Summary
Deze studie presenteert een zeer reproduceerbaar groot diermodel van nierischemie-reperfusieletsel bij varkens met behulp van tijdelijke percutane bilaterale ballonkatheter occlusie van de nierslagaders gedurende 60 minuten en reperfusie gedurende 24 uur.
Abstract
Acuut nierletsel (AKI) gaat gepaard met een hoger risico op morbiditeit en mortaliteit postoperatief. Ischemie-reperfusieletsel (IRI) is de meest voorkomende oorzaak van AKI. Om dit klinische scenario na te bootsen, presenteert deze studie een zeer reproduceerbaar groot diermodel van renale IRI bij varkens met behulp van tijdelijke percutane bilaterale ballonkatheter occlusie van de nierslagaders. De nierslagaders worden gedurende 60 minuten afgesloten door de ballonkatheters door de femur- en halsslagader te brengen en ze naar het proximale deel van de slagaders te brengen. Jodiumcontrast wordt geïnjecteerd in de aorta om eventuele opacificatie van de niervaten te beoordelen en het succes van de slagader occlusie te bevestigen. Dit wordt verder bevestigd door het afvlakken van de pulsgolfvorm aan de punt van de ballonkatheters. De ballonnen worden leeggelopen en verwijderd na 60 minuten bilaterale nierslagader occlusie, en de dieren mogen herstellen gedurende 24 uur. Aan het einde van de studie nemen plasmacreinine en ureumstikstof in het bloed aanzienlijk toe, terwijl de eGFR- en urineproductie aanzienlijk afnemen. De behoefte aan jodiumcontrast is minimaal en heeft geen invloed op de nierfunctie. Bilaterale nierslagader occlusie bootst het klinische scenario van peroperatieve nierhypoperfusie beter na, en de percutane benadering minimaliseert de impact van de ontstekingsreactie en het risico op infectie gezien met een open benadering, zoals een laparotomie. Het vermogen om dit klinisch relevante varkensmodel te maken en te reproduceren vergemakkelijkt de klinische vertaling naar de mens.
Introduction
Acuut nierletsel (AKI) is een algemeen gediagnosticeerde aandoening bij chirurgische patiënten geassocieerd met significante morbiditeit enmortaliteit 1,2. Uit beschikbare gegevens blijkt dat AKI zelfs de helft van alle gehospitaliseerde patiënten wereldwijd kan treffen en leidt tot 50% sterftecijfer bij patiënten op de intensive care1,3. Ondanks de hoge prevalentie blijft de huidige AKI-therapie beperkt tot preventieve strategieën, zoals vloeistofbeheer en dialyse. Daarom is er voortdurend belangstelling voor het verkennen van alternatieve therapieën voor AKI4,5,6.
AKI wordt doorgaans ingedeeld in pre-renale, intrinsieke en post-renale op basis van de etiologie4,5,6. De meerderheid van de chirurgische patiënten met AKI wordt geassocieerd met pre-renale oorzaken als gevolg van hypovolemie, resulterend in ischemie-reperfusieletsel (IRI) van de nieren2. Klinisch neemt de urineproductie af en nemen de creatininespiegels toe als gevolg van een verminderde nierfunctie. De nier is een orgaan met een hoge stofwisseling en gevoelig voor ischemie. Een zeer reproduceerbaar groot diermodel van renale IRI is noodzakelijk om een beter inzicht te krijgen in de pathofysiologie van AKI en zijn potentiële therapeutische benaderingen5.
Om het klinische scenario van nierhypoperfusie perioperatief na te bootsen, wordt een model van bilaterale nierslagader occlusie geschikt geacht. Eerder beschreven modellen die unilaterale occlusie van de nierslagader met of zonder resectie van de contralaterale nier met zich meebrengen , bieden onvoldoende klinische toepasbaarheid7,8. Hoewel deze modellen voldoende zijn om AKI te veroorzaken, lijken ze niet op echte klinische scenario's, noch in termen van type of duur van de schade.
