Summary
Este estudo apresenta um modelo animal de grande porte altamente reprodutível de isquemia renal-reperfusão em suínos usando oclusão bilateral de balão-cateter percutâneo temporário das artérias renais por 60 min e reperfusão por 24 h.
Abstract
A lesão renal aguda (AKI) está associada a maior risco de morbidade e mortalidade pós-operatória. A lesão por isquemia-reperfusão (IRI) é a causa mais comum de AKI. Para imitar este cenário clínico, este estudo apresenta um modelo animal de grande porte altamente reprodutível de IRI renal em suínos utilizando oclusão bilateral percutânea temporária das artérias renais. As artérias renais são ocluídas por 60 minutos introduzindo os cateteres de balão através da artéria femoral e carótida e avançando-as para a porção proximal das artérias. O contraste iodinado é injetado na aorta para avaliar qualquer opificação dos vasos renais e confirmar o sucesso da oclusão da artéria. Isso é ainda confirmado pelo achatamento da forma de onda de pulso na ponta dos cateteres de balão. Os balões são esvaziados e removidos após 60 minutos de oclusão bilateral da artéria renal, e os animais podem se recuperar por 24h. Ao final do estudo, a creatinina plasmática e o nitrogênio da ureia sanguínea aumentam significativamente, enquanto o eGFR e a produção de urina diminuem significativamente. A necessidade de contraste iodinado é mínima e não afeta a função renal. A oclusão renal bilateral imita melhor o cenário clínico da hipoperfusão renal perioperatória, e a abordagem percutânea minimiza o impacto da resposta inflamatória e o risco de infecção vista com uma abordagem aberta, como a laparotomia. A capacidade de criar e reproduzir esse modelo suíno clinicamente relevante facilita a tradução clínica para humanos.
Introduction
Lesão renal aguda (AKI) é uma condição comumente diagnosticada entre pacientes cirúrgicos associados à morbidade e mortalidadesignificativas 1,2. Os dados disponíveis mostram que a AKI pode afetar até metade de todos os pacientes hospitalizados em todo o mundo e leva a 50% de taxa de mortalidade em pacientes na unidade de terapia intensiva1,3. Apesar de sua alta prevalência, a terapia AKI atual permanece limitada a estratégias preventivas, como manejo de fluidos e diálise. Portanto, há um interesse contínuo em explorar terapias alternativas para aki4,5,6.
AKI é tipicamente classificada em pré-renal, intrínseca e pós-renal com base em sua etiologia4,5,6. A maioria dos pacientes cirúrgicos com AKI estão associados a causas pré-renais devido à hipovolemia, resultando em lesão de isquemia-reperfusão (IRI) dos rins2. Clinicamente, a produção de urina diminui, e os níveis de creatinina aumentam devido à diminuição da função renal. O rim é um órgão de alta taxa metabólica e suscetível à isquemia. Um modelo animal de grande porte altamente reprodutível de IRI renal é necessário para obter uma melhor visão da fisiopatologia da AKI e suas potenciais abordagens terapêuticas5.
Para imitar o cenário clínico da hipoperfusão renal peri-operativamente, um modelo de oclusão bilateral da artéria renal é considerado adequado. Modelos descritos anteriormente que implicam oclusão unilateral da artéria renal com ou sem ressecção do rim contralateral não fornecem aplicabilidade clínica suficiente7,8. Embora esses modelos sejam suficientes para causar AKI, eles não se assemelham a cenários clínicos da vida real nem em termos de tipo nem duração da lesão.
O objetivo deste artigo é apresentar um modelo suíno de oclusão temporária bilateral percutânea das artérias renais por oclusão de cateter de balão sob angiografia. A oclusão da artéria renal bilateral imita o cenário clínico da hipoperfusão renal, seguida da posterior remoção do balão para reperfusão9,10. As etapas técnicas são descritas, incluindo cateterismo, orientação de cateteres, angiografia e monitoramento hemodinâmico. Este método não só permite uma oclusão altamente controlada e replicável das artérias renais, mas a abordagem percutânea minimiza o impacto da resposta inflamatória limitando a quantidade de insulto ao corpo em comparação com uma abordagem aberta.
