Summary
Questo studio presenta un modello animale di grandi dimensioni altamente riproducibile di lesione renale ischemia-riperfusione nei suini utilizzando occlusione bilaterale percutanea percutanea palloncino-catetere delle arterie renali per 60 minuti e riperfusione per 24 ore.
Abstract
La lesione renale acuta (AKI) è associata a un rischio più elevato di morbilità e mortalità post-operatoria. La lesione da ischemia-riperfusione (IRI) è la causa più comune di AKI. Per imitare questo scenario clinico, questo studio presenta un modello animale di grandi dimensioni altamente riproducibile di IRI renale nei suini utilizzando un'occlusione bilaterale temporanea percutanea palloncino-catetere delle arterie renali. Le arterie renali sono occluse per 60 minuti introducendo i cateteri a palloncino attraverso l'arteria femorale e carotide e avanzandoli nella porzione prossimale delle arterie. Il contrasto iodinato viene iniettato nell'aorta per valutare eventuali opacifica dei vasi renali e confermare il successo dell'occlusione dell'arteria. Ciò è ulteriormente confermato dall'appiattimento della forma d'onda dell'impulso sulla punta dei cateteri a palloncino. I palloncini vengono sgonfiati e rimossi dopo 60 minuti di occlusione bilaterale dell'arteria renale e gli animali possono riprendersi per 24 ore. Alla fine dello studio, la creatinina plasmatica e l'azoto urea nel sangue aumentano significativamente, mentre l'eGFR e la produzione di urina diminuiscono significativamente. La necessità di contrasto iodinato è minima e non influisce sulla funzione renale. L'occlusione bilaterale dell'arteria renale imita meglio lo scenario clinico dell'ipoperfusione renale perioperatoria e l'approccio percutaneo riduce al minimo l'impatto della risposta infiammatoria e il rischio di infezione visto con un approccio aperto, come una laparotomia. La capacità di creare e riprodurre questo modello suino clinicamente rilevante facilita la traduzione clinica all'uomo.
Introduction
La lesione renale acuta (AKI) è una condizione comunemente diagnosticata tra i pazienti chirurgici associati a morbilitàe mortalità significative 1,2. I dati disponibili mostrano che l'AKI può colpire anche la metà di tutti i pazienti ricoverati in tutto il mondo e porta al tasso di mortalità del 50% nei pazienti nell'unità di terapiaintensiva 1,3. Nonostante la sua elevata prevalenza, l'attuale terapia AKI rimane limitata alle strategie preventive, come la gestione dei fluidi e la dialisi. Pertanto, c'è un interesse costante nell'esplorare terapie alternative per AKI4,5,6.
L'AKI è tipicamente classificato in pre-renale, intrinseco e post-renale in base alla suaeziologia 4,5,6. La maggior parte dei pazienti chirurgici con AKI sono associati a cause pre-renali dovute all'ipovolemia, con conseguente lesione da ischemia-riperfusione (IRI) dei reni2. Clinicamente, la produzione di urina diminuisce e i livelli di creatinina aumentano a causa della diminuzione della funzione renale. Il rene è un organo ad alto tasso metabolico e suscettibile all'ischemia. Un modello animale di grandi dimensioni altamente riproducibile di IRI renale è necessario per ottenere una migliore comprensione della fisiopatologia dell'AKI e dei suoi potenziali approcci terapeutici5.
Per imitare lo scenario clinico dell'ipoperfusione renale peri-operativamente, si ritiene opportuno un modello di occlusione bilaterale dell'arteria renale. I modelli precedentemente descritti che comportano un'occlusione unilaterale dell'arteria renale con o senza resezione del rene contralaterale non forniscono un'applicabilitàclinica sufficiente 7,8. Sebbene questi modelli siano sufficienti per causare L'AKI, non assomigliano a scenari clinici reali né in termini di tipo né di durata della lesione.
Lo scopo di questo documento è quello di presentare un modello porcino di occlusione temporanea bilaterale percutanea delle arterie renali mediante occlusione palloncino-catetere sotto angiografia. L'occlusione bilaterale dell'arteria renale imita lo scenario clinico dell'ipoperfusione renale, seguita dalla successiva rimozione del palloncino per la riperfusione9,10. Vengono descritti i passaggi tecnici, tra cui cateterizzazione, guida del catetere, angiografia e monitoraggio emodinamico. Questo metodo non solo consente un'occlusione altamente controllata e replicabile delle arterie renali, ma l'approccio percutaneo riduce al minimo l'impatto della risposta infiammatoria limitando la quantità di insulto al corpo rispetto a un approccio aperto.
