Summary
Здесь представлен протокол для изучения коронарной микроциркуляции в живой ткани сердца мурина путем ex vivo мониторинга артериального давления перфузии и потока, который поддерживает давление, а также сосудистых компонентов дерева, включая капиллярные кровати и перициты, как перегородка артерии канюлизируется и под давлением.
Abstract
Коронарный артериальный тон наряду с открытием или закрытием капилляров в значительной степени определяют приток крови к кардиомиоцитам при постоянном перфузионом давлении. Однако трудно контролировать динамические изменения коронарных артериол и капилляров во всем сердце, в первую очередь из-за его движения и нон-стоп избиения. Здесь мы описываем метод, который позволяет контролировать скорость артериальной перфузии, давление и диаметр изменений артериол и капилляров в мыши правой желудочковой папиллярных мышц. Мышь перегородки артерии cannulated и проникнуты при постоянном потоке или давления с другими динамически измеряется. После перфузии с флуоресцентно помечены лектин (например, Alexa Fluor-488 или -633 помечены Пшеница-Герм Агглютинин, WGA), артериолы и капилляры (и другие сосуды) в правом желудочка папиллярной мышцы и перегородки могут быть легко изображены. Изменения диаметра сосуда могут быть измерены при наличии или отсутствии сокращений сердца. Когда генетически закодированные флуоресцентные белки были выражены, конкретные особенности могут быть проверены. Для примеров перициты визуализировались в сердцах мышей, которые выражали NG2-DsRed. Этот метод предоставил полезную платформу для изучения физиологических функций капиллярных перицитов в сердце. Он также подходит для изучения влияния реагентов на кровоток в сердце путем измерения диаметра сосудов/капилляров и артериального светимого давления одновременно. Этот препарат, в сочетании с современной системой оптической визуализации, позволяет изучать кровоток и его контроль на клеточном и молекулярном уровне в сердце в почти физиологических условиях.
Introduction
Соответствующая регулировка коронарного давления обеспечивает достаточное кровоснабжение сердца для удовлетворения его метаболических потребностей1. Тем не менее, только недавно стало ясно, как коронарное давление регулируется в сердце, несмотря на обширные исследования, которые были проведены in vivo и in vitro в течение последних десятилетий. Одной из причин является трудность в создании физиологической рабочей модели для таких исследований из-за постоянного бия сердца. Несмотря на это, были созданы различные методы для наблюдения коронарных микросудов в живых тканях или животных, но ни один из этих методов не смогли достичь постоянного / стабильного фокуса и измерения давления, потока и микрососудистого диаметра в то жевремя 2,3. Прямая визуализация коронарных артериальных микро-сосудов в бьющеесясердце была введена десятилетия назад 4,3, но диаметр измерений в малых сосудах была сложной и специфические функции многих специализированных типов клеток, связанных с микроциркуляции в равной степени досадно. Даже стробоскопический метод и плавающая объективная система не могли предоставить вышеупомяую информациюодновременно 5. Тем не менее, значительный объем ценной информации был получен с использованием вышеупомянутых технологий, которые помогли нам понять больше о регулировании коронарного кровотока6. Метод, который мы описываем в этой статье, поможет исследовать и детально понять, как компоненты коронарных артерий, артериол и микроваскулярно по-разному реагируют на стимуляцию и метаболические потребности.
Рабочая модель, которую мы создали для проведения этих исследований, была построена на предыдущей работе Westerhof et al.2. После канюляции перегородки сердца мыши, физиологический солевой раствор был использован для окутыния этой артерии, чтобы сохранить миоциты и другие компоненты сердечной ткани питается. Артериальное давление перфузии, течение и диаметр сосудов отслеживались среди других физиологических функций с использованием соответствующих флуоресцентных индикаторов. Этот метод позволяет нам впервые визуализировать коронарную микрососудикулярную кровать под физиологическим давлением в живой ткани и изучить клеточные механизмы, лежащие в основе регуляции микроциркуляции.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Все уход за животными был в соответствии с руководящими принципами Университета штата Мэриленд Балтимор и Институциональный комитет по уходу за животными и использованию утвержденных протоколов.
