Summary
Ein Mikroplot-Design für 15N Tracer-Forschung wird beschrieben, um mehrere saisonale Pflanzen- und Bodenproben-Ereignisse zu berücksichtigen. Für die 15-N-Analyse werden Boden- 15und Pflanzenprobenentnahme- und -verarbeitungsverfahren, einschließlich Schleif- und Wägeprotokolle, durchgeführt.
Abstract
Viele Stickstoffdüngerstudien bewerten die Gesamtwirkung einer Behandlung auf Messungen am Ende der Saison wie Getreideertrag oder kumulative N-Verluste. Ein stabiler Isotopenansatz ist notwendig, um das Schicksal von Dünger aus Dem N (FDN) durch das Boden-Pflanzen-System zu verfolgen und zu quantifizieren. Der Zweck dieses Papiers besteht darin, ein kleines Forschungsdesign zu beschreiben, das nicht beschränkte 15N angereicherte Mikroplots für mehrere Boden- und Pflanzenprobenereignisse über zwei Vegetationsperioden verwendet, und Probensammlungs-, Handhabungs- und Verarbeitungsprotokolle für insgesamt 15N-Analysen bereitzustellen. Die Methoden wurden mit hilfe einer replizierten Studie aus dem südlichen Zentralen Minnesota auf Mais gepflanzt (Zea mays L.) demonstriert. Jede Behandlung bestand aus sechs Maisreihen (76 cm Reihenabstand) von 15,2 m Länge mit einem Mikroplot (2,4 m x 3,8 m), der an einem Ende eingebettet war. Bei der Pflanzung wurde Harnstoff in Düngemittelqualität bei 135 kg Nha-1 aufgetragen, während der Mikroplot Harnstoff erhielt, der auf 5 Atom % 15N angereichert war. Boden- und Pflanzenproben wurden während der gesamten Vegetationsperiode mehrmals entnommen, wobei darauf geachtet wurde, die Kreuzkontamination durch die Verwendung separater Werkzeuge zu minimieren und während aller Verfahren nicht angereicherte und angereicherte Proben physisch zu trennen. Boden- und Pflanzenproben wurden getrocknet, gemahlen, um durch einen 2 mm Sieb zu gehen, und dann mit einer Walzenglasmühle zu einer mehlartigen Konsistenz gemahlen. Tracer-Studien erfordern zusätzliche Planung, Probenverarbeitungszeit und manuelle Arbeit und verursachen höhere Kosten für 15N angereicherte Materialien und Probenanalyse als herkömmliche N-Studien. Mit dem Massenbilanzansatz ermöglichen Tracer-Studien mit mehreren saisonalen Stichprobenereignissen dem Forscher jedoch, die FDN-Verteilung durch das Boden-Pflanzen-System zu schätzen und nicht für FDN aus dem System ermittelte FDN zu schätzen.
Introduction
Der Einsatz von Düngemittelstickstoff (N) ist in der Landwirtschaft unerlässlich, um den Nahrungsmittel-, Faser-, Futtermittel- und Brennstoffbedarf einer wachsenden Weltbevölkerung zu decken, aber N-Verluste aus landwirtschaftlichen Feldern können sich negativ auf die Umweltqualität auswirken. Da N viele Veränderungen im Boden-Pflanzen-System durchläuft, ist ein besseres Verständnis von N-Zyklus, Erntenutzung und dem Gesamtschicksal von Dünger N notwendig, um Managementpraktiken zu verbessern, die N-Effizienz fördern und Umweltverluste minimieren. Traditionelle N-Düngemittelstudien konzentrieren sich in erster Linie auf die Auswirkungen einer Behandlung auf Messungen am Ende der Saison, wie z. B. Ernteertrag, Ernte N-Aufnahme im Verhältnis zur angewandten N-Rate (scheinbare Düngemittelnutzungseffizienz) und Restboden N. Während diese Studien das Gesamtsystem N Inputs, Outputs und Effizienz quantifizieren, können sie N im Boden-Pflanzen-System, das aus Düngemittelquellen oder dem Boden stammt, nicht identifizieren oder quantifizieren. Ein anderer Ansatz mit stabilen Isotopen muss verwendet werden, um das Schicksal von Dünger aus Dem N (FDN) im Boden-Pflanzen-System zu verfolgen und zu quantifizieren.
Stickstoff hat zwei stabile Isotope, 14N und 15N, die in der Natur mit einem relativ konstanten Verhältnis von 272:1 für 14N/15N1 auftreten (Konzentration von 0,366 Atom % 15N oder 3600 ppm 15N2,3). Die Zugabe von 15N angereichertem Dünger erhöht den Gesamtgehalt des Bodensystems um 15N. Da 15N angereicherter Dünger mit nicht angereichertem Boden N vermischt, ermöglicht die gemessene Veränderung des Verhältnisses von 14N/15N den Forschern die Rückverfolgung von FDN im Bodenprofil und in die Ernte3,4. Eine Massenbilanz kann berechnet werden, indem die Gesamtmenge von 15N Tracer im System und jedem seiner Teile2gemessen wird. Da 15N angereicherte Düngemittel deutlich teurer sind als herkömmliche Düngemittel, sind oft 15N angereicherte Mikroplots in die Behandlungsflächen eingebettet. Der Zweck dieses Methodenpapiers besteht darin, ein Kleines-Plot-Forschungsdesign zu beschreiben, bei dem Mikroplots für mehrere Boden- und Pflanzenprobenereignisse für Mais(Zea mays L.) verwendet werden, und Protokolle für die Vorbereitung von Pflanzen- und Bodenproben für eine Gesamtanalyse von 15N vorzulegen. Diese Ergebnisse können dann verwendet werden, um die Effizienz des N-Düngemitteleinsatzes zu schätzen und ein teilweises N-Budget für FDN im Schüttgut und in der Ernte zu erstellen.
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Protocol
1. Feld-Site-Beschreibung
HINWEIS: Bei 15N Tracer-Feldversuchen sollten ausgewählte Standorte Abweichungen aufgrund von Boden, Topographie und physikalischen Merkmalen minimieren5. Kreuzkontamination kann nach seitlicher Bodenbewegung aufgrund von Neigung, Wind- oder Wasserumsiedlung oder Bodenbearbeitung auftreten, während die vertikale Verteilung des Bodens N durch unterirdischen Wasserfluss und Fliesenentwässerung beeinträchtigt werden kann6.
- Beschreiben Sie den Versuchsfeldstandort einschließlich der bisherigen Bewirtschaftung (z. B. frühere Kulturen und Bodenbearbeitung), Breiten- und Längengrad, physikalische und chemische Bodeneigenschaften (z. B. Bodentexturanalyse, anfängliche Fruchtbarkeitsbedingungen, pH-Wert und Bodenmassendichte).