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Protocol
Todos os estudos in vivo foram realizados de acordo com as diretrizes dos Institutos Nacionais de Saúde sobre cuidados e uso de animais e foram aprovados pelo Comitê de Cuidados e Uso de Animais do Hospital Infantil de Boston (Protocolo 18-06-3715). Todos os animais receberam cuidados humanos em conformidade com o Guia de Cuidado e Uso de Animais de Laboratório. A Figura 1 mostra a linha do tempo, incluindo anestesia, preparação cirúrgica e pontos de tempo para medições de desfechos primários deste estudo.
1. Indução, anestesia e intubação
- Para evitar estresse e desconforto desnecessários, sedeia os suínos por injeção intramuscular de uma mistura de tiletamina/zolazepam 4-6 mg/kg e xilazina 1,1-2,2 mg/kg, bem como isoflurano 3% usando uma máscara facial.
- Cannula a veia auditiva para obter acesso venoso com uma cânula de 20 G IV após desinfetar a área com 95% de etanol. Inicie uma infusão de manutenção (0,9% NaCl a 5 mL/kg/h).
- Entubar o porco com um tubo endotraqueal (tamanho 7 para suínos que pesam 40-50 kg) uma vez que a adequação anestésico é confirmada. Realize a ventilação de balão com uma frequência de 12 respirações/min e transporte o porco para o centro cirúrgico.
- Coloque o animal na mesa de operação na posição supina. Inicie imediatamente a ventilação de pressão positiva mecânica com fio2 0,50, volume de maré de 10 mL/kg e uma frequência de 12 respirações/min sob capnografia contínua.
- Coloque um oxímetro de pulso na orelha ou no lábio inferior para monitoramento contínuo.
- Mantenha a normotermia (37 °C) usando uma almofada aquecida a ar.
- Para manter a anestesia geral, mantenha a administração isoflurane em 0,5-4% através do tubo endotraqueal. Durante todo o procedimento, monitore continuamente o ECG, a pressão arterial, a temperatura e a capnografia para medir a profundidade da anestesia.
- Insira um cateter Foley para verificar o estado do fluido do animal e monitore a saída de urina coletando urina em um saco de drenagem.
NOTA: Os suínos fêmeas são preferidos em relação aos machos devido às características anatômicas de sua uretra que permite um cateterismo mais fácil.
2. Preparação cirúrgica e acesso vascular
- Coloque o animal de forma estéril.
- Desinfete a área lateral direita do pescoço aplicando betadina e, em seguida, 95% de etanol por 3 vezes.
- Realize um corte para o cateterismo da artéria carótida direita e da veia jugular direita. Retraia o músculo esteterocleidomastoide lateralmente e disseque-o até a artéria carótida direita e a veia jugular direita.
- Insira uma bainha de angiografia 5F tanto na artéria quanto na veia. Fixá-lo com uma sutura de seda 2-0.
- Insira uma baia de angiografia 5F utilizando a técnica Seldinger na artéria femoral esquerda.
- Para executar a técnica Seldinger punem a artéria femoral usando uma agulha oca. Insira um fio-guia de ponta macia através do lúmen e avance-o para a artéria femoral.
- Segure o fio-guia seguro com a mão enquanto remove a agulha. Passe a baia de angiografia sobre o fio guia para a artéria femoral e retire o fio-guia. Use orientação de ultrassom, se necessário.
3. Indução de isquemia renal-reperfusão lesão
- Administre 200 UI/kg de heparina de sódio por via intravenosa para alcançar a anticoagulação sistêmica (tempo de coagulação ativado por alvo (ACT) > 300 s).
- Realize uma angiografia injetando um agente de contraste iodinaado sob fluoroscopia para identificar as artérias renais.
NOTA: Para reduzir o risco de nefrotoxicidade induzida por contraste, diluir o agente de contraste iodinaado em uma solução 1:1 com soro fisiológico normal. Tabular a dosagem para todos os animais para garantir a dosagem equivalente. - Identifique as artérias renais, avance manualmente o fio-guia no cateter guia.
