bereiten Sie Lineage (Lin) Cocktail. In 400 l Desfärbepuffers 4 l der folgenden biotinilierten Antikörper gegen CD3e, CD4, CD8, B220, CD11b, Gr1, Ter119, CD19, Nk1.1, IgM und Il7Ra hinzufügen, um eine endgültige Verdünnung 1:100 zu erhalten.
- Vorbereiten von fluorophoren konjugierten Antikörpern (Abs). In 400 l DesFärbepuffers 4 l der folgenden Abs hinzufügen, um eine endgültige Verdünnung 1:100 zu erhalten. Streptavidin-Pacific Blue, Sca1-PE/Cy7, c-kit-APC/Cy7, CD48-APC, CD150-PerCP/Cy5.5 und CD34-FITC. Im Eis aufbewahren, vor Licht geschützt.
- Zentrifugieren Sie die Probe für 5 min bei 180 x g, dann entsorgen Sie den Überstand.
- Fügen Sie 400 L L Lin-Cocktail-Lösung zu den Zellen Pellet. Fügen Sie 4 L CD135-biotinilierten Ab. Vortex schnell zu mischen und für 30 min in Eis zu brüten.
- Waschen Sie die Probe mit 3 ml Färbepuffer, drehen Sie sie 5 min bei 180 x g nach unten und entsorgen Sie den Überstand.
- Fügen Sie 400 L Abs-Lösung hinzu. Wirbel schnell zu mischen und inkubieren für 30 min auf Eis.
- Waschen Sie die Proben mit 3 ml Färbepuffer, drehen Sie sie 5 min bei 180 x g herunter und entsorgen Sie den Überstand.
4. TMRM Färbung
- Bereiten Sie die TMRM-Färbelösung vor. Fügen Sie 2,2 l TMRM-Stammlösung und 1,1 l Verapamil (2 nM bzw. 50 m als Endkonzentration) in 1,1 ml serumfreiem Medium für die Kultur und Expansion hämatopoetischer Zellen (siehe Tabelle des Materials für kommerzielles Medium empfohlen) mit TPO hinzu. und SCF.
HINWEIS: Dies ist der wichtigste Schritt des Protokolls. Verapamil Addition ist notwendig, um die Efflux-Pumpen zu blockieren, die stark in den HSCs exprimiert werden und TMRM extrudieren können. - Das Knochenmark in 1 ml TMRM-Färbelösung wieder aufsetzen, schnell wirbeln und 1 h bei 37 °C inkubieren.
HINWEIS: TMRM-Färbung darf nicht ausgewaschen werden. Die PE-dedicated Compensation Control wird auch in 100 l TMRM-Färbungslösung resuspendiert und nach schnellem Wirbel für 1 h bei 37 °C inkubiert. - Filtern Sie die Probe mit einer Zell-Siebkappe (12 x 75 mm2, 5 ml Kapazität) mit einem 35 m Nylongewebe eingebaut, um eine Verstopfung des Durchflusszytometers zu vermeiden.
HINWEIS: TMRM-Färbung erhöht die Möglichkeit der Verstopftenbildung in der Probe. Die Filtration der Probe kurz vor flow assays wird empfohlen. - Fügen Sie 1 l von 4',6-Diamidino-2-Phenylindole (DAPI) hinzu, um abgestorbene Zellen durch Durchflusszytometrie auszuschließen.
5. Erfassung durch Flow Cytometer
- Führen Sie eine Knochenmarkprobe aus und erfassen Sie mindestens 1 x 106 Ereignisse.
-
Richten Sie die Gating-Strategie ein, um die verschiedenen hämatopoetischen Populationen zu identifizieren (Abbildung 2).
- Zeigen Sie lebende Knochenmark-Mono-Kernzellen (BM-MNCs), DAPI- Fraktion, im Diagramm für Pacific Blue an, um CD135-Lin- (Lin)und Lin+ Brüche zu identifizieren.