Het doel van dit artikel is om een varkensmodel te presenteren van percutane bilaterale tijdelijke occlusie van de nierslagaders door ballonkatheter occlusie onder angiografie. Bilaterale occlusie van de nierslagader bootst het klinische scenario van nierhypoperfusie na, gevolgd door de daaropvolgende verwijdering van de ballon voor reperfusie9,10. De technische stappen worden beschreven, waaronder katheterisatie, katheterbegeleiding, angiografie en hemodynamische monitoring. Deze methode zorgt niet alleen voor een zeer gecontroleerde en reproduceerbare occlusie van de nierslagaders, maar de percutane aanpak minimaliseert de impact van de ontstekingsreactie door de hoeveelheid belediging voor het lichaam te beperken in vergelijking met een open benadering.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle in vivo studies werden uitgevoerd in overeenstemming met de richtlijnen van de National Institutes of Health over dierverzorging en -gebruik en werden goedgekeurd door het Animal Care and Use Committee van het Boston Children's Hospital (Protocol 18-06-3715). Alle dieren kregen humane zorg in overeenstemming met de Gids voor de verzorging en het gebruik van proefdieren. Figuur 1 toont de tijdlijn inclusief anesthesie, chirurgische voorbereiding en tijdspunten voor primaire uitkomstmetingen van deze studie.
1. Inductie, anesthesie en intubatie
- Om onnodige stress en ongemak te voorkomen, verdoven de varkens door intramusculaire injectie van een mengsel van tiletamine/zolazepam 4-6 mg/kg en xylazine 1,1-2,2 mg/kg en isofluraan 3% met behulp van een gezichtsmasker.
- Canuleer de oorader om veneuze toegang te verkrijgen met een 20 G IV canule na desinfectie van het gebied met 95% ethanol. Start een onderhoudsinfusie (0,9% NaCl bij 5 ml/kg/h).
- Intubeer het varken met een endotracheale buis (maat 7 voor varkens met een gewicht van 40-50 kg) zodra de anesthesietoereikendheid is bevestigd. Voer ballonventilatie uit met een frequentie van 12 ademhalingen/min en transporteer het varken naar de operatiekamer.
- Plaats het dier op de operatietafel in de liggende stand. Start onmiddellijk mechanische positieve drukventilatie met FiO2 0,50, 10 ml/kg getijdenvolume en een frequentie van 12 ademhalingen/min onder continue capnografie.
- Plaats een pulsoximeter op het oor of de onderlip voor continue controle.
- Houd normothermie (37 °C) aan met behulp van een luchtverwarmd kussen.
- Om de algehele anesthesie te behouden, moet u de toediening van isofluraan op 0,5-4% houden via de endotracheale buis. Controleer tijdens de procedure continu ECG, arteriële bloeddruk, temperatuur en capnografie om de diepte van anesthesie te meten.
- Plaats een Foley-katheter om de vloeistofstatus van het dier te controleren en de urineafgifte te controleren door urine in een drainagezak te verzamelen.
OPMERKING: Vrouwelijke varkens hebben de voorkeur boven mannetjes vanwege de anatomische kenmerken van hun urethra, waardoor katheterisatie gemakkelijker is.
2. Chirurgische voorbereiding en vasculaire toegang
- Drapeer het dier op een steriele manier.
- Desinfecteer het rechter laterale gebied van de nek door betadine aan te brengen en vervolgens 95% ethanol gedurende 3 keer.
- Voer een uitsnede uit voor de katheterisatie van de rechter halsslagader en de rechter halsslagader. Trek de sternocleidomastoïde spier zijdelings in en ontleed deze naar de rechter halsslagader en de rechter halsslagader.
- Steek een 5F angiografieschede in zowel de slagader als de ader. Zet het vast met een zijden 2-0 hechtdraad.
- Steek een 5F angiografieschede met behulp van de Seldinger-techniek in de linker femurslagader.
- Om de Seldinger-techniek uit te voeren, doorboort u de femurslagader met behulp van een holle naald. Steek een zachte tip voerdraad door het lumen en breng deze naar de femurslagader.