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Protocol
Tutti gli studi in vivo sono stati condotti in conformità con le linee guida del National Institutes of Health sulla cura e l'uso degli animali e sono stati approvati dal Boston Children's Hospital's Animal Care and Use Committee (Protocol 18-06-3715). Tutti gli animali hanno ricevuto cure umane nel rispetto della Guida alla cura e all'uso degli animali da laboratorio. La figura 1 mostra la sequenza temporale, tra cui anestesia, preparazione chirurgica e punti di tempo per le misurazioni dei risultati primari di questo studio.
1. Induzione, anestesia e intubazione
- Per evitare stress e disagio inutili, sedare il maiale per iniezione intramuscolare di una miscela di tiletamina/zolazepam 4-6 mg/kg e xiazina 1,1-2,2 mg/kg, nonché isoflurane 3% con una maschera facciale.
- Cannucolare la vena udita per ottenere l'accesso venoso con una cannula 20 G IV dopo aver disinfettato l'area con il 95% di etanolo. Avviare un'infusione di manutenzione (0,9% NaCl a 5 mL/kg/h).
- Intubare il maiale con un tubo endotracheale (taglia 7 per suini del peso di 40-50 kg) una volta confermata l'adeguatezza anestetica. Eseguire la ventilazione a palloncino con una frequenza di 12 respiri / min e trasportare il maiale in sala operatoria.
- Posizionare l'animale sul tavolo operatorio in posizione supina. Avviare immediatamente la ventilazione meccanica a pressione positiva con FiO2 0,50, 10 mL /kg di volume mareale e una frequenza di 12 respiri/min sotto capnografia continua.
- Posizionare un pulsossimetro sull'orecchio o sul labbro inferiore per un monitoraggio continuo.
- Mantenere la normotermia (37 °C) utilizzando un cuscinetto riscaldato ad aria.
- Per mantenere l'anestesia generale, mantenere la somministrazione di isoflurane allo 0,5-4% attraverso il tubo endotracheale. Durante tutta la procedura, monitorare continuamente ECG, pressione arteriosa, temperatura e capnografia per misurare la profondità dell'anestesia.
- Inserire un catetere Foley per controllare lo stato del fluido dell'animale e monitorare l'uscita delle urine raccogliendo l'urina in un sacchetto di drenaggio.
NOTA: Le femmine di suini sono preferite ai maschi a causa delle caratteristiche anatomiche della loro uretra che consente una più facile cateterizzazione.
2. Preparazione chirurgica e accesso vascolare
- Drappeggia l'animale in modo sterile.
- Disinfettare l'area laterale destra del collo applicando betadina e quindi 95% di etanolo per 3 volte.
- Eseguire un taglio per la cateterizzazione dell'arteria carotidea destra e della vena giugulare destra. Ritrarre lateralmente il muscolo sternocleidomastoide e sezionarlo fino all'arteria carotidea destra e alla vena giugulare destra.
- Inserire una toria angioografica 5F sia nell'arteria che nella vena. Fissalo con una sutura 2-0 di seta.
- Inserire una toria angioografica 5F utilizzando la tecnica Seldinger nell'arteria femorale sinistra.
- Per eseguire la tecnica Seldinger forare l'arteria femorale usando un ago cavo. Inserire una punta morbida guidare attraverso il lume e far avanzare nell'arteria femorale.
- Tenere il filo guida sicuro con la mano mentre si rimuove l'ago. Passa la torcia angiografia sopra il filo guida nell'arteria femorale e ritira il filo guida. Utilizzare la guida ecografiche, se necessario.
3. Induzione di ischemia renale-lesione da riperfusione
- Somministrare 200 UI/kg di eparina di sodio per via endovenosa per ottenere l'anticoagulazione sistemica (tempo di coagulazione attivato dal bersaglio (ACT) > 300 s).
- Eseguire un'angiografia iniettando un agente di contrasto iodinato sotto fluoroscopia per identificare le arterie renali.
NOTA: Per ridurre il rischio di nefrotossicità indotta dal contrasto, diluire l'agente di contrasto iodinato in una soluzione 1:1 con soluzione salina normale. Tabulare il dosaggio per tutti gli animali per garantire un dosaggio equivalente. - Identificare le arterie renali, far avanzare manualmente il filo guida nel catetere guida.