- Zeichnen Sie GPS-Koordinaten für den Forschungsstandort und die Feldecken auf.
- Beschreiben Sie das Wachsende Saisonmanagement einschließlich Schädlings- und Krankheitsmanagement (Herbizid-, Insektizid- oder Fungizidanwendung), das Bodenfruchtbarkeitsmanagement (einschließlich Rate, Quelle, Platzierung und Anwendungszeit), Bodenbearbeitung, Bewässerungsereignisse und -mengen sowie das Rückstandsmanagement.
- Da das Pflanzenwachstum und die mikrobenvermittelten N-Transformationen durch Bodenfeuchtigkeit, Bodentemperatur und Lufttemperatur beeinflusst werden, erfassen Sie Klimainformationen, einschließlich täglicher hoher und niedriger Temperaturen, täglicher Niederschläge sowie Bodenfeuchtigkeit und -temperaturen in mehreren Tiefen, die die Bodenprobentiefen widerspiegeln.
2. Plot-Design
- Pflanzen Sie sechs Maisreihen (ca. 86.000 Pflanzen ha-1) auf 76 cm Abstand mit einer endgültigen Parzelle von 15,2 m x 4,6 m.
- Grenzbereiche 1,5 m von jedem Ende der längsmäßigen Dimension (0-1,5 m, 13,7-15,2 m) und eine zusätzliche Grenzfläche von 1,5 m Länge (9,8-11,3 m) angrenzend an die Probenahme- und Erntegebiete (Abbildung 1).
- Legen Sie die Reihen 2 und 3 als Saisonanlage und Bodenprobenfläche (1,5-9,8 m) und die Reihen 4 und 5 als Erntefläche (1,5-9,8 m) für den Maiskornertrag fest.
- Richten Sie eine Mikroplotfläche (11,3-13,7 m) mit Abmessungen von 2,4 m mal 3,8 m auf der Breite ab. Sammeln Sie alle 15N angereicherten Pflanzen- und Bodenproben aus diesem Bereich, so dass 0,38 m unsampled Rand auf den Längen- und Breitenabmessungen, um Kanteneffekte zu minimieren (Abbildung 2).
- Deinzen sie das Behandlungsdiagramm und microplot Ecken mit verschiedenen farbigen Flaggen.
3. Boden- und Pflanzenprobenvorkehrungen
- Verwenden Sie spezielle Geräte und Verarbeitungsbereiche für nicht angereicherte und angereicherte Materialien. Die Kontamination nicht angereicherter Materialien (Dünger, Boden oder Pflanze) durch angereicherte Materialien und umgekehrt kann die Ergebnisse drastisch beeinflussen.
- Sammeln und verarbeiten Sie 15N angereicherte Boden- und Pflanzenproben in der Reihenfolge der niedrigsten bis höchsten erwarteten Anreicherung von 15N, um die Kreuzkontamination zu minimieren. Stellen Sie sicher, dass Arbeitsflächen, Handschuhe, Utensilien und Maschinen zwischen den einzelnen Proben gründlich gereinigt werden, um die Kreuzkontamination durch Probenübertragung enden zu können.
- Minimierung des Fußverkehrs in Mikroplots, um eine Kontamination nicht angereicherter Probenahmebereiche zu verhindern. Tragen Sie beim Zugriff auf Mikroplots schützende Schuhbezüge und entfernen Sie sie beim Verlassen des Mikroplotbereichs.
4. 15N angereicherte DüngemittelZubereitung und -anwendung
- Nach den von Ref. 2 für Düngemittel 15N-Wirkungseffizienz (F15NUE) durchgeführten Richtlinien 10 Atom % 15N angereicherter Harnstoff auf 5 Atom % 15N angereicherten Harnstoff verdünnen und in 2 L entionisiertem Wasser auflösen, um eine gleichmäßige Anreicherung von Harnstoffdünger zu gewährleisten.
ANMERKUNG: Die erforderliche Konzentration von 15N angereichertem Dünger hängt von den Zielen der agronomischen Studie ab. Übersteigt die Konzentration des 15N angereicherten Düngers den Anforderungen des Forschers, so kann die Düngemittelkonzentration mit ähnlichem konventionellen Dünger mit der folgenden Formel3verdünnt werden.
X2 = [(C1/C2) - 1] x X1
X2 ist die Masse des herkömmlichen unangereicherten Düngers, X1 ist die Masse des Tracerdüngers, C1 ist die Isotopenkonzentration [ausgedrückt als Atom % Überschuss (gemessene Atom % Anreicherung minus der natürlichen Hintergrundkonzentration, die als 0,3663 Atom %) des ursprünglichen Tracerdüngers angenommen wird, und C2 ist die Isotopenkonzentration des Endgemischs. Wenn man beispielsweise 100 g 10 Atom % angereicherten Harnstoffs beanstandet, wären 92,7 g herkömmlicher nicht angereicherter Dünger für eine endgültige Isotopenkonzentration von 5 Atom % erforderlich;
X2 = [(10-0.3663)/5] - 1 x 100. - Analysieren Sie die Lösung für 15N Konzentration, um die Anreicherung zu überprüfen. Die Autoren nutzten die analytischen Dienstleistungen der UC Davis Stable Isotope Facility.
HINWEIS: Reaktionen des Boden-Pflanzen-Mikroben-Regimes auf Düngemittelzusätze können durch die physikalische Form von Düngemitteln beeinflusst werden. Je nach den Zielen der Studie kann die Harnstofflösung als Flüssigkeit oder dehydriert zur Reform von Kristallen aufgetragen werden. Die Kristalle können mit einer Carver-Presse mit 10.000 psi zu einem Kuchen verdichtet werden, gefolgt von zerkleinern dem Kuchen und dem Abschirmen der Partikel auf die gewünschte Größe3. - Tragen Sie die 15N angereicherten Harnstofflösungen mit einem kalibrierten RucksackCO2-Sprühgerät gleichmäßig auf die Mikroplots auf (Abbildung 3A). Wenn mehrere N-Raten oder Anreicherungsstufen verwendet werden, sollten Sie für jede Anreicherungsstufe bestimmteCO2-Sprühgeräte verwenden oder einen einzigen Sprüher verwenden und Lösungen von der niedrigsten bis zur höchsten Anreicherung anwenden, um die Behandlungs-Kreuzkontamination zu minimieren.
- Harnstoffhaltige Düngemittel mit leichter Bodenbearbeitung, Handrechen oder mindestens 0,6 cm Bewässerung innerhalb von 24 h Anwendung einbauen, um das Verflüchtigungsverlustpotenzial zu minimieren.
- In der zweiten Vegetationsperiode wird kein zusätzlicher 15N angereicherter Harnstoffdünger auf das Mikrodiagramm aufgebracht. Wenden Sie konventionellen nicht angereicherten Harnstoff auf die gesamte Behandlung an, um eine differenzierte Reaktion im Maiswachstum durch Stickstoff zu vermeiden.