- Houd de voerdraad stevig vast met de hand terwijl u de naald verwijdert. Geef de angiografieschede over de voerdraad in de femurslagader en trek de voerdraad terug. Gebruik indien nodig ultrasone begeleiding.
3. Inductie van nierischemie-reperfusieletsel
- Intraveneus 200 IE/kg natrium heparine toedienen om systemische anticoagulatie te bereiken (doel geactiveerde stollingstijd (ACT) > 300 s).
- Voer een angiografie uit door een jodiumrijk contrastmiddel onder fluoroscopie te injecteren om de nierslagaders te identificeren.
OPMERKING: Om het risico op door contrast veroorzaakte nefrotoxiciteit te verminderen, verdun het jodiumhoudende contrastmiddel in een 1:1-oplossing met normale zoutoplossing. Tabuleer de dosering voor alle dieren om een gelijkwaardige dosering te garanderen. - Identificeer de nierslagaders en schuif de voerdraad handmatig op in de geleidekatheter.
- Plaats de 5F JL4 geleidekatheter in de linker nierslagader door de rechter halsslagader (figuur 1A).
- Plaats de tweede 5F JL4 geleidekatheter in de rechter nierslagader door de linker femurslagader (figuur 1A).
- Gebruik de voergraden om een 5F percutane transluminale angioplastiek (PTA) dilatatiekatheter in elke nierslagader te richten.
OPMERKING: Het verdient de voorkeur om de ballon op de proximale nierslagader te plaatsen, zodat er na balloninflatie geen vertakkingen of zekerheden van de nierslagader overblijven. - Plaats elke ballonkatheter op zijn plaats en sluit een drukleiding aan op elke katheter.
- Controleer de aanwezigheid van arteriële pulsgolfvormen in de drukmonitor om de juiste positionering van de katheter te garanderen.
- Blaas elke ballon op en streef naar een druk van ongeveer 2,5 atm in de ballon (figuur 1B).
- Om het stoppen van de bloedtoevoer naar de nieren te bevestigen, observeer de afvlakking van de pulsgolfvorm aan de punt van de ballonkatheter.
- Injecteer een jodiumrijk contrastmiddel (1:1 verdunning) en controleer op eventuele opacificatie van de niervaten.
OPMERKING: Het is ook mogelijk om de ballon te vullen met een jodiumcontrastmiddel voor visualisatie van de opgeblazen ballon. Deze methode is echter niet zo gevoelig als pulsgolfvorm afvlakken om occlusie van de nierslagaders te bevestigen. - Na 60 minuten occlusie voorzichtig leeglopen en de ballonkatheters uit de nierslagaders verwijderen.
- Voer een angiografie uit (met behulp van 1:1 verdund contrastmiddel) om de patency van de nierslagader en de instelling van nierherfusie te bevestigen (figuur 1C).
- Verwijder de 5F angiografieschede uit de linker femurslagader.
- Oefen gedurende 30 minuten stevige druk uit op de plaats van katheterisatie.
- Keer het effect van heparine om door toediening van protamine (3 mg/kg) totdat ACT normaliseert.
- Om urine te bemonsteren tijdens de postoperatieve periode, bevestigt u een buisje aan de Foley-katheter met een zijden 2-0 hechting met behulp van een onderbroken steek op de huid.
- Laat de angiografiescheden in de rechter halsslagader en de rechter halsslagader op hun plaats en zet ze vast met een zijden 2-0 hechtdraad met behulp van een onderbroken steek om bloedafname tijdens het onderzoek mogelijk te maken.
- Sluit de nek-incisie met een zijden 2-0 hechtdraad met behulp van een doorlopende steek in 2 lagen.
- Dien bupivacaïne (3 mg/kg) toe op de incisieplaats om de pijn te minimaliseren.
- Blijf het dier na het einde van ischemie in totaal 2 uur na het einde van ischemie hydrateren met 0,9% NaCl bij 5 ml/kg/h.
- Plaats een fentanylpleister (25-50 μg/h) op de rug van het dier om postoperatieve pijn te minimaliseren.
