Summary
Este estudio presenta un modelo animal grande altamente reproducible de lesión renal de la isquemia-reperfusión en cerdos usando la obstrucción bilateral percutánea temporal del globo-catéter de las arterias renales por el minuto 60 y la reperfusión para 24 H.
Abstract
La lesión renal aguda (IRA) se asocia con un mayor riesgo de morbilidad y mortalidad postoperatoria. La lesión de la Isquemia-reperfusión (IRI) es la causa más común de AKI. Para mímico este escenario clínico, este estudio presenta un modelo animal grande altamente reproducible de IRI renal en cerdos usando la obstrucción bilateral percutánea temporal del globo-catéter de las arterias renales. Las arterias renales se ocluyen durante 60 minutos introduciendo los catéteres con balón a través de la arteria femoral y carótida y avanzándolos en la porción proximal de las arterias. El contraste yodado se inyecta en la aorta para evaluar cualquier opacificación de los vasos renales y confirmar el éxito de la oclusión de la arteria. Esto se confirma aún más por el aplanamiento de la forma de onda de pulso en la punta de los catéteres de balón. Los globos se desinflan y se quitan después del minuto 60 de la obstrucción bilateral de la arteria renal, y permiten que los animales se recuperen por 24 h. Al final del estudio, la creatinina plasmática y el nitrógeno ureico en sangre aumentan significativamente, mientras que la eGFR y la producción de orina disminuyen significativamente. La necesidad de contraste yodado es mínima y no afecta a la función renal. La oclusión bilateral de la arteria renal imita mejor el escenario clínico de hipoperfusión renal perioperatoria, y el abordaje percutáneo minimiza el impacto de la respuesta inflamatoria y el riesgo de infección observado con un abordaje abierto, como una laparotomía. La capacidad de crear y reproducir este modelo porcino clínicamente relevante facilita la traducción clínica a los seres humanos.
Introduction
La lesión renal aguda (IRA) es una afección comúnmente diagnosticada entre los pacientes quirúrgicos asociada con morbilidad y mortalidad significativa1,2. Los datos disponibles muestran que la IRA puede afectar incluso a la mitad de todos los pacientes hospitalizados en todo el mundo y conduce a una tasa de mortalidad del 50% en los pacientes de la unidad de cuidados intensivos1,3. A pesar de su alta prevalencia, la terapia actual con IRA sigue estando limitada a estrategias preventivas, como el manejo de líquidos y la diálisis. Por lo tanto, hay un interés continuo en explorar terapias alternativas para AKI4,5,6.
La IRA se clasifica típicamente en prerrenal, intrínseca y postrrenal en función de su etiología4,5,6. La mayoría de los pacientes quirúrgicos con IRA están asociados a causas prerrenales por hipovolemia, resultando en lesión por isquemia-reperfusión (IRI) de los riñones2. Clínicamente, la producción de orina disminuye y los niveles de creatinina aumentan debido a la disminución de la función renal. El riñón es un órgano de alta tasa metabólica y susceptible a la isquemia. Es necesario un modelo animal grande altamente reproducible de IRI renal para obtener una mejor comprensión de la fisiopatología de la IRA y sus potenciales abordajes terapéuticos5.
Para mímico el escenario clínico del hypoperfusion del riñón peri-operatively, un modelo de la obstrucción bilateral de la arteria renal se juzga conveniente. Los modelos previamente descritos que implican oclusión unilateral de la arteria renal con o sin resección del riñón contralateral no proporcionan suficiente aplicabilidad clínica7,8. Aunque estos modelos son suficientes para causar IRA, no se asemejan a escenarios clínicos de la vida real ni en términos de tipo ni de duración de la lesión.
La puntería de este papel es presentar un modelo porcino de la obstrucción temporal bilateral percutánea de las arterias renales por la obstrucción del globo-catéter bajo angiografía. La oclusión bilateral de la arteria renal imita el escenario clínico de hipoperfusión renal, seguido de la posterior retirada del balón para la reperfusión9,10. Se describen los pasos técnicos, incluyendo la cateterización, la dirección del catéter, la angiografía, y la supervisión hemodinámica. Este método no sólo permite una obstrucción altamente controlada y replicable de las arterias renales, pero el acercamiento percutáneo reduce al mínimo el impacto de la respuesta inflamatoria limitando la cantidad de insulto al cuerpo comparado a un acercamiento abierto.