1. Подготовка решений
ПРИМЕЧАНИЕ: Подготовьте решения заранее. В экспериментах используются два типа основных растворов: (1) физиологические солевые растворы (PSS) для суперфузации ванн и (2) растворы Тирода для перфузации люмена. Непрерывное восходящее с CO2 необходимо для поддержания рН PSS. Раствор HEPES-буферного тирода используется в люмене вместо PSS, чтобы избежать пузырьков, ичух, ичух, испакухт сосуды, так как пузырькиповесят эндотелиальные клетки 7 и затрудняя поток.
- PsS решение: Смотрите формулу и состав решения PSS в таблице 1. Сделайте 10 Л Ca2 "бесплатнои без глюкозы PSS фондовый раствор и хранить при комнатной температуре. 1 ч перед любой процедурой, вынюхив 1 л раствора акций и пузырь с 5% CO2 (74% N2 и 21% O2), чтобы сохранить рН раствора на 7,4 евро. Добавьте 1,8 г глюкозы и 1,8 мл CaCl2 (1 млн бульона)8.
ПРИМЕЧАНИЕ: Добавить Ca2 "только после восходящей, когда рН составляет 7,4, в противном случае, Ca2" будет осаждаться. - Решение Tyrode: Смотрите формулу и состав раствора Tyrode в таблице 1. Фильтровать раствор (0,22 мкм) и хранить при 4 градусах цельсия для использования в будущем9.
- Раствор Тирода с BDM (2,3-Butanedione моноксим): Добавить BDM как обратимый ингибитор миофилямента, чтобы предотвратить сокращение миоцитов10. Взвесить 600 мг БДМ и добавить в 200 мл раствора Тирода. Перемешать раствор с помощью BDM, пока он полностью не растворился. Дальнейшей фильтрации не требуется.
- Храните раствор Tyrode, содержащий BDM, при 4 градусах Цельсия для использования в будущем.
2. Подготовка камеры
- Пальто как вскрывая камеру и экспериментальную камеру заранее с polydimethylsiloxane (PDMS) следуя инструкциям, предоставленным производителем.
- Заполните вскрытую камеру раствором Тирода, содержащим BDM.
- Включите охладитель за 1 ч до процедуры. Установите температуру на уровне 4 градусов по Цельсию.
3. Каннула подготовки
- Включите шкив микропайпта. Выберите настройки в соответствии с инструкциями производителя.
- Возьмите чистую борозиликатную стеклянную трубку (внешний и внутренний диаметр используемых стеклянных трубок составил 1,2 мм и 0,69 мм соответственно).
- Вставьте стеклянную трубку в рифленые зажимы шкив Саттер пипетки с U-образной платины нагрева нить.
- Активируйте шкив, чтобы произвести два канюле, каждый с длинным тонким кончиком.
- Вырезать кончик каждой канюли с помощью тонкой пары ножниц под рассечением микроскопа, чтобы сделать окончательный диаметр кончика около 100 до 150 мкм.
- Огонь полировать кончик вырезать канюлю слегка вокруг острых краев.
- Согните канюлю вдоль вала с помощью платиновой проволоки (нагретой с тонкой контролем), расположенной на стороне вала примерно в 2 мм от кончика. Угол изгиба в канюле должен быть около 45 градусов.
- Вставьте открытый конец канюлы в держатель камеры миографа давления и затяните фитинг. Подключите шприц 5 мл, наполненный раствором Tyrode, к другой стороне фитинга. Подключите канюлю к микроманипулятору, установленному на камере (см. рисунок 1 и рисунок 2).
- Заполните канюлю раствором Тирода с помощью шприца (5 мл), промывка его, трубки и разъем пузырьков воздуха.
- Перед процедурой канюляции измерьте давление перфузии внутри канюли в пределах данного диапазона потока (50-300 МКЛ/мин, рисунок 3). Делайте это только при использовании новой канюлы.
ПРИМЕЧАНИЕ: Давление перфузии внутри канюли пропорционально потоку и линейно установлено(рисунок 3).
4. Извлечение мыши сердца
- Поместите мышь C57BL/6 (пол, 8-16 недель) в анестезию, которая соединена с резервуарами изофлурана и кислорода.