- Posicione o cateter guia JL4 5F na artéria renal esquerda através da artéria carótida direita(Figura 1A).
- Posicione o segundo cateter guia 5F JL4 na artéria renal direita através da artéria femoral esquerda(Figura 1A).
- Use os fios-guia para direcionar um cateter de dilatação transluminal percutânea de 5F (PTA) em cada artéria renal.
NOTA: É preferível posicionar o balão na artéria renal proximal para que nenhum ramo ou garantia da artéria renal seja deixado patente após a inflação do balão. - Posicione cada cateter de balão no lugar e conecte uma linha de pressão a cada cateter.
- Verifique a presença de formas de onda de pulso arterial no monitor de pressão para garantir o posicionamento correto do cateter.
- Infle cada balão e aponte para uma pressão de aproximadamente 2,5 atm dentro do balão(Figura 1B).
- Para confirmar a cessação do fluxo sanguíneo para os rins observe o achatamento da forma de onda de pulso na ponta do cateter de balão.
- Injete meio de contraste iodinaado (diluição 1:1) e verifique se há alguma opacificação dos vasos renais.
NOTA: Também é possível encher o balão com um agente de contraste iodinado para visualização do balão inflado. No entanto, este método não é tão sensível quanto o achatamento da forma de onda de pulso para confirmar a oclusão das artérias renais. - Após 60 minutos de oclusão, esvazie cuidadosamente e remova os cateteres de balão das artérias renais.
- Realizar uma angiografia (utilizando meio de contraste diluído 1:1) para confirmar a patência da artéria renal e o estabelecimento de reperfusão renal(Figura 1C).
- Remova a baia de angiografia 5F da artéria femoral esquerda.
- Aplique pressão firme no local do cateterismo por 30 minutos.
- Inverta o efeito da heparina pela administração de protamina (3 mg/kg) até que o ACT se normalize.
- Para provar urina durante o período pós-operatório, fixe um tubo no cateter Foley com uma sutura de seda 2-0 usando um ponto interrompido na pele.
- Deixe as bainhas de angiografia na artéria carótida direita e na veia jugular direita no lugar e fixe-as com uma sutura de seda 2-0 usando um ponto interrompido para permitir a amostragem de sangue durante todo o estudo.
- Feche a incisão do pescoço com uma sutura de seda 2-0 usando um ponto contínuo em 2 camadas.
- Administre bupivacaína (3 mg/kg) no local da incisão para minimizar a dor.
- Continue hidratando o animal com 0,9% de NaCl a 5 mL/kg/h para um total de 2h após o fim da isquemia.
- Coloque um remendo de fentanil (25-50 μg/h) na parte de trás do animal para minimizar a dor pós-operatória.
- Administre uma injeção intramuscular de buprenorfina (0,005-0,1 mg/kg) para minimizar a dor pós-operatória.
- Monitore o animal e mantenha-o em ventilação mecânica até acordar.
4. Recuperação animal
- Após acordar, acomode o animal em uma sala controlada pela temperatura.
- Continue a girar o animal de um lado para o outro até que ele recupere a consciência plena e a capacidade de ambulação.
- Fornecer água e comida ad libitum.
5. Avaliação funcional
- Coletar o sangue e as amostras de urina de acordo com o protocolo desejado.
NOTA: Neste estudo, foram designados os seguintes pontos de tempo: linha de base (1h após início do protocolo de hidratação e antes da oclusão das artérias renais), fim da isquemia e reperfusão (2h, 6h, 24h). - Recolhe as amostras de sangue arterial e venoso. Armazene-os em heparina de lítio ou vacutainers revestidos EDTA para análise posterior.
NOTA: Retire o sangue diretamente dos cateteres na artéria carótida e na veia jugular. - Colete as amostras de urina do cateter Foley e armazene-as em tubos de 15 mL para análise.
NOTA: Recolher a urina do saco de drenagem ligado ao cateter Foley. - Para determinar a saída de urina, esvazie o saco de drenagem e colete urina por 1h.