5. Feldprobenverarbeitung: oberirdische Maisbiomasse
- Sammeln Sie in jeder Probenahmeeine eine sechsoberirdische Maispflanzen-Verbundprobe aus dem Probenahmegebiet(15N unangereichert) und eine sechsoberirdische Maispflanzen-Verbundprobe aus dem 15N angereicherten Mikroplot. Mindestens zwei Pflanzen sollten jede beprobte Pflanze trennen, um eine signifikante Veränderung der Pflanzenwachstumsdynamik zu vermeiden. Die Autoren sammelten Pflanzenproben in den physiologischen Entwicklungsstadien11 und bei physiologischer Reife in den Stadien v8 und R1 (Abbildung 2).
- Nach den in den Schritten 3.1 und 3.2 beschriebenen Grundsätzen vleben V8 und R1 oberirdische Biomasse (ca. 5 cm x 5 cm); ein Hof-Abfallhäcksler ist eine zufriedenstellende Option. Gehackte Biomasse in beschriftete Stoff- oder Papiertüten geben und in einem Zwangsluftofen bei 60 °C bis zu konstanter Masse trocknen. Erfassen Sie das Biomasse-Trockengewicht (Abbildung 3B).
- Teilen Sie physiologisch reife Maispflanzen in Stover (alle vegetativen Gewebe einschließlich Blätter, Schalen und Stiele), Getreide und Cob-Fraktionen. In einem Zwangsluftofen bei 60 °C bis zu konstanter Masse hacken und trocknen. Zeichnen Sie das Biomasse-Trockengewicht auf.
- Schneiden Sie innerhalb des Mikroplots alle Maisstängel an der Bodenoberfläche, binden Sie sie in ein Bündel, etikettieren Sie sie nach Parzelle und entfernen Sie sie aus dem Feld (Abbildung 3C). Passen Sie Microplot-Eckflaggen so an, dass sie fast bündig mit der Bodenoberfläche sind, um das Risiko der Entfernung durch den Mähdrescher während der Ernte oder der Bodenernte zu minimieren.
- Getreide aus dem Erntegebiet ernten und einen Ertrag von 15,5% Feuchtigkeitsgehalt12melden. Ernte verbleibende Forschungsgebiete mit einem Grundstück kombinieren.
- Rake nicht angereicherte Biomasse aus dem Mikroplot-Bereich. Mikroplot überirdische Biomasse auf das richtige Diagramm hacken und erneut auftragen (Abbildung 3D).
- Integrieren Sie Rückstände in die Bodenoberfläche mit Bodenbearbeitung, um den Transport von Boden- und Maisrückständen in oder aus dem Mikroplotbereich zu minimieren. Ersetzen Sie alle Microplot-Eckflaggen, die aufgrund der Bodenbearbeitung entfernt wurden.
- Pflanzen Sie Mais im zweiten Jahr auf den gleichen Reihen wie der Mais des ersten Jahres.
- Sammeln Sie die oberirdische Maisbiomasse im zweiten Jahr nur bei physiologischer Reife und Prozess wie Maisproben im ersten Jahr, wie in Schritt 5.3 beschrieben. Sammeln Sie Mikroplot-Proben aus der Mitte des Mikroplot-Bereichs (1,52 m mal 0,76 m), um eine mögliche Signalverdünnung nach der Bodenbearbeitung zu vermeiden (Abbildung 2). Getreide aus dem Erntegebiet ernten und einen Ertrag von 15,5 % feuchtigkeitsspendend melden.
- Nach den Grundsätzen der Schritte 3.1 und 3.2 100 bis 200 g getrocknetes Pflanzenmaterial gründlich mischen und mahlen, um ein 2 mm Sieb zu durchlaufen. Mischen Sie das geschliffene Material gründlich und lagern Sie eine Unterprobe zur Weiterverarbeitung in einem beschrifteten Münzumschlag.
HINWEIS: Eine Thomas Wiley Mühle ist eine zufriedenstellende Option für Pflanzengewebeschleifen, während eine Perten Labormühle 3610 eine zufriedenstellende Option für das Schleifen von Getreide ist.
VORSICHT: Menschen, die Pflanzenproben mahlen, sollten Gehörschutz tragen und vor dem Einatmen von Staub geschützt werden, indem sie ein nationales Institut für Arbeitssicherheit und Arbeitsschutz tragen, das n95 Partikelfilter-Gesichtsschutz verwendet.
6. Feldprobenbearbeitung: Boden
- Sammeln Sie Bodenproben im ersten Jahr 8 Tage nach 15N angereichertem Dünger, V8, R1 und nach der Ernte vor der Bodenbearbeitung. Sammeln Sie Bodenproben im zweiten Jahr vor der Pflanzung und nach der Ernte. Aufgrund logistischer Probenahmezwänge sammelten die Autoren Bodenproben in der Saison bei 0- bis 15-, Tiefe 15- bis 30- und 30- bis 60 cm, Bodenproben nach der Ernte bei 0- bis 15-, 15-, 30- bis 60- und 60- bis 60-cm-Tiefen und vordere Bodenproben im zweiten Jahr in 0- bis 30-, 30- bis 60-, 60- bis 120-cm-Tiefen.
HINWEIS: Wenn eine Bodensonde nicht in der Lage ist, einen Bodenkern in die tiefste gewünschte Tiefe als ein einzelner Kern zu sammeln, sammeln Sie tiefere Tiefenkerne aus den gleichen Bohrlöchern wie die oberen Tiefen, die die oberen 1-cm des Bodens entsorgen, um eine Kontamination durch Bodenzutreffen zu vermeiden, der aus den oberen Tiefen fällt.- Sammeln Sie eine vierkernige (1,8 cm Durchmesser) zusammengesetzte Bodenprobe aus dem nicht angereicherten Probenahmebereich bei V8 und R1 mit einer Handsonde. Sammeln Sie einen Kern in der Maisreihe und drei Kerne zwischen den Maisreihen.
- Sammeln Sie eine Zweikern-Bodenprobe (5 cm Durchmesser) aus dem nicht angereicherten Probenahmebereich vor der Pflanzung und nach der Ernte mit einer hydraulischen Sonde.
- Sammeln Sie eine 15-Kern -Bodenprobe (1,8 cm Durchmesser) aus dem Mikroplotbereich 8 Tage nach 15N angereichertem Dünger, V8 und R1 mit einer Handsonde. Sammeln Sie drei bis vier Kerne in der Maisreihe und 11 bis 12 Kerne zwischen den Maisreihen.
HINWEIS: Böden sind extrem heterogen. Die größere Anzahl von Kernen, die aus dem angereicherten Mikroplot gesammelt werden, liefert eine bessere Schätzung der wahren 15N Anreicherung des Bodens N13. - Sammeln Sie eine dreikernige (5-cm-Durchmesser) zusammengesetzte Bodenprobe aus dem Mikroplot-Bereich bei der Vorpflanzung und nach der Ernte mit einer hydraulischen Sonde.