- Включите кислородный баллон и запустите поток изофлюрана. Подождите 5 минут, пока мышь полностью не будет анестезирован.
- После того, как анестезия установлена, возьмите мышь из анестезии окно и вводить гепарин IP (в брюшной полости, 360 единиц, 0,5 мл / мышь), чтобы избежать образования тромба в сосудах. Затем положите мышь обратно в анестезию поле.
- Через 10 минут после введения гепарина перемести мышь на нагретую кровать в положении на спине и стабилизуйте ее лапы с помощью ленты для маркировки. Держите мышь под полной анестезией с изофлюраном с помощью носового конуса.
- Поднимите брюшную кожу мыши над диафрагмой с помощью типсов и использовать хирургические ножницы, чтобы сократить и разоблачить диафрагму.
- Вырезать диафрагму и грудину. Открой грудь.
- Рассекаете сердце из грудной полости, разрезая как можно ближе к спинной грудной стенке.
- Поместите сердце в ледяной раствор Тирода, содержащий 30 мМ БДМ.
- Очистите сердце, чтобы удалить соединительные ткани, такие как легкие.
- Перенесите сердце в предварительно охлажденную вскрытую камеру, наполненную раствором Тирода, содержащим 30 мМ БДМ.
5. Подготовка и канюляция перегородки
- Включите сервопривод. Установите сервопривод в режим «потока». Пусть он работает на высокой скорости, пока трубки заполнены раствором Тирода, который будет использоваться для окаймливания сосудистого люмена. Убедитесь, что в трубе нет пузырьков. Затем снизить скорость.
- Прикрепите сердце к PDMS, избегая каких-либо повреждений средней области сердца.
- Удалите как правую, так и левую атрию. Разрежьте правый желудочек и удалите правый желудочковую свободную стену с помощью рассеченного микроскопа.
- Разоблачить и определить перегородку артерии. Поместите нейлоновую нить (диаметр 30 мкм) под перегородку и завяжуте свободный узел для использования в будущем.
ПРИМЕЧАНИЕ: Перегородка артерии можно легко определить с помощью рассечения микроскопа. Перегородка является основной артерией на перегородке, происходящих из правой коронарной артерии в большинстве случаев. - Удалите левый желудочковой свободной стенки с помощью тонких ножниц.
- Перенесите подготовку папиллярных мышц в экспериментальную камеру, в которой была расположена канюля. Камера заполнена раствором Тирода, содержащим BDM. Нижняя часть этой камеры покрыта тонким слоем PDMS.
- Отрегулируйте положение канюли (с помощью микроманипулятора), чтобы канюляция перегородки артерии. Затяните узел.
- Безопасные папиллярной мышцы с помощью небольших булавки в камеру пола, так что микроскоп цель имеет четкое представление о сосудах. Обратите внимание на угол и положение канюли и убедитесь, что кончик канюли параллелен с артериальной стенкой.
- Испытание канюляции путем постепенного изгнания раствора из шприца через канюлю. Если все элементы функционируют должным образом, остаточная кровь в папиллярной мышце выйдет из ткани в начале этого процесса, и только раствор Тирода будет виден позже.
6. Стабилизация подготовки
- Включите перистальтический насос, который обеспечит решение суперфузии. Затем постоянно переливять препарат в ванну с предварительно газированной PSS со скоростью 3-4 мл/мин.
- Включите контроллер температуры для решения суперфузии. Отрегулируйте температуру суперфусата ванны до 35-37 градусов по Цельсию.
- Подключите канюлю к сервоприводу. Прочитайте давление, отображаемое на контроллере сервоприводов давления.
- Мониторинг потока и давления. Поток (йл/мин) и артериальное давление перфузии (мм рт. ст.) оцифровывается с помощью дигитайзера и регистрируется с помощью связанного программного обеспечения(рисунок 2).
- Отрегулируйте поток, чтобы установить давление 10 мм рт. ст. и дайте ему работать в течение 10 мин.
- Увеличьте поток светимого раствора, чтобы сделать давление артерии 60 мм рт. ст. Получить окончательное давление перфузии артериола себя, вычитая падение давления канюли (Рисунок 3).