NOTA: Para o ponto de tempo de 6h em que um saco de drenagem não está conectado ao cateter Foley, feche o tubo conectado ao cateter Foley por 30 minutos e, em seguida, colete a urina com uma seringa de 60 mL para determinar a saída de urina.
6. Eutanásia
- Após o término do período de reperfusão, realize anestesia e monitor conforme descrito acima.
- Continue hidratação com 0,9% De LNA a 5 mL/kg/h.
- Use os cateteres arteriais e venosos para amostragem de sangue e o cateter Foley para determinar a saída de urina. Colete as amostras finais de sangue e urina e calcule a saída de urina.
- Realize uma incisão de laparotomia midline de 15 cm usando uma lâmina tamanho 10 do xifoide até a pelve média.
- Use um retrátil lateral reto para retrair a pele abdominal.
- Dissecar os anexos peritários laterais da parede abdominal para expor o retroperitônio direito e esquerdo.
- Identificar e dissecar sem rodeios as artérias e veias renais.
- Ligate as artérias renais e as veias com uma sutura de seda 2-0 e realize nefrectomias bilaterais para coletar amostras de tecido inteiro para análise histológica e metabólica.
- Eutanásia do animal com o método preferido de eutanásia (por exemplo, exsanguinação, pentobarbital)
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Representative Results
Análise funcional
Os resultados representativos deste estudo são de 6 animais e os dados apresentados são médias ± erro padrão da média. A função renal é avaliada pela determinação da saída de urina, taxa de filtração glomerular estimada (eGFR), creatina plasmática e nitrogênio de ureia sanguínea (BUN). Os biomarcadores da função renal são avaliados por meio de um analisador de química portátil. eGFR é calculado de acordo com a seguinte fórmula: eGFR =1,879 × BW1.092/PCr0,6 (BW: peso corporal em kg; PCr: creatinina de plasma em mg/dL)10,11.
Após 60 minutos de oclusão bilateral da artéria renal, a saída de urina foi significativamente reduzida de 3,6 mL/kg/h ± 0,5 mL/kg/h para 0,2 mL/kg/h ± 0,1 mL/kg/h (p < 0,01). Esta redução permaneceu significativa em 6 h (1,2 mL/kg/h ± 0,1 mL/kg/h; p = 0,02 vs. linha de base) e 24 h (1,3 mL/kg/h ± 0,4 mL/kg/h; p = 0,02 vs. linha de base) após a reperfusão. Da mesma forma, observou-se uma diminuição significativa no eGFR, que caiu de 2,5 mL/kg/h ± 0,1 mL/kg/h na linha de base para 1,7 mL/kg/h ± 0,1 mL/kg/h (p < 0,001) no final da isquemia e para 1,5 mL/kg/h ± 0,1 mL/kg/h (p < 0,001), 1,2 mL/kg/h ± 0,1 mL/kg/h (p < 0,001) e 0,9 mL/kg/h ± 0,1 mL/kg/h (p < 0,001) a 2h, 6h e 24 h de reperfusão, respectivamente (Figura 2A-B).
A creatinina plasmática aumentou significativamente em 2h (2,7 mg/dL ± 0,2 mg/dL; p < 0,01), 6 h (3,7 mg/dL ± 0,3 mg/dL; p < 0,001) e 24 h (5,6 mg/dL ± 0,7 mg/dL; p < 0,001) de reperfusão em relação à linha de base (1,1 mg/dL ± 0,1 mg/dL). O BUN foi de 6,5 mg/dL ± 0,8 mg/dL na linha de base e aumentou para 17,8 mg/dL ± 3,3 mg/dL (p < 0.0.001) e 36,2 mg/dL ± 2,9 mg/dL (p < 0,001) a 6h e 24h de reperfusão, respectivamente (Figura 2C-D).