- Homogenisieren Sie jede zusammengesetzte Bodenprobe in einem Eimer und legen Sie sie in eine vorbeschriftete Papiertüte.
- Trockene Bodenproben bei 35 °C in einem Zwangsluftofen bis zu konstanter Masse. Schleifen Sie jede Probe, um durch ein 2 mm Sieb zu gehen. Ein mechanischer Bodenschleifer ist zufriedenstellend, wenn er zwischen jeder Probe gründlich gereinigt werden kann.
HINWEIS: Bodenproben können luftgetrocknet werden, indem Proben auf Schalen in einer dünnen Schicht verteilt werden. Die Schalen sollten sich in einem Bereich befinden, der frei von Verunreinigungen durch außerhalb von N-Quellen ist. Nicht angereicherte und angereicherte Proben sollten physisch getrennt werden, um eine Kreuzkontamination zu verhindern.
VORSICHT: Menschen, die Bodenproben mahlen, sollten Gehörschutz tragen und vor dem Einatmen von Staub geschützt werden, indem sie ein nationales Institut für Arbeitssicherheit und Arbeitsschutz tragen, das n95 Partikelfilter-Gesichtsschutz verwendet.
7. Laborprobenbearbeitung: Mahlboden und Pflanzenproben
- Trockene Bodenpflanzenproben (2 mm) über Nacht im Ofen bei 60 °C.
- Nach den in Schritt 3 beschriebenen Grundsätzen werden getrocknete Pflanzenproben oder Bodenmaterial zu einer feinen, mehlähnlichen Konsistenz mahlen. Eine Walzenglasmühle ist eine zufriedenstellende Option.
HINWEIS: Die Glasmühle der Autoren ist ein maßgeschneidertes Förderbandsystem, das 54 Rollengläser gleichzeitig verarbeiten kann.- Füllen Sie jedes Rollenglas (250 ml Borosilikatglas mit Schraubdeckel) mit 10 bis 20 g gemahlener Pflanze oder Bodenprobe und sieben Edelstahlstäben (8,5 cm lang, 0,7 cm Durchmesser).
- Rollenrollengläser bei 0,4 x g für 6-24 h oder bis Proben eine feine, mehlartige Konsistenz haben.
- Das fein gemahlene Material in eine saubere, beschriftete 20 ml Szintillationsdurchstechflasche übertragen.
- Zwischen jeder Probe, Waschrollengläser, Edelstahlstäbe und Deckel mit Seife und Wasser, um Rückstände zu entfernen.
- Rollengläser und Deckel in ein 5% HCl-Säurebad (zubereitet aus 36-38% konzentriertem Vorrat) über Nacht14eintauchen.
VORSICHT: Salzsäure ist ätzend. Es kann schwere Hautverbrennungen verursachen, Augenschäden, und ist schädlich, wenn eingeatmet. Tragen Sie immer Schutzkleidung, Handschuhe sowie Augen- und Gesichtsschutz. Flush kontaktiertgewebe gründlich mit Wasser. Verwenden Sie beim Transport von Säuren immer einen Sekundärbehälter. Fügen Sie immer Säure zu Wasser hinzu, da diese Reaktion exotherm ist. Sofort säureverschütten mit Backpulver neutralisieren.
HINWEIS: Ein großes Säurebad kann als 100 L von 5% HCl in einem 208 L Kunststoffbehälter hergestellt werden. Bereiten Sie mehrere kleinere Volumina in einer Dunstabzugshaube vor und übertragen Sie die Lösungen dann auf den Kunststoffbehälter. Ersetzen Sie die Lösung alle drei Monate. - Dreifachspülrollengläser und Deckel mit entionisiertem Wasser und lufttrocken.
- Tauchen Sie Edelstahlstäbe in ein 0,05 M NaOH Bad (vorbereitet durch Auflösen von 2 g NaOH in 1 L entionisiertem Wasser) überNacht 14. Bereiten Sie jeden Tag ein neues 0,05 M NaOH Bad vor.
VORSICHT: Natriumhydroxid kann schwere Hautverbrennungen und Augenschäden verursachen. Tragen Sie immer Schutzkleidung und Augenschutz. Entfernen Sie sofort kontaminierte Kleidung und spülen Sie Haut oder Augen mit Wasser für mehrere Minuten. - Spülen Sie die Stäbe unter fließendem heißem Leitungswasser für 5 Minuten. Dekantieren und dreifachspülen Sie die Stäbe mit entionisiertem Wasser. Lassen Sie die Stäbe auf einem mit Papiertuch gefütterten Tablett trocknen.
- Rollengläser und Deckel in ein 5% HCl-Säurebad (zubereitet aus 36-38% konzentriertem Vorrat) über Nacht14eintauchen.
8. Wiegen Sie Bodenpflanzen- und Bodenproben für die Gesamtanalyse N und 15N
- Analysieren Sie einige repräsentative Pflanzen- und Bodenproben für den Gesamtn-Gehalt (z. B. Verbrennungsanalyse15). Berechnen Sie die Probenmasse, die einen angemessenen N-Inhalt für die 15N-Analyse gemäß den Analyzer-Spezifikationen bietet.
HINWEIS: Die Autoren nutzten die analytischen Dienstleistungen der UC Davis Stable Isotope Facility. Angereicherte Probengewichte wurden für 20 g N mit einem Maximum von 100 g N optimiert. - Organisieren Sie ähnliche Proben von der niedrigsten bis zur höchsten erwarteten 15N-Anreicherung. Duplizieren Sie jede achte bis zwölfte Probe in jedem Durchlauf, um die Probengenauigkeit zu überprüfen. Schließen Sie mindestens ein Prüfbeispiel pro Durchlauf16ein.
- Beschriften Sie eine saubere 96-Well-Platte und einen Deckel mit individuellen Brunnenverdampfungsringen. Schneiden Sie eine saubere Karteikarte, um direkt in den Deckel zu passen, um Probenbewegungen zwischen Brunnen während des Transports zu verhindern.
- Tragen Sie Nitrilhandschuhe, reinigen Sie die Mikroskala, Arbeitsflächen, Spachtel und Zangen mit Labortüchern und Ethanol. Reinigene Utensilien auf einen Kimwipe auf die Laborbank legen.
HINWEIS: Nicht angereicherte und angereicherte Proben sollten mit separaten Waagen und Utensilien verarbeitet werden, um Kreuzkontaminationen zu verhindern. - Verwenden Sie Zangen, um eine vorgeformte 5 mm x 9 mm Zinnkapsel auf eine saubere Arbeitsfläche zu legen, z. B. einen Edelstahlblock mit 5 mm x 8 mm Brunnen. Tippen Sie vorsichtig auf die Kapsel in den Brunnen, um die zylindrische Form zu reformieren und den Boden der Kapsel bei Bedarf abzuflachen.