ПРИМЕЧАНИЕ: Если выбран режим «давления» на контроллере сервопривода давления, для этих экспериментов устанавливается светимое давление 60 мм рт. ст. Затем следите за изменением потока. - Пусть образец стабилизируется в течение 30-60 мин, отслеживая уровень потока и/или давления. Постепенное повышение артериального давления обычно наблюдается в начале перфузии после каннуляции. Новое стабильное состояние будет получить установить сам по себе примерно в 30 мин (Рисунок 4).
- Инициировать эксперимент после стабилизации перфузионого давления (при постоянном потоке).
7. Загрузка препарата флуоресцентно помеченным агглютинином пшеницы-зародыша (WGA)
- Подготовь решение Tyrode, содержащее Alexa-Fluor-488, спрягало WGA, добавив 100 мкг спряженной WGA в 5 мл раствора Тирода.
- Тщательно переключите перфусат с нормального раствора Тирода на раствор, содержащий флуоресцентно помеченный WGA. Важно тщательно переключить перфусировать так, чтобы пузырьки не были введены.
- После 30 мин перфузии WGA или когда решение WGA вот-вот конализуется, измените перфузат обратно в нормальное решение Tyrode.
8. Конфокальные изображения артериол и капилляров
- Включите систему конфокального микроскопа диска Nipkow.
- Используйте микроскоп, чтобы найти перегородку артерии с помощью низкой мощности цели (4x) в режиме передаваемого света.
ПРИМЕЧАНИЕ: Септальная артерия может быть расположена, следуя положению канюли. - Начните конфокаленную визуализацию с конфокального вращающегося диска и выберите 488 нм возбуждающей лазер, 40-х объективное увеличение и отрегулируйте интенсивность лазера и скорость отбора проб (10 - 500 мс на изображение).
- Настройка верхних и нижних позиций изображений для конфокального микроскопа для определения диапазона изображений и введите параметры для изображения z-stack.
- Установите размер шага, как это рекомендовано для используемой системы, или установите размер шага по желанию.
- Выберите настройки z-stack и/или настройки тайм-ряда.
- Выберите или установите новую папку для хранения нового изображения.
- Нажмите "Run", чтобы начать запись изображений для будущего анализа (рисунок 5).
9. Пример вазодилататорного эксперимента: вазодилатация, вызванная пинацидилатом (Видео 1).
- Приготовьте раствор пинацидных запасов (100 мМ в DMSO) и хранится при 4 градусах Цельсия.
- Приготовьте 10 мл раствора Tyrode. Добавьте 10 мкл раствора пинасидила, чтобы сделать окончательную концентрацию пинацида 100 МКМ.
- Изображение папиллярной мышцы при низком увеличении (4x цель), чтобы включить перегородки артерии и ветви артериолы.
- Переключитесь светящимся раствором на пинацид, содержащий раствор.
10. Пример экспериментов по контролю кровотока: вазоконструктор-индуцированное артериальное давление перфузии увеличивается при постоянном потоке(рисунок 6)
- Подготовка эндотелина-1 (ET-1) фондовый раствор (10 МКМ) и хранится при -20 градусов по Цельсию.
- Приготовьте 10 мл раствора Tyrode. Добавьте 10 мкл биржевого раствора ET-1 (10 МКМ), чтобы сделать окончательную концентрацию ET-1 10 nM.
- Запись светимого давления с постоянным потоком и изображение сосолярной мышцы.
- Переключитесь на раствор ET-1, содержащий раствор.
11. Пример изображения капилляров с перицитами(рисунок 7)
- Пожертвуй трансгенной мышью NG2DsRedBAC, как описано в разделе 4 этого протокола.
- Извлеките сердце, cannulate перегородки артерии и загрузить образец с Alexa-Fluor-488 конъюгированных WGA следующие протоколы 5-7.