Anatomia grosseira e histologia
Havia áreas necróticas e hemorrágicas evidentes que foram distribuídas de forma irregular em ambos os rins no final dos 60 min de isquemia renal bilateral e 24h de reperfusão(Figura 3A). A coloração tricrática de Masson revelou necrose coagulativa confluente que estava localizada nos túbulos proximais do córtex renal. (Figura 3B). As seções embutidas plásticas (1 μm) também foram avaliadas, pois fornecem detalhes significativos da histologia (Figura 3C). Todos os slides tricromome de Masson foram avaliados para necrose celular, perda de borda de escova, formação de gesso e dilatação de túbulos. Em seguida, foi implementado um sistema de pontuação semi-quantitativa para necrose tubular aguda (ATN) da seguinte forma: 0 se nenhum; 1 se menos de 10%; 2 se entre 11%-25%; 3 se entre 26%- 45%; 4 se entre 46%-75%; e 5 se maior que 76%. A pontuação atn mostrou lesão significativa no córtex renal (pontuação de 4,5 ± 0,3) e lesão considerável na medula (pontuação de 2,7 ± 0,4).
Figura 1. Descrição do modelo experimental. (A) As poros femininas de Yorkshire (40-60 kg) foram sedadas e entubadas. A artéria femoral esquerda e a artéria carótida direita foram cateterizadas com baia angiografia 5F. Linhas venosas jugulares direitas e um cateter urinário Foley também foram colocados. O cateterismo seletivo das artérias renais foi realizado utilizando-se um cateter-guia multiuso 5F. (B) A oclusão das artérias renais foi realizada utilizando-se um cateter de dilatação transluminal percutânea de 5F (PTA) inflado na porção proximal da artéria renal, ocluindo totalmente o fluxo sanguíneo para os rins por 60 minutos. A confirmação da oclusão foi adquirida por injeção de meio de contraste iodinaado na aorta e verificando se há alguma opacificação dos vasos dos rins. (C) Após 60 minutos de oclusão, os balões foram esvaziados e cuidadosamente removidos. A angiografia foi realizada para confirmar a patência da artéria renal e o estabelecimento de reperfusão renal. Os animais foram então autorizados a reutilizar os rins em condições fisiológicas pelas próximas 24 horas e foram posteriormente eutanizados. Amostras de sangue e urina foram coletadas antes e depois da isquemia renal bilateral, às 2, 6 e 24h após a oclusão (pontos de tempo indicados com triângulos). Este número foi modificado a partir de Doulamis et al11. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2. Função renal antes e depois da lesão de isquemia renal. (A) Saída de urina; (B) Taxa de filtragem glomerular estimada (eGFR); (C) Creatinina de plasma e (D) Nitrogênio de ureia sanguínea (BUN). Todos os resultados são mostrados como desvio médio e padrão para cada ponto de tempo. Uma diminuição significativa pode ser observada na saída de urina e no eGFR após lesão de isquemia-reperfusão. Assim, um aumento significativo é observado na creatinina plasmática e no BUN. Os dados foram analisados por medidas repetidas bidirecional ANOVA com a taxa de descoberta falsa de Benjamini e Hochberg (n=6). *p < 0,05 vs Linha de Base; **p < 0,01 vs Linha de Base; p < 0,001 vs Linha de Base. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3. Anatomia renal grosseira e lesão no tecido renal em 24 horas de reperfusão após lesão de isquemia renal- reperfusão. (A) Anatomia bruta do rim esquerdo mostrando áreas pálidas indicativas de infarto e áreas hemorrágicas vermelhas após 60 minutos de oclusão bilateral da artéria renal e 24h de reperfusão. (B) O córtex renal do veículo apresenta extensa necrose coagulativa de túbulos principalmente proximais, após 60 minutos de isquemia e 24h de reperfusão (Tricromo de Masson, ampliação original 20x). (C) Estas seções embutidas de plástico de 1 μm (araldite-epon) demonstram em maior detalhe a necrose tubular confluente constituída principalmente de matriz com inchaço e alterações degenerativas de organelas (azul toluidina, ampliação original 40x). Barra de escala = 200 μm. Este número foi modificado a partir de Doulamis et al11. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
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Discussion
AKI é uma doença clínica comum que afeta até 50% dos pacientes adultos hospitalizados em todo o mundo6,12. Um modelo animal clinicamente relevante é necessário para investigar melhor a fisiopatologia da doença e potenciais alvos terapêuticos. Embora existam vários modelos murinos replicando AKI, estes não imitam completamente seus respectivos cenários clínicos e a anatomia do rim humano. Este estudo propõe um modelo suíno clinicamente relevante para permitir a tradução para humanos13.