- Dien een intramusculaire injectie met buprenorfine (0,005-0,1 mg/kg) toe om postoperatieve pijn te minimaliseren.
- Bewaak het dier en houd het op mechanische ventilatie tot het ontwaakt.
4. Herstel van dieren
- Na het ontwaken, onderbrengen het dier in een temperatuur gecontroleerde kamer.
- Blijf het dier van de ene kant naar de andere draaien totdat het volledig bewustzijn en vermogen om te ambuleren herwint.
- Zorg voor water en voedsel ad libitum.
5. Functionele beoordeling
- Verzamel het bloed en de urinemonsters volgens het gewenste protocol.
OPMERKING: In dit onderzoek werden de volgende tijdspunten aangewezen: baseline (1 uur na het begin van het hydratatieprotocol en vóór occlusie van de nierslagaders), einde van ischemie en reperfusie (2 uur, 6 uur, 24 uur). - Verzamel de arteriële en veneuze bloedmonsters. Bewaar ze in lithium heparine of EDTA gecoate vacutainers voor latere analyse.
OPMERKING: Neem bloed rechtstreeks uit de katheters in de halsslagader en halsslagader. - Verzamel de urinemonsters van de Foley-katheter en bewaar ze in buizen van 15 ml voor analyse.
OPMERKING: Verzamel de urine uit de afvoerzak die is aangesloten op de Foley-katheter. - Om de urineafgifte te bepalen, leegt u de afvoerzak en verzamelt u urine gedurende 1 uur.
OPMERKING: Sluit voor het tijdstip van 6 uur waarop een drainagezak niet is aangesloten op de Foley-katheter de buis die is aangesloten op de Foley-katheter gedurende 30 minuten en verzamel vervolgens de urine met een spuit van 60 ml om de urineafgifte te bepalen.
6. Euthanasie
- Voer na het einde van de reperfusieperiode anesthesie en monitor uit zoals hierboven beschreven.
- Blijf hydratatie met 0,9% NaCl bij 5 ml/kg/h.
- Gebruik de arteriële en veneuze katheters voor bloedafname en de Foley-katheter om de urineafgifte te bepalen. Verzamel de laatste bloed- en urinemonsters en bereken de urineafgifte.
- Voer een 15 cm middellijn laparotomie-incisie uit met een mes van maat 10 van de xiphoid tot het middenbekken.
- Gebruik een recht zijwaarts oprolmechanisme om de buikhuid in te trekken.
- Ontleed de laterale peritoneale bevestigingen van de buikwand om het rechter en linker retroperitoneum bloot te leggen.
- Identificeer en ontleed botweg zowel de nierslagaders als de aderen.
- Ligate zowel nierslagaders als aderen met een 2-0 zijden hechtdraad en voer bilaterale nefrectomieën uit om hele weefselmonsters te verzamelen voor histologische en metabolische analyse.
- Euthanasie van het dier met de voorkeursmethode van euthanasie (bijv. exsanguinatie, pentobarbital)
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Functionaalanalyse
De representatieve resultaten van dit onderzoek zijn afkomstig van 6 dieren en de getoonde gegevens zijn gemiddelde ± standaardfout van het gemiddelde. De nierfunctie wordt beoordeeld door de urineproductie, geschatte glomerulaire filtratiesnelheid (eGFR), plasmacreatinine en bloed ureumstikstof (BUN) te bepalen. De biomarkers van de nierfunctie worden beoordeeld met behulp van een draagbare chemieanalysator. eGFR wordt berekend volgens de volgende formule: eGFR =1,879 × BW1,092/PCr0,6 (BW: lichaamsgewicht in kg; PCr: plasma-creatinine in mg/dl)10,11.