- Изображение папиллярной мышцы на 488 нм и 560 нм возбуждения, и 510-525 нм, 575-625 нм выбросов с использованием конфокальных. Давление артериола будет около 40 мм рт. ст.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Когда флуоресцентный сосудистый маркер пронизывался в сосудистом люмене (здесь WGA спрягается с Alexa Fluor-488), можно визуализировать целые сосудистые деревья, как показано на рисунке 5 (Левая панель) с помощью высокоскоростного конфокального микроскопа. Дальнейшее увеличение позволяет детально изучить капилляры (рисунок5,правая панель). Так как под давлением система поддерживает постоянный мониторинг светимого давления, этот препарат может быть использован для ассоциированных изменений артериального диаметра с артериальным давлением. Видео 1 показывает, что, когда pinacidil,АТФ чувствительных K и канал (KATP) агонист был подан из люмена, диаметр артериол был увеличен. Рисунок 6 показывает, что, когда сосудосуживатель ET-1 был применен из люмена, диаметр артериола был уменьшен, и светимое давление было увеличено, когда поток был установлен постоянным.
Благодаря возможностям конфокальные микроскопии высокого разрешения в сочетании с определенными маркерами клеток, эта процедура также может быть использована для визуализации многих других типов клеток, связанных с микроциркуляцией. Здесь мы использовали мышь (NG2DsRedBAC трансгенной мыши), которая выражает DsRed флуоресценции белка под перицит конкретных промоутер (NG2) и помечены сосуды с WGA-Alexa Fluor 488. Это позволяет нам изображение одновременно как капиллярных (зеленый) и перицитов (красный) в мышиной папиллярной мышцы (Рисунок 7) в условиях, которые лучше имитируют физиологию у живых животных.
Рисунок 1: Каннуляция перегородки мыши.
(A)Передаваемое световое изображение показывает пример каннулированной папиллярной мышцы. Микроманипулятор, канюля и образец (перегородка с правой желудочковой папиллярной мышцей) указаны в качестве меток. (B ) Увеличенный образец в A показывает папиллярную мышцу и канулированную перегородку артерии. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок 2: Оборудование, которое использовалось во всех экспериментах.
(A)Основные компоненты установки, которые используются в эксперименте. (B)Диаграмма иллюстрирует связь между подготовкой папиллярных мышц и экспериментальным оборудованием физиологического контроля. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок 3: Измерение давления внутри канюлы.
(A)Пример, чтобы показать, как сопротивление канюли было определено путем измерения давления внутри канюли в течение ряда потоков (50-300 мкл/мин). (B)Связь давления внутри канюлы с потоком из 6 канюлей. Давление внутри канюли было пропорционально потоку и было приспособлено к выражению Pc'0.08f-12.25, где PC как давление внутри канюли, f как поток. Канюле No6. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок 4: Изменение давления перфузии при стабилизации при постоянном потоке.
(A)Типичная запись давления перфузии во время стабилизации при постоянном потоке (250 мкл/мин). Обратите внимание на повышение давления перфузии после 30 минут стабилизации. (B)Статистика показывает давление перфузии до и после стабилизации, когда тон был разработан. Средний поток артериол для поддержания первоначального давления (60 мм рт. ст.) составляет 201,7 ± 8,6 мл/мин (n' 45 мышей). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок 5: Изображение капилляров и артериол.
(A)Изображение показывает артериолы и капилляры, которые были загружены с агглютинином зародыша пшеницы (WGA). (B) Увеличить в коробке области в . Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок 6: ET-1 повышает светимое давление и уменьшает диаметр артерий.
(A)Артериальный диаметр изменился с применением ET-1 (10 нм). (B)Профили флуоресценции WGA, показывающие изменение диаметра ET-1. Диаметр артериола был отражен расстоянием между пиковой интенсивностью флуоресценции на стене артериола. (C)Светимое давление увеличивалось при наличии ET-1 (10 нМ) при постоянном потоке. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок 7: Капилляр с перицитами от ng2-DsRed мыши.
Сердечные перициты (красные) и капилляры (зеленые) были изображены под давлением (40 мм рт. ст.) и пронизылись мыши правой желудочковой папиллярной мышцы. Правая панель, увеличенные изображения коробоных областей в левой панели. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Видео 1: Вазодилатация, вызванная пинацидилатом. Пинацидил (100 МКМ) был применен из люмена. Вазодилатация была замечена в артериальном дереве. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы загрузить это видео.