HINWEIS: Da die Probenmassen sehr gering sind, ist das Risiko einer Probenkontamination hoch. Berühren Sie die Kapseln niemals mit Handschuhen. Entsorgen Sie die Kapsel, wenn sie eine andere Oberfläche als die Zange berührt, saubere Arbeitsfläche, Waagenwanne oder 96-Well-Platte. - Verwenden Sie Zangen, um die oberen 1 mm der Kapsel sanft auszufackeln, um die Manipulation zu erleichtern. Um Skalenschäden beim Tarieren des Gewichts der Kapsel zu vermeiden, schweben Sie und lassen Sie die Kapsel 1 bis 2 mm über der Mikrowaage ab. Tare die Kapsel. Verwenden Sie Zangen, um die Kapsel an die saubere Arbeitsfläche zurück.
- Verwenden Sie einen Spachtel, um die erforderliche Masse an fein gemahlenem Probenmaterial sorgfältig in die Kapsel einzutragen. Vermeiden Sie das Verschütten von Probenmaterial auf der Außenfläche der Kapsel oder der Arbeitsflächen.
- Mit Zangen, langsam das obere Drittel der Kapsel kriepern und falten, um zu versiegeln. Mit Zangen, weiterhin falten und komprimieren sie die Kapsel in eine kugelförmige Form, wobei darauf geachtet wird, die Dose nicht zu punktieren oder zu reißen.
HINWEIS: Proben mit niedrigem N-Gehalt können Probenvolumina erfordern, die die Kapazität der 5x9 mm Kapsel überschreiten. Größere Kapseln (z. B. 9 mm x 10 mm) können in diesen Fällen verwendet werden. - Verwenden Sie Zangen, um die umwickelte Kapsel mehrmals aus einer Höhe von 1 cm auf eine saubere, dunkle Oberfläche oder einen Spiegel zu werfen, um nach Leckagen zu suchen. Wenn kein Staub auftritt, wiegen Sie die Probe mit der gleichen Technik wie in Schritt 8.6 beschrieben. Zeichnen Sie das Stichprobengewicht auf. Legen Sie die Kapsel in eine 96-Well-Platte und nehmen Sie die gut platzierte Platte auf.
- Wenn Staub auf der dunklen Oberfläche erscheint, notieren Sie das Probengewicht. Die Probe in eine zweite Zinnkapsel wickeln, auf Leckagen überprüfen und in eine saubere 96-Well-Platte geben.
HINWEIS: Wenn die umwickelte Kapsel zu groß ist, um in eine 96-Well-Platte zu passen, verwenden Sie eine 24- oder 48-Well-Platte.
- Wenn Staub auf der dunklen Oberfläche erscheint, notieren Sie das Probengewicht. Die Probe in eine zweite Zinnkapsel wickeln, auf Leckagen überprüfen und in eine saubere 96-Well-Platte geben.
- Reinigen Sie zwischen den Proben jedes der Utensilien und Oberflächen mit Ethanol- und Labortüchern, wobei besonderes Augenmerk auf die Spachtel- und Zangenkanten zu achten ist.
- Den Deckel mit Klebeband an der 96-Well-Platte befestigen und in einem Trockenschrank aufbewahren.
9. Berechnungen
- Berechnen Sie die Masse von N (kgha-1), die in den Pflanzen- oder Bodenproben enthalten ist, mit den folgenden Gleichungen.
- Berechnen Sie den Dünger N Fraktion (Nf), Dünger abgeleitet N (FDN), und Boden abgeleitet N (SDN) für Pflanzen-und Bodenproben17.
wobei A das Atom % 15N Anreicherung ist. -
- Berechnen Sie Dünger 15N Verwendung Effizienz17.
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Representative Results
Die in diesem Beitrag vorgestellten Ergebnisse stammen von einem Feldstandort, der 2015 am Southern Outreach and Research Center der University of Minnesota in der Nähe von Waseca, MN, eingerichtet wurde. Der Standort wurde als Mais-Sojabohnen -Rotation[Glycine max (L.) Merr] vor 2015 verwaltet, wurde aber während der Vegetationsperioden 2015 und 2016 als Mais-Mais-Rotation verwaltet. Der Boden war ein Nicollet Lehm (fein-lehmig, gemischt, superaktiv, mesic Aquic Hapludolls)-Webster Ton lehm (fein-lehmig, gemischt, superaktiv, mesic Typic Endoaquolls) Komplex. Die Bodenfruchtbarkeit wurde nach den richtlinien der Universitäten mit Ausnahme von N18verwaltet. Mehrere N-Dünger-Behandlungen wurden in einem randomisierten kompletten Blockdesign mit vier Replikationen angeordnet, aber nur die 135 kg Nha-1 Rate, die als Harnstoff bei der Pflanzung angewendet wird, wird in diesem Papier vorgestellt. Die Bodenmassendichte wurde in der Mitte von 0- bis 15-, 15- bis 30-, 30- bis 60-, 60- bis 90- und 60- bis 120-cm-Tiefenschichten aus zwei 5-cm-Tiefenproben pro Replikation mit der intakten Kernmethode19gemessen. Die Massendichte wurde innerhalb der Tiefe über Replikationen gemittelt und als konstant im gesamten Feld angenommen. Plot-Setup und Pflanzen- und Bodenproben wurden gesammelt und verarbeitet, wie im Protokollabschnitt beschrieben.
Die Gesamtbiomasse (FDN + SDN) stieg mit jedem aufeinanderfolgenden Probenahmeereignis in der ersten Vegetationsperiode an(Abbildung 4). Die am stärksten gewordene N-Konzentration des Düngemittels war zu Beginn der Vegetationsperiode mit 44 bis 4 % (mittlerer Standardfehler) der gesamten oberirdischen Biomasse N bei V8 am größten und ging mit jedem aufeinanderfolgenden Probenahmezeitraum zurück(Abbildung 4A). SDN war jedoch durchweg der größte Anteil oberirdischer Biomasse N, was die Bedeutung der Boden-N-Versorgung für ein optimales Maiswachstum veranschaulicht. Bei physiologischer Reife im ersten Jahr stammten 27 x 1 % der oberirdischen Biomasse N aus FDN mit ähnlichen Anteilen in Getreide-, Stover- und Cob-Fraktionen (Abbildung 4B). Bei physiologischer Reife im zweiten Jahr wurden in der oberirdischen Biomasse nur 2 bis 0,1 % der FDN des ersten Jahres mit 1,6 x 0,2 kg FDNha -1 im ersten Jahr im Getreide gewonnen (Abbildung 4A).