Aqui, o protocolo descreve uma abordagem percutânea que não só é clinicamente relevante, mas também minimiza a resposta inflamatória e o risco de infecção que acompanha uma abordagem aberta. Deve-se destacar também que um protocolo de hidratação consistente deve ser utilizado para todos os animais, a fim de alcançar o controle hemodinâmico ideal e evitar a hipoperfusão renal11. Isso pode ser facilmente feito quando o animal é anestesiado, mas nem sempre pode ser realizado com precisão durante o período de recuperação, quando a água é fornecida ad libitum.
O meio de contraste iodinaado deve ser usado com cautela para evitar nefrotoxicidade induzida pelo contraste. Isso pode ser alcançado por diluição de 1:1 ou 1:2 com soro fisiológico normal. Neste estudo, utilizou-se uma dose 10 vezes menor do que o limite de segurança estimado para humanos (3,33 mL/kg)9,14.
Entre outros, o estudo utiliza eGFR para avaliação da função renal com base em uma fórmula que contabiliza o peso corporal e os níveis de creatinina plasmática10,11. Deve-se notar que, embora o uso de inulina para a determinação da RSR tenha sido previamente documentado, seu uso foi diferido no protocolo atual devido à reação vasospastica hipotensiva grave após a infusão de inulina. Isso pode ser evitado usando esteroides ou epinefrina antes da administração da inulina. No entanto, o uso desses medicamentos pode não ser apropriado de acordo com o desenho de cada estudo. Por essa razão, utilizou-se uma fórmula validada para estimar o eGFR com base na creatinina plasmática e no peso corporal11. Uma maneira alternativa para determinar a RSA seria usar a fórmula: (taxa de fluxo de urina creatinina x urina) / (plasma creatinina x peso renal).
Para a avaliação do escore atn, o uso da coloração Tricromática de Masson é preferível à hematoxilina convencional e à coloração de eosina, pois pode melhor rastrear lesões teciduais. Outra alternativa pode ser o uso de seções embutidas de plástico, que fornecem maiores detalhes, pois permitem o corte mais fino da amostra11. Este modelo pré-clínico de AKI pode ser usado para imitar vários cenários clínicos, como transplante renal, hipoperfusão renal após choque cardiogênico (por exemplo, infarto do miocárdio, ruptura do aneurisma, dissecção aórtica), procedimentos transcateter com alto risco de isquemia renal e procedimentos cardiovasculares com tempos de parada cardiocirculatória prolongada.
Este estudo tem algumas limitações. O estudo utilizou apenas animais fêmeas. Isso foi feito para reduzir eveneques possíveis efeitos relacionados ao cateterismo urinário, que é menos traumático em fêmeas do que em homens. Além dessa limitação, o estudo utilizou animais jovens e saudáveis, eliminando variáveis confusas que possam estar relacionadas à convivência de doenças. Em conclusão, o presente estudo descreve um modelo animal de grande porte altamente reprodutível de IRI renal, que pode ser usado para diminuir a carga de AKI.
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Disclosures
Os autores declaram não haver interesses financeiros concorrentes.