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Protocol
Todos los estudios in vivo se llevaron a cabo de acuerdo con las directrices de los Institutos Nacionales de Salud sobre el cuidado y uso de animales y fueron aprobados por el Comité de Cuidado y Uso de Animales del Boston Children's Hospital (Protocolo 18-06-3715). Todos los animales recibieron atención humana de conformidad con la Guía para el cuidado y uso de animales de laboratorio. La Figura 1 muestra la línea de tiempo que incluye anestesia, preparación quirúrgica y puntos de tiempo para las mediciones de resultado primarias de este estudio.
1. Inducción, anestesia e intubación
- Para prevenir el estrés y las molestias innecesarias, seda los cerdos mediante la inyección intramuscular de una mezcla de tiletamine/zolazepam 4-6 mg/kg y xilazina 1,1-2,2 mg/kg, así como isoflurano al 3% utilizando una mascarilla.
- Cannulate la vena del oído para obtener el acceso venoso con una cánula de 20 G IV después de desinfectar el área con etanol al 95%. Iniciar una infusión de mantenimiento (NaCl al 0,9% a 5 mL/kg/h).
- Intubar el cerdo con un tubo endotraqueal (tamaño 7 para cerdos que pesen 40-50 kg) una vez que se confirme la adecuación anestésica. Realice la balón-ventilación con una frecuencia de 12 respiraciones/minuto y transporte el cerdo al quirófano.
- Coloque al animal en la mesa de operaciones en decúbito supino. Inicie inmediatamente la ventilación mecánica con presión positiva con FiO2 0,50, 10 mL/kg de volumen corriente y una frecuencia de 12 respiraciones/min bajo capnografía continua.
- Coloque un oxímetro de pulso en la oreja o en el labio inferior para un monitoreo continuo.
- Mantener la normotermia (37 °C) utilizando una almohadilla calentada por aire.
- Para mantener la anestesia general, mantenga la administración de isoflurano al 0,5-4% a través del tubo endotraqueal. A lo largo del procedimiento, controle continuamente el ECG, la presión arterial, la temperatura y la capnografía para medir la profundidad de la anestesia.
- Inserte un catéter de Foley para verificar el estado flúido del animal y controle la producción de orina recogiendo la orina en una bolsa de drenaje.
NOTA:Las hembras porcinas son preferidas sobre los machos debido a las características anatómicas de su uretra, lo que permite un cateterismo más fácil.
2. Preparación quirúrgica y acceso vascular
- Envolvía al animal de forma estéril.
- Desinfecte el área lateral derecha del cuello aplicando betadina y luego etanol al 95% durante 3 veces.
- Realizar un corte para el cateterismo de la arteria carótida derecha y la vena yugular derecha. Retraer el músculo esternocleidomastoideo lateralmente y diseccionarlo hasta la arteria carótida derecha y la vena yugular derecha.
- Inserte una vatina de angiografía 5F tanto en la arteria como en la vena. Asegurarlo con una sutura de seda 2-0.
- Inserte una vaia de angiografía 5F usando la técnica de Seldinger en la arteria femoral izquierda.
- Para realizar la técnica de Seldinger se perfore la arteria femoral utilizando una aguja hueca. Inserte un cable guía de punta suave a través de la luz y avance hacia la arteria femoral.
- Sostenga el cable guía seguro con la mano mientras retira la aguja. Pase la vatina de angiografía sobre el cable guía hacia la arteria femoral y retire el cable guía. Use la guía de ultrasonido, si es necesario.
3. Inducción de lesión renal de la isquemia-reperfusión
- Administrar 200 UI/kg de heparina sódica por vía intravenosa para lograr la anticoagulación sistémica (tiempo de coagulación activado objetivo (ACT) > 300 s).
- Realizar una angiografía inyectando un agente de contraste yodado bajo fluoroscopia para identificar las arterias renales.
NOTA:Para reducir el riesgo de nefrotoxicidad inducida por contraste, diluya el agente de contraste yodado en una solución 1:1 con solución salina normal. Tabular la dosis para todos los animales para asegurar una dosificación equivalente. - Identificar las arterias renales, avanzar manualmente el cable guía en el catéter guía.