- Plot Lin- Fraktion für APC/Cy7 (c-kit) versus PE/Cy7 (Sca-1) zur Identifizierung multipotenter Vorläufer (MPP) Fraktion, als c-Kit+ und Sca-1+.
- Plot MPP-Fraktion für APC (CD48) im Vergleich zu PerCP/Cy5.5 (CD150), um HSC-Fraktion zu identifizieren, als CD150+ und CD48.
- Anzeige des HSC-Anteils für FITC (CD34), um CD34-HSCund CD34+-HSC zu teilen.
- Erfassen Sie die TMRM-Intensität (PE-Kanal) in jeder Grundgesamtheit.
- Nach dem Erwerb zur Probe 1 l FCCP hinzufügen, um die Endkonzentration von 1 mM zu erhalten und bei 37 °C für 5 min zu inkubieren, dann 1 x 106 Ereignisse zu erwerben.
HINWEIS: FCCP ist ein mitochondrialer Entkoppler, der verwendet wird, um die 'm zu zerstreuen. Es wird als experimentelle Kontrolle verwendet, um zu bestätigen, dass TMRM Färbung richtig funktioniert. Nach der Verabreichung von FCCP sollte die TMRM-Intensität drastisch verringert werden (Abbildung 3A). - Analysieren Sie Daten, die die durchschnittliche Intensität von PE jeder Population durch die Intensität von PE aller BM-MNCs normalisieren.
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Representative Results
Das oben beschriebene Protokoll ermöglicht die einfache Isolierung von BM-MNCs von einem Mausmodell. Abbildung 1 fasst die wichtigsten Schritte des Protokolls zusammen: Knochenisolierung, Ausspülen aus dem Knochenmark, Rote Blutzelllyse und Antikörperfärbung gefolgt von TMRM-Färbung zur Messung des mitochondrialen Membranpotenzials in einer bestimmten hämatopoetischen Population .
BM-MNCs enthalten mehrere Zellpopulationen, einschließlich HSCs. Die in diesem Protokoll verwendeten Antikörpercocktails sind bei der Reinigung von HSCs (CD34und CD34+), multipotenten Vorläuferzellen (MPPs), Linund Lin+ Zellen bzw. 21etabliert. Die Gating-Strategie zur Isolierung dieser Fraktionen ist in Abbildung 2dargestellt.
Nach der Identifizierung von Interessentenpopulationen wurde die TMRM-Intensität, die als helles Signal erscheinen sollte, bewertet. TMRM-Färbung in serumfreiem Expansionsmedium (SFEM) wird dringend empfohlen, da TMRM-Profile in HSPCs verändert werden können, wenn Färbung in PBS +2% FBS durchgeführt wird (Abbildung 3A).
Abbildung 3C zeigt die durchschnittliche Intensität jeder Population, die durch die Intensität von BM-MNCs normalisiert wird. HSCs drücken hohe Aktivitätsniveaus von xenobiotischen Efflux-Pumpen aus, die in der Lage sind, TMRM-Farbstoff20zu extrudieren, und in der Tat fanden wir TMRM-Profile in HSPCs wurden in Gegenwart von Verapamil geändert (Abbildung 3B, C). Ähnliche Ergebnisse wurden von anderen Inhibitoren wie Cyclosporin H (Abbildung 3C) erzielt. So kann die genaue Menge an TMRM, die in den Mitochondrien von 'm geladen wird, nach Hemmung der Effluxpumpen durch Verapamil oder Cyclosporin H gemessen werden (Abbildung 3C).
Schließlich kann FCCP verwendet werden, um die Genauigkeit der TMRM-Färbung zu überprüfen. FCCP depolarisiert Mitochondrien, was zu einer Verringerung der TMRM-Intensität führt (Abbildung 3D). Dieser Ansatz kann auch verwendet werden, um die Hintergrundintensität der Färbung und/oder als Negativkontrolle zu bestimmen.