Na 60 minuten bilaterale nierslagader occlusie werd de urineproductie significant verlaagd van 3,6 ml/kg/h ± 0,5 ml/kg/h tot 0,2 ml/kg/h ± 0,1 ml/kg/h (p < 0,01). Deze daling bleef significant bij 6 uur (1,2 ml/kg/h ± 0,1 ml/kg/h; p = 0,02 vs. baseline) en 24 uur (1,3 ml/kg/h ± 0,4 ml/kg/h; p = 0,02 vs. baseline) na reperfusie. Evenzo werd een significante daling waargenomen in eGFR, die daalde van 2,5 ml/kg/h ± 0,1 ml/kg/h bij aanvang tot 1,7 ml/kg/h ± 0,1 ml/kg/h (p < 0,001) aan het einde van ischemie en tot 1,5 ml/kg/h ± 0,1 ml/h kg/h (p < 0,001), 1,2 ml/kg/h ± 0,1 ml/kg/h (p < 0,001) en 0,9 ml/kg/h ± 0,1 ml/kg/h (p < 0,001) om 2 uur, 6 uur en 24 uur reperfusie (figuur 2A-B).
Plasmacreutine werd significant verhoogd na 2 uur (2,7 mg/dl ± 0,2 mg/dl; p < 0,01), 6 uur (3,7 mg/dl ± 0,3 mg/dl; p < 0,001) en 24 uur (5,6 mg/dl ± 0,7 mg/dl; p < 0,001) reperfusie in vergelijking met baseline (1,1 mg/dl ± 0,1 mg/dl). BUN was 6,5 mg/dl ± 0,8 mg/dl bij aanvang en steeg tot 17,8 mg/dl ± 3,3 mg/dl (p < 0,001) en 36,2 mg/dl ± 2,9 mg/dl (p < 0,001) bij respectievelijk 6 uur en24uur reperfusie .
Grove anatomie en histologie
Er waren duidelijke necrotische en hemorragische gebieden die ongelijk verdeeld waren in beide nieren aan het einde van de 60 minuten bilaterale nierischemie en de 24 uur reperfusie (figuur 3A). Masson's Trichrome-kleuring onthulde confluente coagulatieve necrose die zich bevond in de proximale tubuli van de nierschors. (figuur 3B). Kunststof ingebedde secties (1 μm) werden ook beoordeeld omdat ze significante details van de histologie bevatten (figuur 3C). Alle Trichrome dia's van Masson werden geëvalueerd op celnecrose, verlies van borstelrand, gegoten vorming en tubulusdilatatie. Vervolgens werd een semikwute scoresysteem voor acute tubulaire necrose (ATN) als volgt geïmplementeerd: 0 indien geen; 1 indien minder dan 10%; 2 indien tussen 11%-25%; 3 indien tussen 26%- 45%; 4 indien tussen 46%-75%; en 5 indien groter dan 76%. Atn-score toonde significant letsel in de nierschors (score van 4,5 ± 0,3) en aanzienlijke verwonding in de medulla (score van 2,7 ± 0,4).
Figuur 1. Beschrijving van het experimentele model. A) Vrouwelijke yorkshirevarkens (40-60 kg) werden verdoofd en geïntubeerd. De linker femurslagader en de rechter halsslagader werden katheteriseerd met een 5F angiografieschede. Rechter halsslagader veneuze lijnen en een Foley urinekatheter werden ook geplaatst. Selectieve katheterisatie van de nierslagaders werd uitgevoerd met behulp van een 5F multifunctionele geleidekatheter. (B) Occlusie van de nierslagaders werd uitgevoerd met behulp van een 5F percutane transluminale angioplastiek (PTA) dilatatiekatheter opgeblazen in het proximale deel van de nierslagader, waardoor de bloedtoevoer naar de nieren gedurende 60 minuten volledig werd afgesloten. Bevestiging van de occlusie werd verkregen door injectie van gejodeerd contrastmiddel in de aorta en door te controleren op eventuele opacificatie van de bloedvaten van de nieren. (C) Na 60 minuten occlusie werden de ballonnen leeggelopen en voorzichtig verwijderd. Angiografie werd uitgevoerd om de patency van de nierslagader en de instelling van renale reperfusie te bevestigen. De dieren mochten vervolgens de nieren de volgende 24 uur onder fysiologische omstandigheden reperfuseren en werden vervolgens geëuthanaseerd. Bloed- en urinemonsters werden vlak voor en na bilaterale nierischemie verzameld, om 2, 6 en 24 uur na occlusie (tijdpunten aangegeven met driehoeken). Dit cijfer is gewijzigd van Doulamis et al11. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.