Das FDN-Budget für Bodenkulturen ist nützlich, um den FDN-Zyklus innerhalb des Systems im Laufe der Zeit zu quantifizieren. Innerhalb von 8 d des Düngemitteleinsatzes befand sich der Großteil der FDN wie erwartet in den oberen 15 cm des Bodenprofils(Abbildung 5). Allerdings waren bereits 22,2 x 4,4 kg N ha-1 in die tieferen Tiefen vorgegliedert, während 4 x 10 % des FDN nicht berücksichtigt wurden. Nicht bilanzierte FDN wird wahrscheinlich hauptsächlich durch N-Verlustmechanismen wie Auslaugung, Denitrifikation und Verflüchtigung angetrieben, die Entweder FDN unter die Bodenprobentiefen bewegen oder den FDN vollständig aus dem System entfernen. Bei V8 und R1 stieg die Zahl der nicht erfassten FDN im Durchschnitt auf 60,4 x 4,7 kg N ha-1, während der Boden N (0-15 cm) durchschnittlich 31,6 x 6,8 kg N habetrug. Das schnelle Wachstum von Mais und die hohe N-Nachfrage von V8 auf R1 führten zu einem Anstieg von 19,0 x 4,4 kg FDN ha-1 in oberirdischer pflanzenischer Biomasse, die die 17,7 x 5,2 kg FDN ha-1 Reduktion von 15- auf 60 cm Bodentiefe widerspiegelte. Bodentemperatur und Feuchtigkeit summieren zwischen diesen Maisentwicklungsstadien tendenziell das mikrobielle Wachstum, was zu einem schnellen Umsatz organischer Rückstände und einer Wiederverwendung mineralisierter N führt. Diese Ergebnisse deuten darauf hin, dass Maiswurzeln, die anorganische FDN aus 15 bis 60 cm Tiefe abgebaut wurden, während FDN in der Tiefe von 0 bis 15 cm hauptsächlich zwischen organischen Bodensubstanz und mikrobiellen Fraktionen geradelt wurde. Zusätzliche isotopenische Analyse von anorganischen und organischen N-Pools im Boden ist notwendig, um diese Hypothese zu validieren und detailliertere und Einblicke in die FDN-Zyklusdynamik10zu geben. Im Jahr nach der Ernte 1 wurden 59 x 2 % des ursprünglichen FDN nicht berücksichtigt, während 18,1 x 3,9 kg FDN ha-1 in den oberen 30 cm des Bodens lagen (Abbildung 5) und 22,1 x 2,3 kg FDN ha-1 in das Getreide exportiert wurden (Abbildung 4B). Düngemittel 15N Verwendung Effizienz war 24% (Gleichung 7) und ist am unteren Ende der häufig berichteten F15NUE Maßnahmen (25-45%) anderen Studien berichtet20. Obwohl die Ausrüstung zwischen den einzelnen Proben gründlich gereinigt wurde, könnten die niedrigeren F15NUE-Messungen der Studie ein Artefakt angereicherter Probenverdünnung sein, indem angereicherte Proben in der Reihenfolge der niedrigsten bis höchsten erwarteten Anreicherung verarbeitet werden. Die FDN-Menge in den oberen 30 cm verdoppelte sich (36,0 x 5,2 kg FDNha -1) vom Jahr nach der Ernte 1 auf das Vorpflanzjahr 2 aufgrund einer teilweisen Rückstandsaufschlüsselung seit dem vorangegangenen Herbst, aber nach dem Erntejahr 2 wurden nur noch 17,3 x 3,3 kg FDN ha-1 im Boden-Mais-System gefunden(Abbildung 5). Diese Studie zeigt, dass am Ende des ersten und zweiten Jahres nur 41 bzw. 29 % des FDN des ersten Jahres innerhalb des Boden-Mais-Systems (einschließlich FDN, das im Getreide ausgeführt wird) berücksichtigt wurden, während der Rest entweder an die Umwelt verloren ging oder unterhalb der 90 cm Bodenprobentiefe ausgelaugt wurde.
Falsche Ergebnisse können erzielt werden, wenn Proben kreuzkontaminiert sind, die Berechnungen von Nf, FDN und SDN beeinflussen. Angenommen, eine 15N angereicherte Pflanzenprobe mit einer tatsächlichen Anreicherung von 3.000 Atom % 15N ist mit nicht angereichertem Material kontaminiert, das die 15N-Konzentration auf 2.500 Atom % 15N verdünnt. Weiterhin nehmen wirPlant an, Gesamt-N-Pflanze ist 100 kg N ha-1, die Atom % 15N Anreicherung des Düngemittels war 5.000, und die Atom % 15N Anreicherung der nicht angereicherten Pflanzenprobe war 0,366. Die 15N angereicherte Pflanzenprobe Nf würde von 0,568 (tatsächlich) auf 0,461 (kontaminierte Probe) reduziert, wodurch die wahre FDN um 10,7 kg N ha-1unterschätzt würde. Eine Überschätzung von FDN kann auftreten, wenn Proben mit niedriger 15N Anreicherung mit zusätzlichen 15N kontaminiert sind. Daher sollte bei allen Schritten der Probenentnahme und -verarbeitung äußerste Vorsicht geboten sein, um die Probenkontamination zu minimieren, vor allem aber, wenn die Probenmassen reduziert werden (z. B. Schleif- und Wägeverfahren).