Abbildung 1: Protokollflussdiagramm. Grafische Zusammenfassung des Verfahrens zum Isolieren und Färben von BM-MNCs zur Bestimmung von Kritische Schritte werden durch Bildeinfügungen (A-D) hervorgehoben. Femuren und Tibias von erwachsenen C57BL/6 Mäusen wurden isoliert und ihre Enden entfernt (A). Lange Knochen wie in A nach Ausspülung (B). Isolierte BM-MNCs vor (C) und nach (D) ACK Lyse. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 2: Gating-Setup. Schematische Darstellung der Gating-Strategie zur Identifizierung der verschiedenen hämatopoetischen Populationen, einschließlich CD34--HSC und CD34+-HSC, MPP, Lin- und Lin+ Zellen. Die Paneele wurden von Bonora, M. et al.11modifiziert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 3: Durchflusszytometrieanalyse des mitochondrialen Membranpotentials. (A) Repräsentative Verteilung von n m in HSCs, die mit TMRM in PBS+2%FBS (grün) oder in serumfreiem Expansionsmedium (SFEM) (rot) gefärbt sind. (B, C) Repräsentative Verteilung von 'm in CD34'-HSC und Lin' Zellen (B) und Quantifizierung von 'm in CD34'-HSC, CD34+-HSC, MPP, Linund Lin+ Zellen (C) mit TMRM in Gegenwart gefärbt oder das Fehlen von Efflux-Pumpeninhibitoren. Die TMRM-Intensität jeder Population wurde durch die TMRM-Intensität der eigenen BM-MNCs normalisiert (modifiziert von Bonora, M. et al.11). (D) Repräsentatives Histogramm der TMRM-Intensitätsverteilung in HSCs vor (rosa) und nach (hellblauer) FCCP-Zugabe. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
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Discussion
Die mitochondriale Membranpotentialmessung ist ein Eckpfeiler der Analyse und Bewertung von Mitochondrien, die für den Stoffwechselzustand der Zelle entscheidend sind. Hier beschreiben wir ein Protokoll zur Analyse von M durch TMRM-Färbung. TMRM ist ein zellpermeant Fluoreszenzfarbstoff, der sich in aktiven Mitochondrien aufgrund von m ansammelt, und seine jeweiligen Werte bleiben im Gleichgewicht zwischen den extrazellulären, zytoplasmatischen und mitochondrialen Kompartimenten10. Dieses Protokoll kann für verschiedene Farbstoffe angepasst werden, einschließlich Tetramethylrhodinin, Ethylester (TMRE) und JC-1. Angemessene Färbebedingungen sind entscheidend, um genaue Ergebnisse zu erzielen. Dazu gehören: Schutz vor Lichteinwirkung, richtige Inkubationszeit, Aufrechterhaltung konstanter Temperatur (37 °C) und extrazelluläre Konzentration. Wenn die TMRM-Farbstoffkonzentrationen noch kein perfektes Gleichgewicht erreicht haben, können unerwartete Veränderungen der Färbeintensität während der Datenerfassung im Durchflusszytometrieprozess erkannt werden. Daher beträgt die empfohlene Färbezeit für TMRM 1 h statt 30 min (wie in einem TMRM-Herstellerprotokoll erwähnt). Es wird auch vorgeschlagen, die Probe mindestens zweimal innerhalb von 5 min zu erwerben, um die Stabilität des Farbstoffs zu vergleichen.
Ein weiterer wichtiger Schritt des Protokolls ist die Einrichtung einer effizienten Farbübereinstimmung zwischen Antikörpern und Farbstoffen. Hämatopoetische Populationen können durch Durchflusszytometrie mit etablierten Oberflächenmarkern21nachgewiesen werden. Die hier beschriebene Gating-Strategie (Abbildung 2) ist mit der TMRM-Färbung kompatibel und ermöglicht die gleichzeitige Messung ihrer Intensität in verschiedenen Differenzierungsstadien. TMRM entspricht dem PE-Kanal, aber seine Intensität ist in der Regel viel schwächer als die von Antikörpern, die mit PE konjugiert sind (Daten werden nicht angezeigt). Da dies die Farbkompensation beeinflussen kann und unerwartete Verschiebungen in den Spektren einiger Populationen verursacht, sollte die Probe mit TMRM-Färbung als Kompensationskontrolle für den PE-Kanal verwendet werden.