| Состав физиологического солевого раствора (PSS) | |||
| Реагентов | Окончательная концентрация (mM) | Молекулярный вес | г/10 литров |
| Nacl | 112 | 58.44 | 65.45 |
| Kcl | 5 | 74.55 | 3.73 |
| MgSO4 | 1.2 | 120.37 | 1.44 |
| NaH2PO4 | 1.2 | 119.98 | 1.44 |
| NaHCO3 | 24 | 84.01 | 20.16 |
| Глюкозы | 10 | 180.16 | добавить 1,8 г глюкозы до 1 литра PSS перед использованием |
| CaCl2 | 1.8 | 110.99 | добавить 1,8 мл 1 M CaCl2 до 1 литра PSS перед использованием |
| Состав раствора Тирода | |||
| Реагентов | Окончательная концентрация (mM) | Молекулярный вес | г/л |
| Nacl | 140 | 58.44 | 8.18 |
| Kcl | 5 | 74.55 | 0.37 |
| NaH2PO4 | 0.33 | 119.98 | 0.04 |
| ГЕПЕС | 10 | 238.3 | 2.38 |
| Глюкозы | 5.5 | 180.16 | 0.99 |
| CaCl2 | 1.8 | 110.99 | добавить 1,8 мл раствора 1 M CaCl2 |
| MgCl2.6H2O | 0.5 | 203.3 | добавить 0,5 мл раствора 1 M MgCl2 |
| Примечание: Отрегулируйте pH до 7.4 с 1 M NaOH. | |||
Таблица 1: Состав решений.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
В настоящей работе мы внедрили удивительно простой, но очень практичный метод ex vivo для изучения коронарной микроциркуляции сердца в физиологических условиях. Этот метод был изменен из механических исследований с использованиемкрыс 2. Сложным дополнением была технология визуализации с высокой скоростью и высоким оптическим разрешением. Таким образом, мы смогли воспользоваться передовыми оптическими системами визуализации, которые в настоящее время являются коммерчески доступными. Тщательное вскрытие и размещение функционирующей подготовки папиллярных мышц в благоприятном положении, мы смогли визуализировать артериолы, докатиллярные артериолы, капилляры и венусы, а также перициты и смогли измерить артериальное давление и/или поток, контролируя другой. Изменения диаметра артериола и капилляра отслеживались с помощью высокоскоростного вращающегося конфокального микроскопа. Сочетание оптических изображений и внутренней перфузии физиологического солевого раствора делает этот препарат полезным при оценке эффекта биомедицинских методов лечения, а также в изучении механизмов, участвующих в физиологической и патологической регуляции кровотокав сердце 1.
Сердечно-папилляжные мышцы широко используются в изучении сердечной физиологии в течение многих лет. Однако отсутствие перфузии умаляет физиологию, если рассматриваются характеристики "работы", "метаболизма" или "электрической активности". Очевидно, что не проникнуты папиллярные мышцы, очевидно, не физиологические. Тем не менее, десятилетия назад, Вестерхоф и др. сделал под давлением тонкой папиллярной подготовки от крысдля изучения регулирования кровотока 2, но этот препарат не был использован у мышей, как мы сделали здесь, из-за трудностей обработки. Эти исследователи также не смогли изнять детали, необходимые для определения того, как регулирование кровотока произошло. Нам повезло, что мышь перегородки артерии составляет около 100 мкм в диаметре на 60 мм рт. ст. давления, меньше, чем у крыс, но достаточно большой для нашей работы. В практическом плане особое внимание необходимо уделить подготовке канюли и соединенных труб. Избегайте пузырьков в трубках и канюле. Пузыри легко оказываются в ловушке в подключенной области и будут блокировать или искажать кровоток. Поэтому дважды проверьте эти области. Кроме того, было бы полезно использовать канюлю с относительно большим наконечником до тех пор, пока она достаточно мала, чтобы попасть в артерию, потому что большая канюла держит артерию открытой и обеспечивает плавный поток. Если во время записи наблюдается внезапное и неожиданное повышение давления (при постоянном потоке), то весьма вероятно, что кончик канюли прилип к артериальной стенке или канюла была заблокирована тканевым мусором. Поэтому положение канюлы очень важно для того, чтобы поток и давление были стабильными. Чем быстрее канюляция, тем лучше для ткани. Это приводит к более быстрому восстановлению его физиологической функции. Рекомендуем, чтобы время, затраченое на канюляцию, не превышало 45 мин (от извлечения сердца до завершения канюляции).