Figuur 2. Nierfunctie voor en na nierischemie-reperfusieletsel. a) urineafgifte; B) geschatte glomerulaire filtratiesnelheid (eGFR); (C) Plasmacreatine en (D) Bloed ureum stikstof (BUN). Alle resultaten worden weergegeven als gemiddelde en standaarddeviatie voor elk tijdspunt. Een significante daling is te zien in de urineafgifte en de eGFR na ischemie-reperfusieletsel. Dienovereenkomstig wordt een significante toename waargenomen in plasmacreatine en BUN. De gegevens werden geanalyseerd door tweerichtings herhaalde metingen ANOVA met de valse ontdekkingssnelheid van Benjamini en Hochberg (n=6). *p < 0,05 vs Basislijn; **p < 0,01 vs Basislijn; p < 0,001 vs Basislijn. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.
Figuur 3. Grove nieranatomie en nierweefselletsel na 24 uur reperfusie na nierischemie-reperfusieletsel. A) Grove anatomie van de linkernier met bleke gebieden die wijzen op infarct en rode hemorragische gebieden na 60 minuten bilaterale occlusie van de nierslagader en 24 uur reperfusie. (B) Renale cortex van het voertuig vertoont uitgebreide coagulatieve necrose van voornamelijk proximale tubuli, na 60 minuten ischemie en 24 uur reperfusie (Masson's Trichrome, originele vergroting 20x). (C) Deze 1 μm kunststof (araldite-epon) ingebedde secties tonen in meer detail de samenvloeiende tubulaire necrose aan die voornamelijk bestaat uit matrix met zwelling en degeneratieve veranderingen van organellen (Toluidine blauw, originele vergroting 40x). Schaalbalk = 200 μm. Dit cijfer is gewijzigd van Doulamis et al11. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
AKI is een veel voorkomende klinische aandoening die tot 50% van de in het ziekenhuis opgenomen volwassen patiënten wereldwijd6,12 treft. Een klinisch relevant diermodel is nodig om de pathofysiologie van de ziekte en mogelijke therapeutische doelen verder te onderzoeken. Hoewel er verschillende muriene modellen zijn die AKI repliceren, bootsen deze hun respectieve klinische scenario's en de anatomie van de menselijke nier niet volledig na. Deze studie stelt een klinisch relevant varkensmodel voor om vertaling naar mensen mogelijk te maken13.
Hier beschrijft het protocol een percutane aanpak die niet alleen klinisch relevant is, maar ook de ontstekingsreactie en het risico op infectie minimaliseert die gepaard gaat met een open aanpak. Er moet ook worden benadrukt dat voor alle dieren een consistent hydratatieprotocol moet worden gebruikt om een optimale hemodynamische controle te bereiken en nierhypoperfusie te voorkomen11. Dit kan gemakkelijk worden gedaan wanneer het dier wordt verdoofd, maar kan niet altijd nauwkeurig worden uitgevoerd tijdens de herstelperiode wanneer water ad libitum wordt verstrekt.
Jodiumcontrastmedium moet voorzichtig worden gebruikt om door contrast geïnduceerde nefrotoxiciteit te voorkomen. Dit kan worden bereikt door 1:1 of 1:2 verdunning met normale zoutoplossing. In deze studie gebruikten we een dosis die 10 keer lager is dan de geschatte veiligheidsdrempel voor mensen (3,33 ml/kg)9,14.