Abbildung 1: Plotdesign für das Behandlungsdiagramm und Mikrodiagramm. Die Abbildung zeigt die Abmessungen und relativen Platzierungen der Grenzgebiete, der nicht angereicherten Probenahmefläche, der Erntefläche und der Mikroplotfläche innerhalb des Behandlungsgrundstücks. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 2: Diagramm für die Probenahme von Mikroplot-Anlagen und Böden. Die Abbildung zeigt die relativen Pflanz- und Bodenprobenpositionen in jeder Probenahmephase, die eine Veränderung der Mais-N-Aufnahmemuster von später beprobten Maispflanzen vermeidet. Probenahmeereignisse traten 8 Tage nach der 15N angereicherten Düngemittelanwendung, in den Phasen der physiologischen Entwicklung von Mais V8 und R1, bei physiologischer Reife im Jahr 15N angereicherter Düngemittelanwendung (PMY1) und im darauffolgenden Jahr (PMY2) und vor der Pflanzung im zweiten Jahr (PPY2) auf. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 3: Chronologische Darstellung des Mikroplot-Managements. (A) 15N angereicherten Harnstoff in 2 L entionisiertes Wasser auflösen und bei der Pflanzung auf das Mikrodiagramm sprühen. (B) Sammeln und hacken Sie eine sechs oberirdische Maispflanzen-Verbundprobe aus dem Probenahmegebiet (15N unangereichert) und eine sechsoberirdische Maispflanzen-Verbundprobe aus dem 15N angereicherten Mikroplot zu den vorgegebenen Probenahmezeiten. (C) Nach der Probenentnahme bei physiologischer Reife entfernen Sie alle verbleibenden oberirdischen Biomasse aus dem Mikroplot. (D) Nach der Ernte nicht angereicherte oberirdische Maisbiomasse aus dem Mikroplot-Gebiet. Chip und wenden Sie den Mikroplot Mais oberirdische Biomasse auf den Mikroplot-Bereich. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 4: Beispiel für oberirdische Biomasse N, die in Düngemittel abgeleitet e (FDN) und Boden abgeleitete N (SDN) Fraktionen unterteilt. Die gesamte oberirdische Biomasse N wurde in ihre einzelnen Quellen von FDN (Vollfarbe) und SDN (Hashfarbe) in (A) und (B) unterteilt. Fehlerbalken stellen den Standardfehler des Mittelwerts dar. (A) Oberirdische Biomasse N wurde in den Phasen der physiologischen Entwicklung von Mais V8 und R1 und bei physiologischer Reife im Jahr der 15N Düngemittelanwendung (PMY1) und im Jahr nach 15N Düngemittelanwendung (PMY2) gemessen. Der Wert über jeder Spalte stellt den Prozentsatz der Gesamt-N dar, die FDN war. (B) Oberirdische Biomasse N, gemessen an PMY1 und PMY2, wird in ihren Einzelteilen von cob (nur Jahr 1), Stover (Stiel und Blätter; einschließlich Cob für PMY2) und Getreide für FDN und SDN dargestellt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 5: Beispiel für das Auslaufbudget des Boden-Mais-Düngers N (FDN). Die Masse der FDN, die sich in oberirdischer (Abvgd) Maisbiomasse und in verschiedenen Bodenprobentiefen erholt hat, wird für sechs Probenahmeereignisse über zwei Vegetationsperioden gemeldet. Probenahmeereignisse traten 8 Tage nach der 15N angereicherten Düngemittelanwendung (PA), in den Phasen der physiologischen Entwicklung von Mais V8 und R1, bei physiologischer Reife im Jahr 15N angereicherter Düngemittelanwendung (PMY1) und im darauffolgenden Jahr (PMY2) und vor der Pflanzung im zweiten Jahr (PPY2) auf. Die Differenz zwischen der angewandten Düngemittelrate (135 kg N ha-1) und der in den Boden-Mais-Teilen zurückgewonnenen Menge an FDN ist die für die FDN-Fraktion nicht berücksichtigte. Die Gesamtmasse von FDN für PPY2 und PMY2 betrug 113 kg FDN ha-1, da 22 kg FDN ha-1 als Getreide im ersten Jahr aus dem Boden-Mais-System exportiert wurden. Fehlerbalken stellen den Standardfehler des Mittelwerts dar. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
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Discussion
Stabile Isotopenforschung ist ein nützliches Werkzeug zur Verfolgung und Quantifizierung von FDN durch das Boden-Pflanzen-System. Es gibt jedoch drei Hauptannahmen im Zusammenhang mit N Tracer-Studien, die, wenn sie verletzt werden, Schlussfolgerungen aus der Anwendung dieser Methode entkräften können. Sie sind 1) der Tracer ist gleichmäßig über das gesamte System verteilt, 2) Prozesse im Rahmen der Studie treten mit den gleichen Raten auf, und 3) N verlassen den 15N angereicherten Pool gibt nichtzurück 3. Da diese Studie an der Verteilung der gesamten FDN im gesamten Boden-Pflanzen-System interessiert ist, sind die Annahmen 2 und 3 von minimaler Bedeutung21.
Die hohen Kosten von 15N angereichertem Material begrenzen in der Regel die Größe von 15N Tracer-Studien. Daher sollte der Forscher vor der Initiierung einer N-Tracer-Studie die Ziele des Forschungsprojekts sorgfältig planen und dabei folgendes berücksichtigen: die Anzahl der Probenahmeereignisse, die Dauer der Studie (Tage bis Jahre), die N-Dünger-Anwendungsrate und die 15N-Anreicherungskonzentration, die erforderlich ist, um Unterschiede zur natürlichen Häufigkeit zu messen (0,366 Atom %) nach 15N angereicherte Düngerverdünnung durch Schüttgut2. Häufig verwendete 15N Anreicherungsniveaus und Anwendungsraten werden für verschiedene Arten von agronomischer Forschung in Ref. 2 gemeldet. Nach der Bestimmung der Studienziele muss das Mikrodiagramm ausreichend groß sein, um Boden- und Pflanzenproben zu ermöglichen und Kanteneffekte zu vermeiden. Der in diesem Protokoll beschriebene Plotentwurf verwendet ein nicht beschränktes Diagramm, das die Verwendung nicht stichprobenartiger Grenzbereiche erfordert6. Die 15N-Konzentration in Grenzgebieten wird durch Massenstrom über die Mikroplotgrenze und N-Aufnahme von außerhalb des Mikroplots durch seitliche Maiswurzeln, die in den Reihen 1 und 6 wachsen, verdünnt. Beendierte Parzellen, bei denen physische Barrieren in den Boden getrieben werden, erfordern keine Grenzflächen, erfordern jedoch zusätzliche Arbeit während der Einrichtung von Mikroplots und können routinemäßige Feldoperationen einschränken6. Die Referenzen 3, 6, 22-25 bieten zusätzliche Hinweise zur Auswahl von Mikroplotgrößen, Grenzbreiten und wenn beschränkte oder nicht beschränkte Parzellen am besten geeignet sind.