Acknowledgments
Gostaríamos de agradecer ao Dr. Arthur Nedder por sua ajuda e orientação. Este trabalho foi apoiado pelo Prêmio de Inovação do Presidente Richard A. e Susan F. Smith, Michael B. Klein and Family, The Sidman Family Foundation, The Michael B. Rukin Charitable Foundation, The Kenneth C. Griffin Charitable Research Fund e The Boston Investment Council.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.9% sodium chloride injection, usp, 100 ml viaflex plastic container | Baxter | 2B1302 | For animal hydration |
| Agent contrast 100.0ml injection media btl ioversal 74% | CARDINAL HEALTH | 133311 | For visualizing the vasculature |
| Bard Bardia Closed System Urinary Drainage Bag | BARD Inc | 802001 | For urine collection |
| BD Vacutainer K2 EDTA | BD | 367841 | For blood sample storage |
| BD Vacutainer Lithium Heparin | BD | 366667 | For blood sample storage |
| Betadine | Henry Schein | 6906950 | For skin disinfection |
| Bookwalker retractor | Codman | For skin retraction | |
| Bupivacaine 0.25% | Hospira | Administer at incision site for analgesia | |
| Buprenorphine SR | Zoo Pharm | 10mg/ml bottle, Dose: 0.2mg/kg SC | |
| Cath angio 5.0 Fr x100.0 cm 0.038 in JR4 | MERIT MEDICAL SYSTEM INC | 7523-21 | For identification of the renal arteries |
| Cuffed endotracheal tube | Emdamed | To establish a secure airway for the duration of the operation | |
| EKG Medtronics- Physiocontrol LifePak 20 Oxygen saturation monitor | GE Healthcare Madison WI | For oxygen saturation monitoring | |
| Encore 26 inflator | BOSTON SCIENTIFIC | 710113 | For inflating the balloon catheters |
| Ethanol 95% (Ethyl alcohol) | Henry Schein | For skin disinfection | |
| Fentanyl patch | Mylan | Dose: 25-50mcg/hr, TD | |
| Gold silicone coated Foley | TELEFLEX MEDICAL INC | 180730160 | For urine collection |
| Heparin sodium | LEO Pharma A/S | Dose: 200 IU/kg IV | |
| i33 ultrasound machine | Phillips | Use ultrasonographic guidance for femoral catherization if necessary | |
| Inqwire diagnostic guide wire - 0.035" (0.89 mm) - 260 cm (102") - 1.5 mm j-tip | MERIT MEDICAL SYSTEM INC | 6609-33 | For guiding the balloon catheters to the renal arteries |
| Intravenous catheter, size 20 gauge | Santa Cruz Biotechnology | Inc SC-360097 | For fluid administration |
| Isoflurane | Patterson Veterinary Supply, Inc. | 21283620 | Dose: 3%, INH |
| Metzenbaum blunt curved 14.5 cm - 5(3/4)" | Rudolf Medical | RU-1311-14M | For tissue dissection and cutting |
| Neonatal disposable transducer kit with 30ml/hr flush device and double 4-way stopcocks for continuous monitoring | Argon Medical | 041588505A | For pressure measurement |
| Powerflex pro PTA dilatation catheter 6 x 20 mm - shaft length (135cm) | CARDINAL HEALTH | 4400602X | For occlusion of the renal arteries |
| Pressure monitoring lines mll/mll - 12" clear, mll/mll | Smiths Medical | B1571/MX571 | For pressure measurement |
| Procedure pack | Molnlycke Health Care | 97027809 | Surgical drape, gauze pads, syringes, beaker etc |
| Protamine | Henry Schein | 1044148 | For heparin reversal |
| Scalpel blade - size #10 | Cardinal Health (Allegiance) | 32295-010 | For the skin incisions |
| Stopcock iv 4 way lrg bore rotg male ll adptr strl | Peoplesoft | 1550 | For connecting tubings |
| Straight lateral retractor | Codman | For skin retraction | |
| Suture perma hnd 18in 2-0 braid silk blk | CARDINAL HEALTH 1 | A185H | For suturing incision site and securing catheters |
| Syringe contrast injection 10ml fixed male luer red | MERIT MEDICAL SYSTEM INC | MSS111-R | To administer the contrast agent |
| Syringe medical 60ml ll plst strl ltx free disp | CARDINAL HEALTH 1 | BF309653 | For urine collection and flushing of the angiocath |
| Tilzolan (tiletamine/zolazepam) | Patterson Veterinary Supply, Inc. | 07-893-1467 | Dose: 4-6 mg/kg, IM |
| Xylazine | Putney, INC | Dose: 1.1-2.2 mg/kg, IM |
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