De studie maakt onder meer gebruik van eGFR voor de beoordeling van de nierfunctie op basis van een formule die rekening houden met het lichaamsgewicht en de plasmacreatinespiegels10,11. Opgemerkt moet worden dat hoewel het gebruik van inuline voor de bepaling van GFR eerder is gedocumenteerd, het gebruik ervan in het huidige protocol werd uitgesteld vanwege een ernstige hypotensieve vasospastische reactie na inuline-infusie. Dit kan worden vermeden met behulp van steroïden of epinefrine voorafgaand aan inuline toediening. Het gebruik van deze geneesmiddelen is echter mogelijk niet geschikt volgens elk onderzoeksontwerp. Om deze reden werd een gevalideerde formule gebruikt om de eGFR te schatten op basis van plasmacreatine en lichaamsgewicht11. Een alternatieve manier om GFR te bepalen zou zijn met behulp van de formule: (urine creatinine x urine flow rate) / (plasma creatinine x niergewicht).
Voor de beoordeling van de ATN-score heeft het gebruik van Masson's Trichrome-kleuring de voorkeur boven conventionele hematoxyline- en eosinekleuring, omdat het weefselletsel beter kan traceren. Een ander alternatief kan het gebruik van kunststof ingebedde secties zijn, die meer details geven omdat ze dunner snijden van het monster mogelijk maken11. Dit preklinische model van AKI kan worden gebruikt om verschillende klinische scenario's na te bootsen, zoals niertransplantatie, nierhypoperfusie na cardiogene shock (bijv. myocardinfarct, aneurysmaruptuur, aortadissectie), transkatheterprocedures met een hoog risico op nierischemie en cardiovasculaire procedures met langdurige cardiocirculerende arrestatietijden.
Deze studie heeft enkele beperkingen. De studie gebruikte alleen vrouwelijke dieren. Dit werd gedaan om mogelijke effecten met betrekking tot urinekatheterisatie te verminderen, wat minder traumatisch is bij vrouwen dan bij mannen. Naast deze beperking gebruikte de studie jonge, anders gezonde dieren, waardoor verwarrende variabelen die verband kunnen houden met naast elkaar bestaande ziekten, worden geëlimineerd. Concluderend beschrijft de huidige studie een zeer reproduceerbaar groot diermodel van renale IRI, dat kan worden gebruikt om de last van AKI te verminderen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs verklaren geen concurrerende financiële belangen.
Acknowledgments
We willen Dr. Arthur Nedder bedanken voor zijn hulp en begeleiding. Dit werk werd ondersteund door de Richard A. en Susan F. Smith President's Innovation Award, Michael B. Klein and Family, The Sidman Family Foundation, The Michael B. Rukin Charitable Foundation, The Kenneth C. Griffin Charitable Research Fund en The Boston Investment Council.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.9% sodium chloride injection, usp, 100 ml viaflex plastic container | Baxter | 2B1302 | For animal hydration |
| Agent contrast 100.0ml injection media btl ioversal 74% | CARDINAL HEALTH | 133311 | For visualizing the vasculature |
| Bard Bardia Closed System Urinary Drainage Bag | BARD Inc | 802001 | For urine collection |
| BD Vacutainer K2 EDTA | BD | 367841 | For blood sample storage |
| BD Vacutainer Lithium Heparin | BD | 366667 | For blood sample storage |
| Betadine | Henry Schein | 6906950 | For skin disinfection |
| Bookwalker retractor | Codman | For skin retraction | |
| Bupivacaine 0.25% | Hospira | Administer at incision site for analgesia | |
| Buprenorphine SR | Zoo Pharm | 10mg/ml bottle, Dose: 0.2mg/kg SC | |
| Cath angio 5.0 Fr x100.0 cm 0.038 in JR4 | MERIT MEDICAL SYSTEM INC | 7523-21 | For identification of the renal arteries |
| Cuffed endotracheal tube | Emdamed | To establish a secure airway for the duration of the operation | |
| EKG Medtronics- Physiocontrol LifePak 20 Oxygen saturation monitor | GE Healthcare Madison WI | For oxygen saturation monitoring | |