Каким бы осторожным он ни был, этот, казалось бы, простой метод требует практики для ссовершенства. Иногда препарат не реагирует ни на какую стимуляцию, независимо от заботы, принятой во время вскрытия или быстроты и эффективности всей процедуры. Температура ванны должна быть постоянной и от 35 до 37 градусов по Цельсию. Еще одна важная вещь заключается в запуске обычной проверки ссылки на функцию тканей (например, ответ на KCl) для каждого эксперимента, до или после вашего эксперимента делается. В качестве справочников мы используем ET-1 или KCl (70 мМ). Наконец, очень важно проверить и определить, что канюла все еще на месте, когда эксперимент будет сделан. Игнорировать данные, если канюла не к месту или артерия сломана или скручена кончиком канюли. Стоит отметить две важные вещи, которые стоит отметить в центре «движения подготовки» и «анализа данных». Даже в "quiescence", подготовка по-прежнему движется (Видео 1). Незначительное движение не является проблемой для высокоскоростной вращающейся конфокальные изображения диска. Снижение давления перфузии или использованиеблокаторов канала Na q может предотвратить или свести к минимуму движение, не мешая функции микрососудистого сосуда. Мы сделали оффлайн анализ приобретенных данных с помощью ImageJ-win64 (Фиджи) и / или MATLAB с пользовательским программным обеспечением для измерения диаметра судна. Мы не детализировать диаметр анализа здесь, потому что любое программное обеспечение (например, Vasotracker11 ) должны быть в состоянии анализировать изменения диаметра.
Комбинируя физиологические исследования с методами оптической визуализации и высокоскоростной конфокальные микроскопии, этот препарат может быть широко использован для 1) проверить регулятивное воздействие новых препаратов на кровоток в сердце; 2) Изучение межклеточной связи (между кардиомиоцитами и между ними, капиллярными эндотелиальными клетками, перицитами и артериальными гладкими мышечными клетками и фибробластами); и 3) Изучение динамических функциональных изменений различных типов клеток с использованием трансгенных мышей с тегами флуоресценции1. Этот метод включает визуализацию частей ткани сердца с сетями под «близкой» физиологией. Хотя мы могли бы имитировать условия in vivo, шагая подготовки и / или в том числе некоторые красные кровяные тельца в перфусировать, он не может заменить истинные изображения in vivo с полным спектром метаболических и рабочих бремени. Он не может быть использован на крупных животных либо из-за ограниченной глубины зрения конфокального микроскопа. Тем не менее, он должен быть полезным инструментом в изучении молекулярных и клеточных механизмов, лежащих в основе регулирования коронарной микроциркуляции у мелких животных, включая мышь и крысу. Подобные понятия могут быть расширены и приняты в исследовании контроля кровотока в других тканях или органах, включая, но не ограничиваясь желудочно-кишечной системы, поджелудочной железы, щитовидной железы, лимфатических узлов, печени, почек,скелетных мышц, мозга 12 , сетчатки,ганглиев, костей, кожи, матки, яичка, яичников, надпочечников, жира и т.д. Такой подход позволит улучшить и продвинуть понимание контроля кровотока и регулирующих механизмов на клеточном и молекулярном уровнях в физиологических условиях.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Ни один.