- Coloque el catéter guía 5F JL4 en la arteria renal izquierda a través de la arteria carótida derecha (Figura 1A).
- Coloque el segundo catéter guía 5F JL4 en la arteria renal derecha a través de la arteria femoral izquierda (Figura 1A).
- Utilice los cables guía para dirigir un catéter de dilatación transluminal percutánea (PTA) de 5F en cada arteria renal.
NOTA:Es preferible colocar el balón en la arteria renal proximal para que no queden ramas o colaterales de la arteria renal patente después de la inflación del balón. - Coloque cada catéter con balón en su lugar y conecte una línea de presión a cada catéter.
- Compruebe la presencia de formas de onda de pulso arterial en el monitor de presión para asegurar el posicionamiento correcto del catéter.
- Infle cada globo y apunte a una presión de aproximadamente 2,5 atm dentro del globo (Figura 1B).
- Para confirmar el cese del flujo sanguíneo a los riñones, observe el aplanamiento de la forma de onda del pulso en la punta del catéter con balón.
- Inyecte un medio de contraste yodado (dilución 1:1) y compruebe si hay opacificación de los vasos renales.
NOTA: También es posible llenar el globo con un agente de contraste yodado para la visualización del globo inflado. Sin embargo, este método no es tan sensible como el aplanamiento de la forma de onda del pulso para confirmar la oclusión de las arterias renales. - Después de 60 minutos de oclusión, desinflar cuidadosamente y retirar los catéteres de balón de las arterias renales.
- Realizar una angiografía (utilizando el medio de contraste diluido 1:1) para confirmar la permeabilidad de la arteria renal y el establecimiento de reperfusión renal (Figura 1C).
- Retire la vatina de la angiografía 5F de la arteria femoral izquierda.
- Aplicar presión firme en el sitio de cateterismo durante 30 min.
- Invertir el efecto de la heparina mediante la administración de protamina (3 mg/kg) hasta que act se normalice.
- Para tomar muestras de orina durante el período postoperatorio, asegure un tubo al catéter de Foley con una sutura de seda 2-0 usando una puntada interrumpida en la piel.
- Deje las vatinas de angiografía en la arteria carótida derecha y la vena yugular derecha en su lugar y asegure con una sutura de seda 2-0 usando una puntada interrumpida para permitir la toma de muestras de sangre durante todo el estudio.
- Cierre la incisión del cuello con una sutura de seda 2-0 usando una puntada continua en 2 capas.
- Administre bupivacaína (3 mg/kg) en el sitio de la incisión para minimizar el dolor.
- Continuar hidratando al animal con NaCl al 0,9% a 5 mL/kg/h durante un total de 2 h tras el final de la isquemia.
- Coloque un parche de fentanilo (25-50 μg/h) en la espalda del animal para minimizar el dolor postoperatorio.
- Administre una inyección intramuscular de buprenorfina (0,005-0,1 mg/kg) para minimizar el dolor postoperatorio.
- Monitorear al animal y mantenerlo en ventilación mecánica hasta que se desn.vigile al animal y lo mantenga en ventilación mecánica hasta que se desn.vigile al animal y mantenerlo en ventilación mecánica hasta
4. Recuperación animal
- Después de despertarse, acomodar al animal en una habitación con temperatura controlada.
- Continúe girando al animal de un lado lateral al otro hasta que recupere la plena conciencia y la capacidad de ambular.
- Proporcionar agua y alimentos ad libitum.
5. Evaluación funcional
- Recoja la sangre y las muestras de orina según el protocolo deseado.
NOTA:En este estudio, se designaron los siguientes puntos de tiempo: basal (1 h después del inicio del protocolo de hidratación y antes de la oclusión de las arterias renales), final de la isquemia y reperfusión (2 h, 6 h, 24 h). - Recoger las muestras de sangre arterial y venosa. Guárdelos en vacutainers recubiertos de heparina de litio o EDTA para su posterior análisis.
NOTA:Extraiga sangre directamente de los catéteres en la arteria carótida y la vena yugular. - Recoja las muestras de orina del catéter de Foley y guárdelas en tubos de 15 mL para su análisis.