- Posizionare il catetere guida 5F JL4 nell'arteria renale sinistra attraverso l'arteria carotidea destra (Figura 1A).
- Posizionare il secondo catetere guida 5F JL4 nell'arteria renale destra attraverso l'arteria femorale sinistra (Figura 1A).
- Utilizzare i guidewires per dirigere un catetere di dilatazione dell'angioplastica transluminale percutanea 5F (PTA) in ogni arteria renale.
NOTA: È preferibile posizionare il palloncino sull'arteria renale prossimale in modo che nessun ramo o collaterale dell'arteria renale sia lasciato brevetto dopo l'inflazione del palloncino. - Posizionare ogni catetere a palloncino in posizione e collegare una linea di pressione a ciascun catetere.
- Controllare la presenza di forme d'onda dell'impulso arterioso nel monitor di pressione per garantire il corretto posizionamento del catetere.
- Gonfiare ogni palloncino e mirare a una pressione di circa 2,5 atm all'interno del palloncino (Figura 1B).
- Per confermare la cessazione del flusso sanguigno ai reni osservare l'appiattimento della forma d'onda del polso sulla punta del catetere a palloncino.
- Iniettare un mezzo di contrasto iodinato (diluizione 1:1) e verificare la presenza di eventuali opacizzazioni dei vasi renali.
NOTA: È anche possibile riempire il palloncino con un agente di contrasto iodinato per la visualizzazione del palloncino gonfiato. Tuttavia, questo metodo non è così sensibile come l'appiattimento della forma d'onda dell'impulso per confermare l'occlusione delle arterie renali. - Dopo 60 minuti di occlusione, sgonfiare e rimuovere accuratamente i cateteri a palloncino dalle arterie renali.
- Eseguire un'angiografia (utilizzando un mezzo di contrasto diluito 1:1) per confermare la persistenza dell'arteria renale e la creazione di una riperfusione renale(Figura 1C).
- Rimuovere la toria angioografica 5F dall'arteria femorale sinistra.
- Applicare una pressione ferma nel sito di cateterizzazione per 30 minuti.
- Invertire l'effetto dell'eparina mediante somministrazione di protamina (3 mg/kg) fino a quando ACT non si normalizza.
- Per campionare l'urina durante il periodo post-operatorio, fissare un tubo al catetere Foley con una sutura di seta 2-0 usando un punto interrotto sulla pelle.
- Lasciare le suonerie angioografiche nell'arteria carotidea destra e la vena giugulare destra in posizione e fissarle con una sutura di seta 2-0 utilizzando un punto interrotto per consentire il prelievo del sangue durante lo studio.
- Chiudi l'incisione del collo con una sutura di seta 2-0 usando un punto continuo in 2 strati.
- Somministrare bupivacaina (3 mg/kg) nel sito di incisione per ridurre al minimo il dolore.
- Continuare a idratare l'animale con 0,9% nacl a 5 mL/kg/h per un totale di 2 ore dopo la fine dell'ischemia.
- Posizionare una macchia di fentanil (25-50 μg/h) sul retro dell'animale per ridurre al minimo il dolore post-operatorio.
- Somministrare un'iniezione intramuscolare di buprenorfina (0,005-0,1 mg/kg) per ridurre al minimo il dolore post-operatorio.
- Monitorare l'animale e mantenerlo sulla ventilazione meccanica fino al risveglio.
4. Recupero degli animali
- Dopo il risveglio, ospitare l'animale in una stanza a temperatura controllata.
- Continua a trasformare l'animale da un lato laterale all'altro fino a quando non riacquista piena coscienza e capacità di ambulare.
- Fornire acqua e cibo ad libitum.
5. Valutazione funzionale
- Raccogliere il sangue e i campioni di urina secondo il protocollo desiderato.
NOTA: In questo studio sono stati designati i seguenti punti di tempo: basale (1 h dopo l'inizio del protocollo di idratazione e prima dell'occlusione delle arterie renali), fine dell'ischemia e riperfusione (2 h, 6 h, 24 h). - Raccogliere i campioni di sangue arterioso e venoso. Conservarli in eparina di litio o vacutainer rivestiti con EDTA per un'analisi successiva.