Der große Vorteil des aktuellen Protokolls besteht darin, dass es die Entfernung der Wirkung von xenobiotischen Effluxpumpen ermöglicht, deren effiziente Extrusion von TMRM-Farbstoff sowohl sein Gleichgewicht über die Plasmamembran als auch seine mitochondriale Akkumulation verändert. Dies ist ein kritischer Schritt bei der genauen Beurteilung der mitochondrialen Funktion von HSC durch Farbstoffabsorption. Da HSCs mehr aktive Efflux-Pumpen ausdrücken als zugesagte Zellen19, Verapamil oder ähnliche Medikamente, wie Cyclosporin H, sollte ein Ca2+-unabhängiger MultidrugResistenz-Inhibitor22 (Abbildung 3B-C), in der Färbeverfahren für HSCs zur genaueren Beurteilung der mitochondrialen Aktivität. Da dieses kritische Thema erst vor kurzem auf11,19 hingewiesen wurde und noch diskutiert wird23, besteht das Hauptziel dieses Berichts darin, ein einfaches und detailliertes Protokoll zu liefern, das zur Standardisierung des Verfahrens für Beschaffung reproduzierbarer Daten und Verringerung der offensichtlichen Diskrepanzen zwischen den Ergebnissen verschiedener Forschungsgruppen. Das hier beschriebene Protokoll zeigt jeden Schritt detailliert, einschließlich Dosen, Timing und spezifische Medien. Beispielsweise können TMRM-Profile in HSPCs je nach Medium variieren (Abbildung 3A). Eine detaillierte Analyse der beteiligten Mechanismen erfordert weitere Untersuchungen, aber da das serumfreie Expansionsmedium (SFEM) eine etablierte Methode für die HSC-Kultur ist, wird SFEM anstelle von PBS dringend empfohlen, wenn TMRM-Färbung für HSCs durchgeführt wird. Darüber hinaus zeigt die hier durch die Hemmung von Effluxpumpen nachgewiesene genaue Bewertung des mitochondrialen Membranpotenzials mögliche zukünftige Anwendungen von Verapamil sowie anderer Farbstoffe (z.B. MitoTracker, MitoSOX) bei der Untersuchung HSCs.
Wichtig ist, dass die TMRM-Intensität, wie sie durch die Durchflusszytometrie gezeigt wird, möglicherweise nicht genau das mitochondriale Volumen widerspiegelt. Die Durchflusszytometrie misst die Gesamtfluoreszenzintensität pro Zelle, aber die Verteilung der mitochondrialen Farbstoffe auf Mitochondrien hängt von der Menge ab. Es ist daher schwer zu erkennen, ob der kritische Beitrag zu einer TMRM-Lesung von dem mitochondrialen Band11stammt. Wir haben bestätigt, dass MTO, einer der Farbstoffe, die am häufigsten zur Messung der mitochondrialen Masse verwendet werden, sowohl von der Aktivität der Pumpe als auch von der Efflux-Pumpe beeinflusst wird. Wir haben auch beobachtet, dass Verapamil das Intensitätsprofil von MTO in HSPC-Populationen ändert, aber keine Korrelation zwischen MTO-Intensität und mitochondrialem Band11gefunden hat. Die kombinierte Messung des mitochondrialen Volumens und des m sollte verwendet werden, um Daten zu normalisieren und die Auswirkungen des Membranpotentials zu eliminieren, und die weitere Erforschung des mitochondrialen Inhalts sollte mit hilfeochondrialen Techniken durchgeführt werden.