NOTA:Recoja la orina de la bolsa de drenaje conectada al catéter de Foley. - Para determinar la producción de orina, vacíe la bolsa de drenaje y recoja la orina durante 1 h.
NOTA:Para el punto de tiempo de 6 h en el que una bolsa de drenaje no está conectada al catéter de Foley, cierre el tubo conectado al catéter de Foley durante 30 minutos y luego recoja la orina con una jeringa de 60 ml para determinar la producción de orina.
6. Eutanasia
- Después del final del período de reperfusión, realice anestesia y monitoree como se describió anteriormente.
- Continuar hidratando con NaCl al 0,9% a 5 mL/kg/h.
- Utilice los catéteres arterial y venoso para la toma de muestras de sangre y el catéter de Foley para determinar la producción de orina. Recoja las muestras finales de sangre y orina y calcule la producción de orina.
- Realice una incisión de laparotomía de línea media de 15 cm usando una hoja de tamaño 10 desde la xifoidea hasta la pelvis media.
- Use un retractor lateral recto para retraer la piel abdominal.
- Diseccione los accesorios peritoneales laterales de la pared abdominal para exponer el retroperitoneo derecho e izquierdo.
- Identificar y diseccionar sin rodeos tanto las arterias renales como las venas.
- Ligar tanto arterias renales como venas con una sutura de seda 2-0 y realizar nefrectomías bilaterales para recolectar muestras de tejido entero para su análisis histológico y metabólico.
- Eutanasia del animal con el método preferido de eutanasia (por ejemplo, exsanguinación, pentobarbital)
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Representative Results
Análisis funcional
Los resultados representativos de este estudio surgen de 6 animales y los datos mostrados son media ± error estándar de la media. La función renal se evalúa determinando la producción de orina, la tasa de filtración glomerular estimada (eGFR), la creatina plasmática y el nitrógeno ureico en sangre (BUN). Los biomarcadores de la función renal se evalúan utilizando un analizador químico portátil. eGFR se calcula según la siguiente fórmula: eGFR =1,879 × BW1,092/PCr0,6 (BW: peso corporal en kg; PCr: creatinina plasmática en mg/dL)10,11.
Después del minuto 60 de la obstrucción bilateral de la arteria renal, la salida de la orina fue disminuida perceptiblemente a partir de la 3,6 mL/kg/h ± 0,5 mL/kg/h a 0,2 mL/kg/h ± 0,1 mL/kg/h (p < 0,01). Esta disminución seguía siendo significativa en 6 h (1,2 mL/kg/h ± 0,1 mL/kg/h; p = 0,02 contra línea de fondo) y 24 h (1,3 mL/kg/h ± 0,4 mL/kg/h; p = 0,02 contra línea de fondo) después de la reperfusión. Del mismo modo, se observó una disminución significativa de la eGFR, que disminuyó de 2,5 mL/kg/h ± 0,1 mL/kg/h al inicio a 1,7 mL/kg/h ± 0,1 mL/kg/h (p < 0,001) al final de la isquemia y a 1,5 mL/kg/h ± 0,1 mL/kg/h (p < 0,001), 1,2 mL/kg/h ± 0,1 mL/kg/h (p < 0,001) y 0,9 mL/kg/h ± 0,1 mL/kg/h (p < 0,001) a las 2 h, 6 h y 24 h de reperfusión, respectivamente (Figura 2A-B).
La creatinina del plasma fue aumentada perceptiblemente en 2 h (2,7 mg/dL ± 0,2 mg/dL; p < 0,01), 6 h (3,7 mg/dL ± 0,3 mg/dL; p < 0,001) y 24 h (5,6 mg/dL ± 0,7 mg/dL; p < 0,001) de la reperfusión comparada a la línea de fondo (1,1 mg/dL ± 0,1 mg/dL). El BUN fue de 6,5 mg/dL ± 0,8 mg/dL al inicio del estudio y aumentó a 17,8 mg/dL ± 3,3 mg/dL (p < 0,001) y 36,2 mg/dL ± 2,9 mg/dL (p < 0,001) a las 6 h y 24 h de reperfusión, respectivamente (Figura 2C-D).