NOTA: Eleva il sangue direttamente dai cateteri nell'arteria carotide e nella vena giugulare. - Raccogliere i campioni di urina dal catetere Foley e conservarli in tubi da 15 ml per l'analisi.
NOTA: Raccogliere l'urina dal sacchetto di drenaggio collegato al catetere Foley. - Per determinare la produzione di urina, svuotare il sacchetto di drenaggio e raccogliere l'urina per 1 h.
NOTA: Per il momento di 6 ore in cui un sacchetto di drenaggio non è collegato al catetere Foley, chiudere il tubo collegato al catetere Foley per 30 minuti e quindi raccogliere l'urina con una siringa da 60 ml per determinare la produzione di urina.
6. Eutanasia
- Dopo la fine del periodo di riperfusione, eseguire l'anestesia e monitorare come descritto sopra.
- Continuare l'idratazione con 0,9% NaCl a 5 mL/kg/h.
- Utilizzare i cateteri arterioso e venoso per il prelievo del sangue e il catetere Foley per determinare la produzione di urina. Raccogliere i campioni finali di sangue e urine e calcolare l'uscita delle urine.
- Eseguire un'incisione di laparotomia della linea mediana di 15 cm utilizzando una lama di dimensioni 10 dallo xifoide fino al bacino medio.
- Utilizzare un retrattile laterale dritto per ritrarre la pelle addominale.
- Sezionare gli attacchi peritoneali laterale della parete addominale per esporre il retroperitoneo destro e sinistro.
- Identificare e sezionare senza mezzi termini sia le arterie renali che le vene.
- Ligate sia arterie renali che vene con una sutura di seta 2-0 ed eseguire nefromie bilaterali per raccogliere campioni di tessuto intero per l'analisi istologica e metabolica.
- Eutanasia dell'animale con il metodo preferito di eutanasia (ad esempio, esanguinamento, pentobarbital)
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Representative Results
Analisi funzionale
I risultati rappresentativi di questo studio provengono da 6 animali e i dati mostrati sono ± errore standard della media. La funzione renale viene valutata determinando la produzione di urina, il tasso di filtrazione glomerulare stimato (eGFR), la creatina plasmatica e l'azoto urea nel sangue (BUN). I biomarcatori della funzione renale sono valutati utilizzando un analizzatore di chimica portatile. l'eGFR è calcolato secondo la seguente formula: eGFR =1,879 × BW1,092/PCr0,6 (BW: peso corporeo in kg; PCr: creatinina plasmatica in mg/dL)10,11.
Dopo 60 minuti di occlusione bilaterale dell'arteria renale, la produzione di urina è stata significativamente diminuita da 3,6 mL/kg/h ± 0,5 mL/kg/h a 0,2 mL/kg/h ± 0,1 mL/kg/h (p < 0,01). Questa diminuzione è rimasta significativa a 6 ore (1,2 mL/kg/h ± 0,1 mL/kg/h; p = 0,02 vs ±. Analogamente, è stata osservata una diminuzione significativa nell'eGFR, che è sceso da 2,5 mL/kg/h ± 0,1 mL/kg/h al basale a 1,7 mL/kg/h ± 0,1 mL/kg/h (p < 0,001) alla fine dell'ischemia e a 1,5 mL/kg/h ± 0,1 mL/h kg/h (p < 0,001), 1,2 mL/kg/h ± 0,1 mL/kg/h (p < 0,001) e 0,9 mL/kg/h ± 0,1 mL/kg/h (p < 0,001) a 2 ore, 6 ore e 24 ore di riperfusione(figura 2A-B).
La creatinina plasmatica è stata significativamente aumentata a 2 h (2,7 mg/dL ± 0,2 mg/dL; p < 0,01), 6 h (3,7 mg/dL ± 0,3 mg/dL; p < 0,001) e 24 ore (5,6 mg/dL ± 0,7 mg/dL; p < 0,001) di riperfusione rispetto al basale (1,1 mg/dL ± 0,1 mg/dL). Bun è stato di 6,5 mg/dL ± 0,8 mg/dL al basale ed è aumentato a 17,8 mg/dL ± 3,3 mg/dL (p < 0 36,2 mg/dL ± 2,9 mg/dL (p < 0,001) a 6 ore e 24 ore di riperfusione, rispettivamente (Figura 2C-D).