Solche Techniken würden eine 3D-Volumenanalyse auf der Grundlage von Fluoreszenzmarkern (z. B. Immunfärbung von mitochondrialen Proteinen), Elektronenmikroskopie11und Quantifizierung von mitochondrialen/nuklearen DNA-Verhältnissen umfassen. Die Verwendung von mitochondrialen Farbstoffen (d.h. TMRM) in Kombination mit Efflux-Systeminhibitoren wird sich zweifellos als großer Vorteil bei der Aufklärung der mitochondrialen Biologie durch Durchflusszytometrie erweisen.
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Disclosures
Die Autoren haben nichts zu verraten.
Acknowledgments
Die Autoren danken allen Mitgliedern des Ito-Labors, insbesondere K Ito und H Sato, und dem Einstein Stem Cell Institute für Kommentare und den Kerneinrichtungen Einstein Flow Cytometry and Analytical Imaging (gefördert vom National Cancer Institute Grant P30 CA013330) für Hilfe bei der Durchführung der Experimente. K.I. wird von den National Institutes of Health (R01DK98263, R01DK115577 und R01DK100689) und dem New York State Department of Health als Core Director of Einstein Single-Cell Genomics/Epigenomics (C029154) unterstützt. K.I. Ito ist Forschungsstipendiat der Leukämie- und Lymphom-Gesellschaft.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| ACK lysing buffer | Life Technologies | A1049201 | |
| B220-biotin | BD Bioscience | 553086 | |
| CD3e-biotin | Life Technologies | 13-0031-85 | |
| CD4-biotin | Fischer Scientific | BDB553782 | |
| CD8-biotin | Life Technologies | 13-0081-85 | |
| CD11b-biotin | BD Bioscience | 553309 | |
| CD19-biotin | BD Bioscience | 553784 | |
| CD34-FITC | eBioscience | 11-0341-85 | |
| CD48-APC | eBioscience | 17-0481-82 | |
| CD135-biotin | eBioscience | 13-1351-82 | |
| CD150-PerCP/Cy5.5 | Biolegend | 115922 | |
| c-kit-APC/Cy7 | Biolegend | 105826 | |
| Cyclosporin H | Millipore Sigma | SML1575-1MG | |
| DAPI solution (1 mg/mL) | Life Technologies | 62248 | |
| Fetal Bovine Serum (FBS) | Denville | FB5001-H | |
| FCCP | Millipore Sigma | C2920-10MG | |
| Gr1-biotin | Biolegend | 108404 | |
| IgM-biotin | Life Technologies | 13-5790-85 | |
| Il7Rα-biotin | eBioscience | 13-1271-85 | |
| Nk1.1-biotin | Fischer Scientific | BDB553163 | |
| Phosphate buffered saline (PBS) | Life Technologies | 10010023 | |
| Sca-1-PE/Cy7 | eBioscience | 25-5981-81 | |
| SCF murine | PEPROTECH | 250-03-10UG | |
| StemSpan SFEM medium | STEMCELL technologies | 9605 | |
| Streptavidin-Pacific Blue | eBioscience | 48-4317-82 | |
| Ter119-biotin | Fischer Scientific | BDB553672 | |
| TMRM | Millipore Sigma | T5428-25MG | |
| TPO | PEPROTECH | 315-14-10UG | |
| Verapamil hydrochloride | Millipore Sigma | V4629-1G |
References
- Weissman, I. L., Anderson, D. J., Gage, F. Stem and progenitor cells: origins, phenotypes, lineage commitments, and transdifferentiations. Annual Review of Cell and Developmental Biology. 17, 387-403 (2001).
- Morrison, S. J., Shah, N. M., Anderson, D. J. Regulatory mechanisms in stem cell biology. Cell. 88 (3), 287-298 (1997).
- Wilson, A., et al. Hematopoietic stem cells reversibly switch from dormancy to self-renewal during homeostasis and repair. Cell. 135 (6), 1118-1129 (2008).
- Morrison, S. J., Scadden, D. T. The bone marrow niche for haematopoietic stem cells. Nature. 505 (7483), 327-334 (2014).