Anatomía e histología gruesas
Hubo evidentes áreas necróticas y hemorrágicas que se distribuyeron de manera desigual en ambos riñones al final de los 60 min de isquemia renal bilateral y las 24 h de reperfusión(Figura 3A). Masson' la coloración tricroma de s reveló la necrosis coagulativa confluente que fue situada en los túbulos próximos de la corteza renal. (Figura 3B). También se evaluaron secciones embebidos de plástico (1 μm) ya que proporcionan detalles significativos de la histología (Figura 3C). Todos los slides tricromos de Masson fueron evaluados para la necrosis celular, la pérdida de borde del cepillo, la formación del molde, y la dilatación del túbulo. Entonces, un sistema de puntuación semicuantitación para la necrosis tubular aguda (ATN) se implementó de la siguiente manera: 0 si ninguno; 1 si es inferior al 10%; 2 si entre 11%-25%; 3 si entre 26%- 45%; 4 si entre 46%-75%; y 5 si es superior al 76%. La puntuación de ATN mostró lesión significativa en la corteza renal (puntuación de 4,5 ± 0,3) y lesión considerable en la médula (puntuación de 2,7 ± 0,4).
Figura 1. Descripción del modelo experimental. (A) Las hembras de cerdos de Yorkshire (40-60 kg) fueron sedadas e intubadas. La arteria femoral izquierda y la arteria carótida derecha fueron cateterizadas con una varilla de la angiografía 5F. Las líneas venosas yugulares correctas y un catéter urinario de Foley también fueron colocadas. La cateterización selectiva de las arterias renales fue realizada usando un guía-catéter multipropósita 5F. (B) La obstrucción de las arterias renales fue realizada usando un catéter percutáneo de la dilatación de la angioplastia transluminal 5F (PTA) inflado en la porción próxima de la arteria renal, ocluyendo totalmente el flujo de sangre a los riñones por el minuto 60. La confirmación de la obstrucción fue adquirida por la inyección del medio de contraste yodado en la aorta y comprobando para ver si hay cualquier opacification de los recipientes de los riñones. (c) Después de 60 minutos de la obstrucción, los globos fueron desinflados y quitados cuidadosamente. La angiografía fue realizada para confirmar evidencia de la arteria renal y el establecimiento de la reperfusión renal. A continuación, se permitió a los animales reperfundir los riñones en condiciones fisiológicas durante las próximas 24 h y posteriormente se les eutanasiaron. Las muestras de sangre y de orina fueron recogidas derecho antes y después de isquemia renal bilateral, en 2, 6, y 24 h después de la obstrucción (timepoints indicados con los triángulos). Esta cifra ha sido modificada de Doulamis et al11. Haga clic aquí para ver una versión más amplia de esta figura.
Figura 2. Función renal antes y después de lesión renal de la isquemia-reperfusión. (A) Producción de orina; B) Tasa de filtración glomerular estimada( eGFR); (C) Creatinina plasmática y (D) Nitrógeno ureico en sangre (BUN). Todos los resultados se muestran como media y desviación estándar para cada punto de tiempo. Una disminución significativa se puede considerar en la salida de la orina y el eGFR que sigue lesión de la isquemia-reperfusión. En consecuencia, se observa un aumento significativo en la creatinina plasmática y BUN. Los datos fueron analizados por medidas repetidas bidireccionales ANOVA con la tasa de descubrimiento falso de Benjamini y Hochberg (n=6). *p < 0,05 vs línea de base; **p < 0,01 vs línea de base; p < 0,001 vs línea de base. Haga clic aquí para ver una versión más amplia de esta figura.
Figura 3. Anatomía gruesa del riñón y lesión renal del tejido en 24 horas de reperfusión que siguen lesión renal de la isquemia-reperfusión. (A) Anatomía gruesa del riñón izquierdo que demuestra las áreas pálidas indicativas del infarto y de las áreas hemorrágicas rojas que siguen el minuto 60 de la obstrucción bilateral de la arteria renal y 24 h de la reperfusión. (B) La corteza renal del vehículo muestra necrosis coagulativa extensa de túbulos principalmente proximales, después de 60 minutos de isquemia y 24 h de reperfusión (Tricromo de Masson, aumento original 20x). (C) Estas secciones incrustadas de plástico de 1 μm (araldita-epón) demuestran con mayor detalle la necrosis tubular confluente que consiste principalmente en matriz con hinchazón y cambios degenerativos de orgánulos (azul toluidina, aumento original 40x). Barra de escala = 200 μm. Esta cifra ha sido modificada de Doulamis et al11. Haga clic aquí para ver una versión más amplia de esta figura.