Acknowledgments
Эта работа была частично поддержана Центром биомедицинской инженерии и технологий (BioMET); NIH (1U01HL116321) и (1R01HL142290) и Американская ассоциация сердца 10SDG4030042 (G), 19POST34450156 (HCJ).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1 M CaCl2 solution | MilliporeSigma, USA | 21115 | |
| 1 M MgCl2 solution | MilliporeSigma, USA | M1028 | |
| AxoScope software | Molecular Devices, San Jose, CA, USA | ||
| Chiller/water incubator | FisherScientific, USA | Isotemp 3016S | |
| Confocal | Nikon Instruments, USA | A1R | |
| Custom glass tubing | Drummond Scientific Company | 9-000-3301 | |
| Digidata 1322A | Molecular Devices, San Jose, CA, USA | ||
| Dissecting microscope | Olympus, Japan | SZX12 | |
| Endothelin-1 | MilliporeSigma, USA | E7764 | |
| Forceps | Fine Scientific Tools | 11295-51 | |
| Heparin Sodium Salt | Sigma-Aldrich, USA | H3393 | |
| Inline solution Heater | Warner Istruments, Hamden, CT, USA | SH-27B | |
| Isoflurane | VETone, Idaho, USA | 502017 | |
| Micropipette puller | Sutter Instruments, Novato, CA, USA | P-97 | |
| Micropipette/cannula holder | Warner Istruments, Hamden, CT, USA | 64-0981 | |
| NG2DsRedBAC transgenic mouse | The Jackson Laboratory | #008241 | |
| Nylon thread for tying blood vessels | Living Systems Instrumentation, Burlington, Vt, USA | THR-G | |
| PDMS (polydimethylsiloxane) | SYLGARD, Germantown, WI, USA | 184 SIL ELAST KIT | |
| Peristaltic pump | Gilson, Middleton, WI, USA | minipuls 3 | |
| Pressure Servo Controller | Living Systems Instrumentation, Burlington, Vt, USA | PS-200-S | |
| Scissors | Fine Scientific Tools, Foster City, CA, USA | 15000-10 | |
| Servo Pump | Living Systems Instrumentation, Burlington, Vt, USA | PS-200-P | |
| Temperature controller | Warner Instruments, Hamden, CT, USA | TC-324B | |
| Wheat Germ Agglutinin, Alexa Fluor 488 Conjugate | ThermoFisher Scientific, Waltham, MA USA | W11261 |
References
- Zhao, G., Joca, H. C., Nelson, M. T., Lederer, W. J. ATP- and voltage-dependent electro-metabolic signaling regulates blood flow in heart. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 117, 7461-7470 (2020).
- Schouten, V. J., Allaart, C. P., Westerhof, N. Effect of perfusion pressure on force of contraction in thin papillary muscles and trabeculae from rat heart. Journal of Physiology. 451, 585-604 (1992).
- Tillmanns, H., et al. Microcirculation in the ventricle of the dog and turtle. Circulation Research. 34, 561-569 (1974).
- Martini, J., Honig, C. R. Direct measurement of intercapillary distance in beating rat heart in situ under various conditions of O2 supply. Microvascular Research. 1, 244-256 (1969).
- Nellis, S. H., Liedtke, A. J., Whitesell, L. Small coronary vessel pressure and diameter in an intact beating rabbit heart using fixed-position and free-motion techniques. Circulation Research. 49, 342-353 (1981).
- Marcus, M. L., et al. Understanding the coronary circulation through studies at the microvascular level. Circulation. 82, 1-7 (1990).
- Ralevic, V., Kristek, F., Hudlicka, O., Burnstock, G. A new protocol for removal of the endothelium from the perfused rat hind-limb preparation. Circulation Research. 64, 1190-1196 (1989).
- Zhao, G., Adebiyi, A., Blaskova, E., Xi, Q., Jaggar, J. H. Type 1 inositol 1,4,5-trisphosphate receptors mediate UTP-induced cation currents, Ca2+ signals, and vasoconstriction in cerebral arteries. Amercian Journal of Physiology-Cell Physiology. 295, 1376-1384 (2008).
- Zhao, G., Li, T., Brochet, D. X., Rosenberg, P. B., Lederer, W. J. STIM1 enhances SR Ca2+ content through binding phospholamban in rat ventricular myocytes. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112, 4792-4801 (2015).
- Stowe, D. F., Boban, M., Graf, B. M., Kampine, J. P., Bosnjak, Z. J. Contraction uncoupling with butanedione monoxime versus low calcium or high potassium solutions on flow and contractile function of isolated hearts after prolonged hypothermic perfusion. Circulation. 89, 2412-2420 (1994).
- Lawton, P. F., et al. a Low-Cost and Open Source Pressure Myograph System for Vascular Physiology. Frontiers in Physiology. 10, 99 (2019).
- Kim, K. J., Filosa, J. A. Advanced in vitro approach to study neurovascular coupling mechanisms in the brain microcirculation. Journal of Physiology. 590, 1757-1770 (2012).