Anatomia grossolana e istologia
Vi erano evidenti aree necrotiche ed emorragiche che erano distribuite in modo non uniforme in entrambi i reni alla fine dei 60 minuti di ischemia renale bilaterale e delle 24 ore di riperfusione(figura 3A). La colorazione tricroma di Masson rivelò una necrosi coagulativa confluente che si trovava nei tubuli prossimali della corteccia renale. (Figura 3B). Sono state valutate anche sezioni incorporate in plastica (1 μm) in quanto forniscono dettagli significativi sull'istologia(figura 3C). Tutte le diapositive tricromatiche di Masson sono state valutate per necrosi cellulare, perdita del bordo del pennello, formazione del calco e dilatazione dei tubuli. Successivamente, è stato implementato un sistema di punteggio semi-quantitativo per la necrosi tubolare acuta (ATN): 0 se nessuno; 1 se inferiore al 10%; 2 se tra l'11% e il 25%; 3 se tra il 26% e il 45%; 4 se tra il 46% e il 75%; e 5 se superiore al 76%. Il punteggio ATN ha evidenziato lesioni significative nella corteccia renale (punteggio di 4,5 ± 0,3) e lesioni considerevoli nel midollo (punteggio di 2,7 ± 0,4).
Figura 1. Descrizione del modello sperimentale. (A) Le suini femmine dello Yorkshire (40-60 kg) sono state sedata e intubate. L'arteria femorale sinistra e l'arteria carotidea destra sono state cateterizzate con una totteria angioografica 5F. Sono state posizionate anche linee giunose giugulare destra e un catetere urinario Foley. La cateterizzazione selettiva delle arterie renali è stata eseguita utilizzando un catetere guida polivalente 5F. (B) L'occlusione delle arterie renali è stata eseguita utilizzando un catetere di dilatazione dell'angioplastica transluminale percutanea (PTA) 5F gonfiato nella porzione prossimale dell'arteria renale, occludendo totalmente il flusso sanguigno ai reni per 60 minuti. La conferma dell'occlusione è stata acquisita mediante iniezione di mezzo di contrasto iodinato nell'aorta e verificando la presenza di eventuali opacizzazioni dei vasi dei reni. (C) Dopo 60 minuti di occlusione, i palloncini sono stati sgonfiati e accuratamente rimossi. L'angiografia è stata eseguita per confermare la persistenza dell'arteria renale e l'istituzione di una riperfusione renale. Agli animali è stato quindi permesso di riperperre i reni in condizioni fisiologiche per le 24 ore successivi e sono stati successivamente eutanasiati. Campioni di sangue e urine sono stati raccolti subito prima e dopo l'ischemia renale bilaterale, a 2, 6 e 24 ore dopo l'occlusione (punti di tempo indicati con triangoli). Questa cifra è stata modificata da Doulamis etal.11. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2. Funzione renale prima e dopo lesione renale ischemia-riperfusione. (A) Produzione di urina; (B) Velocità di filtrazione glomerulare stimata (eGFR); (C) Creatinina plasmatica e (D) Azoto dell'urea nel sangue (BUN). Tutti i risultati sono visualizzati come deviazione media e standard per ogni punto di tempo. Una diminuzione significativa può essere osservata nella produzione di urina e nell'eGFR a seguito di lesioni da ischemia-riperfusione. Di conseguenza, si nota un aumento significativo della creatinina plasmatica e del BUN. I dati sono stati analizzati con misure ripetute a due modi ANOVA con il tasso di falsa scoperta di Benjamini e Hochberg (n=6). *p < 0,05 vs Baseline; **p < 0,01 vs Baseline; p < 0,001 vs Baseline. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3. Anatomia renale lorda e lesione renale del tessuto a 24 ore di riperfusione a seguito di ischemia renale-lesione da riperfusione. (A) Anatomia grossolana del rene sinistro che mostra aree pallide indicative di infarto e aree emorragiche rosse dopo 60 minuti di occlusione bilaterale dell'arteria renale e 24 ore di riperfusione. (B) La corteccia renale del veicolo mostra un'ampia necrosi coagulativa di tubuli principalmente prossimali, dopo 60 minuti di ischemia e 24 ore di riperfusione (Tricromo di Masson, ingrandimento originale 20x). (C) Queste sezioni incorporate in plastica da 1 μm (araldite-epon) dimostrano in modo più dettagliato la necrosi tubolare confluente costituita principalmente da matrice con gonfiore e cambiamenti degenerativi degli organelli (blu toluidina, ingrandimento originale 40x). Barra di scala = 200 μm. Questa cifra è stata modificata da Doulamis etal.11. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
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Discussion
L'AKI è un disturbo clinico comune che colpisce fino al 50% dei pazienti adulti ricoverati in tuttoil mondo 6,12. È necessario un modello animale clinicamente rilevante per indagare ulteriormente la fisiopatologia della malattia e potenziali obiettivi terapeutici. Sebbene ci siano diversi modelli murini che replicano l'AKI, questi non imitano completamente i rispettivi scenari clinici e l'anatomia del rene umano. Questo studio propone un modello suino clinicamente rilevante per consentire la traduzione nell'uomo13.