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Discussion
La IRA es un trastorno clínico común que afecta hasta el 50% de los pacientes adultos hospitalizados en todo el mundo6,12. Se necesita un modelo animal clínicamente relevante para investigar más a fondo la fisiopatología de la enfermedad y las posibles dianas terapéuticas. Aunque existen varios modelos murinos que replican la IRA, estos no imitan completamente sus respectivos escenarios clínicos y la anatomía del riñón humano. Este estudio propone un modelo porcino clínicamente relevante para permitir la traducción a humanos13.
Aquí, el protocolo describe un acercamiento percutáneo que sea no sólo clínico relevante pero también minimice la respuesta inflamatoria y el riesgo para la infección que acompaña a un acercamiento abierto. También cabe destacar que se debe utilizar un protocolo de hidratación consistente para todos los animales con el fin de lograr un control hemodinámico óptimo y evitar la hipoperfusión renal11. Esto se puede hacer fácilmente cuando el animal está anestesiado, pero no siempre se puede realizar con precisión durante el período de recuperación cuando se proporciona agua ad libitum.
El medio de contraste yodado se debe utilizar cautelosamente para evitar nephrotoxicity poner en contraste-inducido. Esto se puede lograr por dilución 1:1 o 1:2 con solución salina normal. En este estudio, se utilizó una dosis 10 veces inferior al umbral de seguridad estimado para humanos (3,33 mL/kg)9,14.
Entre otros, el estudio utiliza eGFR para la evaluación de la función renal basada en una fórmula que tiene en cuenta el peso corporal y los niveles plasmáticos de creatinina10,11. Cabe señalar que aunque el uso de inulina para la determinación de la TFG ha sido documentado previamente, su uso se aplazó en el protocolo actual debido a una reacción vasoespástica hipotenso grave después de la infusión de inulina. Esto se puede evitar mediante el uso de esteroides o epinefrina antes de la administración de inulina. Sin embargo, el uso de estos fármacos puede no ser apropiado según el diseño de cada estudio. Por esta razón, se utilizó una fórmula validada para estimar el eGFR basado en creatinina plasmática y peso corporal11. Una forma alternativa de determinar la TFG sería usando la fórmula: (creatinina en orina x caudal de orina) / (creatinina plasmática x peso renal).
Para la evaluación de la puntuación de ATN, el uso de la tinción tricroma de Masson es preferible a la tinción convencional de hematoxilina y eosina, ya que puede rastrear mejor la lesión tisular. Otra alternativa puede ser el uso de secciones embebidos de plástico, que proporcionan mayores detalles ya que permiten un corte más delgado de la muestra11. Este modelo preclínico de IRA se puede utilizar para imitar varios escenarios clínicos como el trasplante de riñón, la hipoperfusión renal después de un shock cardiogénico (por ejemplo, infarto de miocardio, ruptura de aneurisma, disección aórtica), procedimientos transcatéter con alto riesgo de isquemia renal y procedimientos cardiovasculares con tiempos de detención cardiocirculatoria prolongados.
Este estudio tiene algunas limitaciones. El estudio utilizó sólo animales hembra. Esto se hizo para reducir los posibles efectos relacionados con el cateterismo urinario, que es menos traumático en las mujeres que en los hombres. Además de esta limitación, el estudio utilizó animales jóvenes, por lo demás sanos, eliminando así variables de confusión que pueden estar relacionadas con enfermedades coexistentes. En conclusión, el estudio actual describe un modelo animal grande altamente reproducible de IRI renal, que se puede utilizar para disminuir la carga de AKI.
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Disclosures
Los autores declaran que no hay intereses financieros contrapuestos.