- Frenette, P. S., Pinho, S., Lucas, D., Scheiermann, C. Mesenchymal stem cell: keystone of the hematopoietic stem cell niche and a stepping-stone for regenerative medicine. Annual Review of Immunology. 31, 285-316 (2013).
- Ito, K., Bonora, M., Ito, K. Metabolism as master of hematopoietic stem cell fate. International Journal of Hematology. 109 (1), 18-27 (2019).
- Ito, K., et al. Self-renewal of a purified Tie2+ hematopoietic stem cell population relies on mitochondrial clearance. Science. 354 (6316), 1156-1160 (2016).
- Bonora, M., et al.
- Walker, J. E. The regulation of catalysis in ATP synthase. Current Opinion in Structural Biology. 4 (6), 912-918 (1994).
- Scaduto, R. C., Grotyohann, L. W. Measurement of mitochondrial membrane potential using fluorescent rhodamine derivatives. Biophysical Journal. 76, 469-477 (1999).
- Bonora, M., Ito, K., Morganti, C., Pinton, P., Ito, K. Membrane-potential compensation reveals mitochondrial volume expansion during HSC commitment. Experimental Hematology. 68, 30-37 (2018).
- Goodell, M. A., et al. Dye efflux studies suggest that hematopoietic stem cells expressing low or undetectable levels of CD34 antigen exist in multiple species. Nature Medicine. 3 (12), 1337-1345 (1997).
- Spangrude, G. J., Johnson, G. R. Resting and activated subsets of mouse multipotent hematopoietic stem cells. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 87 (19), 7433-7437 (1990).
- Scharenberg, C. W., Harkey, M. A., Torok-Storb, B. The ABCG2 transporter is an efficient Hoechst 33342 efflux pump and is preferentially expressed by immature human hematopoietic progenitors. Blood. 99 (2), 507-512 (2002).
- Zhou, S., et al. The ABC transporter Bcrp1/ABCG2 is expressed in a wide variety of stem cells and is a molecular determinant of the side-population phenotype. Nature Medicine. 7 (9), 1028-1034 (2001).
- Simsek, T., et al. The distinct metabolic profile of hematopoietic stem cells reflects their location in a hypoxic niche. Cell Stem Cell. 7 (3), 380-390 (2010).
- Vannini, N., et al. Specification of haematopoietic stem cell fate via modulation of mitochondrial activity. Nature Communications. 7, 13125 (2016).
- Xiao, N., et al. Hematopoietic stem cells lacking Ott1 display aspects associated with aging and are unable to maintain quiescence during proliferative stress. Blood. 119 (21), 4898-4907 (2012).
- de Almeida, M. J., Luchsinger, L. L., Corrigan, D. J., Williams, L. J., Snoeck, H. W. Dye-Independent Methods Reveal Elevated Mitochondrial Mass in Hematopoietic Stem Cells. Cell Stem Cell. 21 (6), 725-729 (2017).
- Hall, A. M., Rhodes, G. J., Sandoval, R. M., Corridon, P. R., Molitoris, B. A. In vivo multiphoton imaging of mitochondrial structure and function during acute kidney injury. Kidney International. 83 (1), 72-83 (2013).
- Oguro, H., Ding, L., Morrison, S. J. SLAM family markers resolve functionally distinct subpopulations of hematopoietic stem cells and multipotent progenitors. Cell Stem Cell. 13 (1), 102-116 (2013).
- Nicolli, A., Basso, E., Petronilli, V., Wenger, R. M., Bernardi, P. Interactions of cyclophilin with the mitochondrial inner membrane and regulation of the permeability transition pore, and cyclosporin A-sensitive channel. The Journal of Biological Chemistry. 271 (4), 2185-2192 (1996).
- Vannini, N., et al. The NAD-Booster Nicotinamide Riboside Potently Stimulates Hematopoiesis through Increased Mitochondrial Clearance. Cell Stem Cell. 24 (3), 405-418 (2019).