Qui, il protocollo descrive un approccio percutaneo che non solo è clinicamente rilevante, ma riduce al minimo anche la risposta infiammatoria e il rischio di infezione che accompagna un approccio aperto. Va anche sottolineato che un protocollo di idratazione coerente dovrebbe essere utilizzato per tutti gli animali al fine di ottenere un controllo emodinamico ottimale ed evitare l'ipoperfusione renale11. Questo può essere fatto facilmente quando l'animale viene anestetizzato ma non può sempre essere eseguito con precisione durante il periodo di recupero quando l'acqua viene fornita ad libitum.
Il mezzo di contrasto iodinato deve essere usato con cautela per evitare nefrotossicità indotta dal contrasto. Questo può essere ottenuto con la diluizione 1:1 o 1:2 con la normale soluzione salina. In questo studio, abbiamo usato una dose 10 volte inferiore alla soglia di sicurezza stimata per l'uomo (3,33 mL/kg)9,14.
Tra gli altri, lo studio utilizza l'eGFR per la valutazione della funzione renale basata su una formula che rappresenta il peso corporeo e i livelli di creatininaplasmatica 10,11. Va notato che sebbene l'uso dell'inulina per la determinazione del GFR sia stato precedentemente documentato, il suo uso è stato differito nel protocollo attuale a causa di una grave reazione vasospastica ipotensiva dopo infusione di inulina. Questo può essere evitato utilizzando steroidi o epinefrina prima della somministrazione di inulina. Tuttavia, l'uso di questi farmaci potrebbe non essere appropriato secondo ogni progetto di studio. Per questo motivo, è stata utilizzata una formula convalidata per stimare l'eGFR in base alla creatinina plasmatica e al peso corporeo11. Un modo alternativo per determinare il GFR sarebbe l'uso della formula: (creatinina delle urine x portata delle urine) / (creatinina plasmatica x peso renale).
Per la valutazione del punteggio ATN, l'uso della colorazione tricroma di Masson è preferibile alla colorazione convenzionale di ematossilina ed eosina in quanto può rintracciare meglio le lesioni del tessuto. Un'altra alternativa potrebbe essere l'uso di sezioni incorporate in plastica, che forniscono maggiori dettagli in quanto consentono una più sottile affezione del campione11. Questo modello preclinico di AKI può essere utilizzato per imitare diversi scenari clinici come il trapianto di rene, l'ipoperfusione renale a seguito di shock cardiogenico (ad esempio, infarto del miocardio, rottura dell'aneurisma, dissezione aortica), procedure transcatetere ad alto rischio di ischemia renale e procedure cardiovascolari con tempi di arresto cardiocircolatori prolungati.
Questo studio ha alcuni limiti. Lo studio ha utilizzato solo animali di sesso femminile. Questo è stato fatto per ridurre tutti i possibili effetti legati alla cateterizzazione urinaria, che è meno traumatica nelle femmine rispetto ai maschi. Oltre a questa limitazione, lo studio ha utilizzato animali giovani, altrimenti sani, eliminando così variabili confondenti che possono essere correlate a malattie coesiste. In conclusione, lo studio attuale descrive un modello animale di grandi dimensioni altamente riproducibile di IRI renale, che può essere utilizzato per ridurre il carico di AKI.
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Disclosures
Gli autori non dichiarano interessi finanziari concorrenti.