Acknowledgments
Nos gustaría agradecer al Dr. Arthur Nedder por su ayuda y orientación. Este trabajo fue apoyado por el Richard A. and Susan F. Smith President's Innovation Award, Michael B. Klein and Family, The Sidman Family Foundation, The Michael B. Rukin Charitable Foundation, The Kenneth C. Griffin Charitable Research Fund y The Boston Investment Council.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.9% sodium chloride injection, usp, 100 ml viaflex plastic container | Baxter | 2B1302 | For animal hydration |
| Agent contrast 100.0ml injection media btl ioversal 74% | CARDINAL HEALTH | 133311 | For visualizing the vasculature |
| Bard Bardia Closed System Urinary Drainage Bag | BARD Inc | 802001 | For urine collection |
| BD Vacutainer K2 EDTA | BD | 367841 | For blood sample storage |
| BD Vacutainer Lithium Heparin | BD | 366667 | For blood sample storage |
| Betadine | Henry Schein | 6906950 | For skin disinfection |
| Bookwalker retractor | Codman | For skin retraction | |
| Bupivacaine 0.25% | Hospira | Administer at incision site for analgesia | |
| Buprenorphine SR | Zoo Pharm | 10mg/ml bottle, Dose: 0.2mg/kg SC | |
| Cath angio 5.0 Fr x100.0 cm 0.038 in JR4 | MERIT MEDICAL SYSTEM INC | 7523-21 | For identification of the renal arteries |
| Cuffed endotracheal tube | Emdamed | To establish a secure airway for the duration of the operation | |
| EKG Medtronics- Physiocontrol LifePak 20 Oxygen saturation monitor | GE Healthcare Madison WI | For oxygen saturation monitoring | |
| Encore 26 inflator | BOSTON SCIENTIFIC | 710113 | For inflating the balloon catheters |
| Ethanol 95% (Ethyl alcohol) | Henry Schein | For skin disinfection | |
| Fentanyl patch | Mylan | Dose: 25-50mcg/hr, TD | |
| Gold silicone coated Foley | TELEFLEX MEDICAL INC | 180730160 | For urine collection |
| Heparin sodium | LEO Pharma A/S | Dose: 200 IU/kg IV | |
| i33 ultrasound machine | Phillips | Use ultrasonographic guidance for femoral catherization if necessary | |
| Inqwire diagnostic guide wire - 0.035" (0.89 mm) - 260 cm (102") - 1.5 mm j-tip | MERIT MEDICAL SYSTEM INC | 6609-33 | For guiding the balloon catheters to the renal arteries |
| Intravenous catheter, size 20 gauge | Santa Cruz Biotechnology | Inc SC-360097 | For fluid administration |
| Isoflurane | Patterson Veterinary Supply, Inc. | 21283620 | Dose: 3%, INH |
| Metzenbaum blunt curved 14.5 cm - 5(3/4)" | Rudolf Medical | RU-1311-14M | For tissue dissection and cutting |
| Neonatal disposable transducer kit with 30ml/hr flush device and double 4-way stopcocks for continuous monitoring | Argon Medical | 041588505A | For pressure measurement |
| Powerflex pro PTA dilatation catheter 6 x 20 mm - shaft length (135cm) | CARDINAL HEALTH | 4400602X | For occlusion of the renal arteries |
| Pressure monitoring lines mll/mll - 12" clear, mll/mll | Smiths Medical | B1571/MX571 | For pressure measurement |
| Procedure pack | Molnlycke Health Care | 97027809 | Surgical drape, gauze pads, syringes, beaker etc |
| Protamine | Henry Schein | 1044148 | For heparin reversal |
| Scalpel blade - size #10 | Cardinal Health (Allegiance) | 32295-010 | For the skin incisions |
| Stopcock iv 4 way lrg bore rotg male ll adptr strl | Peoplesoft | 1550 | For connecting tubings |
| Straight lateral retractor | Codman | For skin retraction | |
| Suture perma hnd 18in 2-0 braid silk blk | CARDINAL HEALTH 1 | A185H | For suturing incision site and securing catheters |
| Syringe contrast injection 10ml fixed male luer red | MERIT MEDICAL SYSTEM INC | MSS111-R | To administer the contrast agent |
| Syringe medical 60ml ll plst strl ltx free disp | CARDINAL HEALTH 1 | BF309653 | For urine collection and flushing of the angiocath |
| Tilzolan (tiletamine/zolazepam) | Patterson Veterinary Supply, Inc. | 07-893-1467 | Dose: 4-6 mg/kg, IM |
| Xylazine | Putney, INC | Dose: 1.1-2.2 mg/kg, IM |
References
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