Das Pflanzen- und Bodenprobenahmeprogramm dieser Studie soll mehrere Probenahmeereignisse über zwei aufeinander folgende Vegetationsperioden ermöglichen. In der Frühsaison werden Pflanzen- und Bodenproben an den äußeren Rändern des Mikroplots entnommen. Jedes aufeinanderfolgende Sampling-Ereignis nähert sich der Mitte des Mikroplots, um eine Probenahme zuvor beprobter Bereiche zu vermeiden. Mindestens zwei Maispflanzen trennen jede beprobte Pflanze, um Veränderungen in der physiologischen Entwicklung des Maises zu minimieren. Eine Herausforderung bei der Bodenprobentechnik dieser Studie besteht darin, dass die Bodenkernprobenahmemethode die heterogene Verteilung von 15N im Bodenprofil3möglicherweise nicht genau abfängt. Die räumliche Variabilität der Bodengesamtmenge N ist hoch mit einem geschätzten Variationskoeffizienten von 15%3. Eine vollständige Mikroplot-Ausgrabung würde die Quantifizierungsgenauigkeit von 15N verbessern, erfordert jedoch die Verarbeitung erheblicher Bodenmengen und begrenzt die Probenahme auf ein einzelnes Ereignis3, das nicht den Zielen dieser Studie entspricht. Die Unterteilung des Mikroplots in kleinere Probenahmeeinheiten ermöglicht mehrere Ausgrabungsereignisse, kann jedoch die erforderliche Mikroplotgröße erhöhen, um sicherzustellen, dass nicht beprobte Einheiten nicht von Änderungen am Erntedach und an der Bodenwasserdynamik betroffen sind. Trotz der möglichen Reduzierung der Genauigkeit, viele Studien verwenden die Bodenkerntechnik für Mikroplots 1 m29,22,26,27,28. Die Probengenauigkeit kann erhöht werden, indem die Anzahl der bodenkerne erhöht wird, die pro Mikroplot gesammelt und zusammengesetzt werden, indem die folgende Formel13verwendet wird:
n = (Z2)(CV2)/(d2)
wobei n die Anzahl der Bodenkerne, Z die standardisierte normale Variate für den entsprechenden Alpha-Wert (1,96 für 0,05 und 1,65 für 0,10), CV der Variationskoeffizient und d die Fehlerspanne im Plotmittelwert (als Dezimalwert) ist. Basierend auf dieser Formel gehen die Autoren davon aus, dass 15 Kerne pro Mikroplot die Gesamtsumme N auf 7,6 % auf 95 % der Parzellen schätzen würden (n = 15; Z = 1,96; CV = 15%; d = 0,076). Referenz 25 verwendete eine ähnliche Anzahl von Kernen, unterteilte aber das Mikrodiagramm in 32 Probenahmeeinheiten, die Pflanzen- und Bodenproben aus vier Einheiten bei jedem Probenahmeereignis sammelten.
Andere haben gezeigt, dass die Microplot-Daten auf das gesamte Diagramm29extrapoliert werden können. Damit diese Annahme gültig ist, müssen jedoch das Behandlungsdiagramm und das Mikrodiagramm in ähnlicher Weise verwaltet werden. Wenn möglich, sollte Dünger N in der gleichen chemischen und physikalischen Form (z. B. in Wasser gelöster Harnstoff) angewendet werden, da diese Eigenschaften die Düngemittel-Boden-Dynamik beeinflussen, einschließlich N-Verlustmechanismen, Immobilisierung und Verfügbarkeit für Bodenmikroben und Pflanzen3.
Die in diesem Protokoll beschriebene Walzenglasschleifmethode ist in der Lage, große Mengen an Pflanzen- und Bodenproben zu pulverisieren, ideal, um eine repräsentative, homogenisierte Probe zu gewährleisten. Die Technik erfordert jedoch erhebliche manuelle Arbeit und Zeit zum Laden, Entladen, Rollenundrollen und Reinigen der Rollengläser. Die Probenverarbeitung wird durch die verfügbare Anzahl von Rollengläsern, die Kapazität der Förderbandeinheit und die Größe des Säurebades begrenzt. Kommerzielle Schleiffläschchen können eine Alternative zu Walzengläsern sein, können aber das Volumen der verarbeiteten Pflanzen- und Bodenproben begrenzen. Es können ImLabor gefertigte Einweg-Schleiffläschchen konstruiert werden, die potenziell sowohl als Schleif- als auch als Probenlager dienen. Die Hauptüberlegung dieser Schleifverfahren ist die Minimierung der Kreuzkontamination zwischen den Proben.
Da 15N angereichertes Düngermaterial teuer ist, können 15N angereicherte oberirdische Biomasse- und Bodenproben zurückgehalten und für künftige Studien homogenisiert werden. Diese Produkte können besonders nützlich sein, wenn sie Dierückstandszersetzung, Mineralisierungspotenzial oder andere Nährstoffkreislaufprozesse untersuchen21.
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Disclosures
Die Autoren haben nichts zu verraten.
Acknowledgments
Die Autoren würdigen die Unterstützung des Minnesota Corn Research & Promotion Council, des Hueg-Harrison Fellowship und des Minnesota es Discovery, Research and InnoVation Economy (MnDRIVE) Fellowship.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 20 mL scintillation vial | ANY; Fisher Scientific is one example | 0334172C | |
| 250 mL borosilicate glass bottle | QORPAK | 264047 | |
| 48-well plate | EA Consumables | E2063 | |
| 96-well plate | EA Consumables | E2079 | |
| Cloth parts bag (30x50 cm) | ANY | NA | For corn ears |
| CO2 Backpack Sprayer | ANY; Bellspray Inc is one example | Model T | |
| Coin envelop (6.4x10.8 cm) | ANY; ULINE is one example | S-6285 | For 2-mm ground plant samples |
| Corn chipper | ANY; DR Chipper Shredder is one example | SKU:CS23030BMN0 | For chipping corn biomass |
| Corn seed | ANY | NA | Hybrid appropriate to the region |
| Disposable shoe cover | ANY; Boardwalk is one example | BWK00031L | |
| Ethanol 200 Proof | ANY; Decon Laboratories Inc. is one example | 2701TP | |
| Fabric bags with drawstring (90x60 cm) | ANY | NA | For plant sample collection |
| Fertilizer Urea (46-0-0) | ANY | NA | ~0.366 atom % 15N |
| Hand rake | ANY; Fastenal Company is one example | 5098-63-107 | |
| Hand sickle | ANY; Home Depot is one example | NJP150 | For plant sample collection |
| Hand-held soil probe | ANY; AMS is one example | 401.01 | |
| Hydraulic soil probe | ANY; Giddings is one example | GSPS | |
| Hydrochloric acid, 12N | Ricca Chemical | R37800001A | |
| Jar mill | ANY; Cole-Parmer is one example | SI-04172-50 | |
| Laboratory Mill | Perten | 3610 | For grinding grain |
| Microbalance accurate to four decimal places | ANY; Mettler Toledo is one example | XPR2 | |
| N95 Particulate Filtering Facepiece Respirator | ANY, ULINE is one example | S-9632 | |
| Neoprene or butyl rubber gloves | ANY | NA | For working in HCl acid bath |
| Paper hardware bags (13.3x8.7x27.8 cm) | ANY; ULINE is one example | S-8530 | For soil samples and corn grain |
| Plant grinder | ANY; Thomas Wiley Model 4 Mill is one example | 1188Y47-TS | For grinding chipped corn biomass to 2-mm particles |
| Plastic tags | ULINE | S-5544Y-PW | For labeling fabric bags and microplot stalk bundles |
| Sodium hydroxide pellets, ACS | Spectrum Chemical | SPCM-S1295-07 | |
| Soil grinder | ANY; AGVISE stainless steel grinder with motor is one example | NA | For grinding soil to pass through a 2-mm sieve |
| Tin capsule 5x9 mm | Costech Analytical Technologies Inc. | 041061 | |
| Tin capsule 9x10 mm | Costech Analytical Technologies Inc. | 041073 | |
| Urea (46-0-0) | MilliporeSigma | 490970 | 10 atom % 15N |
References
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