Acknowledgments
Vorremmo ringraziare il Dr. Arthur Nedder per il suo aiuto e la sua guida. Questo lavoro è stato supportato dal Richard A. and Susan F. Smith President's Innovation Award, Michael B. Klein and Family, The Sidman Family Foundation, The Michael B. Rukin Charitable Foundation, The Kenneth C. Griffin Charitable Research Fund e The Boston Investment Council.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.9% sodium chloride injection, usp, 100 ml viaflex plastic container | Baxter | 2B1302 | For animal hydration |
| Agent contrast 100.0ml injection media btl ioversal 74% | CARDINAL HEALTH | 133311 | For visualizing the vasculature |
| Bard Bardia Closed System Urinary Drainage Bag | BARD Inc | 802001 | For urine collection |
| BD Vacutainer K2 EDTA | BD | 367841 | For blood sample storage |
| BD Vacutainer Lithium Heparin | BD | 366667 | For blood sample storage |
| Betadine | Henry Schein | 6906950 | For skin disinfection |
| Bookwalker retractor | Codman | For skin retraction | |
| Bupivacaine 0.25% | Hospira | Administer at incision site for analgesia | |
| Buprenorphine SR | Zoo Pharm | 10mg/ml bottle, Dose: 0.2mg/kg SC | |
| Cath angio 5.0 Fr x100.0 cm 0.038 in JR4 | MERIT MEDICAL SYSTEM INC | 7523-21 | For identification of the renal arteries |
| Cuffed endotracheal tube | Emdamed | To establish a secure airway for the duration of the operation | |
| EKG Medtronics- Physiocontrol LifePak 20 Oxygen saturation monitor | GE Healthcare Madison WI | For oxygen saturation monitoring | |
| Encore 26 inflator | BOSTON SCIENTIFIC | 710113 | For inflating the balloon catheters |
| Ethanol 95% (Ethyl alcohol) | Henry Schein | For skin disinfection | |
| Fentanyl patch | Mylan | Dose: 25-50mcg/hr, TD | |
| Gold silicone coated Foley | TELEFLEX MEDICAL INC | 180730160 | For urine collection |
| Heparin sodium | LEO Pharma A/S | Dose: 200 IU/kg IV | |
| i33 ultrasound machine | Phillips | Use ultrasonographic guidance for femoral catherization if necessary | |
| Inqwire diagnostic guide wire - 0.035" (0.89 mm) - 260 cm (102") - 1.5 mm j-tip | MERIT MEDICAL SYSTEM INC | 6609-33 | For guiding the balloon catheters to the renal arteries |
| Intravenous catheter, size 20 gauge | Santa Cruz Biotechnology | Inc SC-360097 | For fluid administration |
| Isoflurane | Patterson Veterinary Supply, Inc. | 21283620 | Dose: 3%, INH |
| Metzenbaum blunt curved 14.5 cm - 5(3/4)" | Rudolf Medical | RU-1311-14M | For tissue dissection and cutting |
| Neonatal disposable transducer kit with 30ml/hr flush device and double 4-way stopcocks for continuous monitoring | Argon Medical | 041588505A | For pressure measurement |
| Powerflex pro PTA dilatation catheter 6 x 20 mm - shaft length (135cm) | CARDINAL HEALTH | 4400602X | For occlusion of the renal arteries |
| Pressure monitoring lines mll/mll - 12" clear, mll/mll | Smiths Medical | B1571/MX571 | For pressure measurement |
| Procedure pack | Molnlycke Health Care | 97027809 | Surgical drape, gauze pads, syringes, beaker etc |
| Protamine | Henry Schein | 1044148 | For heparin reversal |
| Scalpel blade - size #10 | Cardinal Health (Allegiance) | 32295-010 | For the skin incisions |
| Stopcock iv 4 way lrg bore rotg male ll adptr strl | Peoplesoft | 1550 | For connecting tubings |
| Straight lateral retractor | Codman | For skin retraction | |
| Suture perma hnd 18in 2-0 braid silk blk | CARDINAL HEALTH 1 | A185H | For suturing incision site and securing catheters |
| Syringe contrast injection 10ml fixed male luer red | MERIT MEDICAL SYSTEM INC | MSS111-R | To administer the contrast agent |
| Syringe medical 60ml ll plst strl ltx free disp | CARDINAL HEALTH 1 | BF309653 | For urine collection and flushing of the angiocath |
| Tilzolan (tiletamine/zolazepam) | Patterson Veterinary Supply, Inc. | 07-893-1467 | Dose: 4-6 mg/kg, IM |
| Xylazine | Putney, INC | Dose: 1.1-2.2 mg/kg, IM |
References
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