| Encore 26 inflator | BOSTON SCIENTIFIC | 710113 | For inflating the balloon catheters |
| Ethanol 95% (Ethyl alcohol) | Henry Schein | For skin disinfection | |
| Fentanyl patch | Mylan | Dose: 25-50mcg/hr, TD | |
| Gold silicone coated Foley | TELEFLEX MEDICAL INC | 180730160 | For urine collection |
| Heparin sodium | LEO Pharma A/S | Dose: 200 IU/kg IV | |
| i33 ultrasound machine | Phillips | Use ultrasonographic guidance for femoral catherization if necessary | |
| Inqwire diagnostic guide wire - 0.035" (0.89 mm) - 260 cm (102") - 1.5 mm j-tip | MERIT MEDICAL SYSTEM INC | 6609-33 | For guiding the balloon catheters to the renal arteries |
| Intravenous catheter, size 20 gauge | Santa Cruz Biotechnology | Inc SC-360097 | For fluid administration |
| Isoflurane | Patterson Veterinary Supply, Inc. | 21283620 | Dose: 3%, INH |
| Metzenbaum blunt curved 14.5 cm - 5(3/4)" | Rudolf Medical | RU-1311-14M | For tissue dissection and cutting |
| Neonatal disposable transducer kit with 30ml/hr flush device and double 4-way stopcocks for continuous monitoring | Argon Medical | 041588505A | For pressure measurement |
| Powerflex pro PTA dilatation catheter 6 x 20 mm - shaft length (135cm) | CARDINAL HEALTH | 4400602X | For occlusion of the renal arteries |
| Pressure monitoring lines mll/mll - 12" clear, mll/mll | Smiths Medical | B1571/MX571 | For pressure measurement |
| Procedure pack | Molnlycke Health Care | 97027809 | Surgical drape, gauze pads, syringes, beaker etc |
| Protamine | Henry Schein | 1044148 | For heparin reversal |
| Scalpel blade - size #10 | Cardinal Health (Allegiance) | 32295-010 | For the skin incisions |
| Stopcock iv 4 way lrg bore rotg male ll adptr strl | Peoplesoft | 1550 | For connecting tubings |
| Straight lateral retractor | Codman | For skin retraction | |
| Suture perma hnd 18in 2-0 braid silk blk | CARDINAL HEALTH 1 | A185H | For suturing incision site and securing catheters |
| Syringe contrast injection 10ml fixed male luer red | MERIT MEDICAL SYSTEM INC | MSS111-R | To administer the contrast agent |
| Syringe medical 60ml ll plst strl ltx free disp | CARDINAL HEALTH 1 | BF309653 | For urine collection and flushing of the angiocath |
| Tilzolan (tiletamine/zolazepam) | Patterson Veterinary Supply, Inc. | 07-893-1467 | Dose: 4-6 mg/kg, IM |
| Xylazine | Putney, INC | Dose: 1.1-2.2 mg/kg, IM |
References
- Ali Pour, P., Kenney, M. C., Kheradvar, A. Bioenergetics consequences of mitochondrial transplantation in cardiomyocytes. Journal of the American Heart Association. 9 (7), 014501 (2020).
- Giraud, S., Favreau, F., Chatauret, N., Thuillier, R., Maiga, S., Hauet, T. Contribution of large pig for renal ischemia-reperfusion and transplantation studies: The Preclinical Model. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 14 (2011).
- Amdisen, C., et al. Testing Danegaptide effects on kidney function after ischemia/reperfusion injury in a new porcine two week model. PLoS ONE. 11 (10), 1-13 (2016).
- Bhargava, P., Schnellmann, R. G.
- Bonventre, J. V., Weinberg, J. M. Recent advances in the pathophysiology of ischemic acute renal failure. Journal of the American Society of Nephrology. 14 (8), 2199-2210 (2003).
- Case, J., Khan, S., Khalid, R., Khan, A. Epidemiology of Acute Kidney Injury in the Intensive Care Unit. Critical Care Research and Practice. 2013, 9 (2013).
- Jabbari, H., et al. Mitochondrial transplantation ameliorates ischemia/reperfusion-induced kidney injury in rat. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Molecular Basis of Disease. 1866 (8), 165809 (2020).
- Malagrino, P. A., et al. Catheter-based induction of renal ischemia/reperfusion in swine: Description of an experimental model. Physiological Reports. 2 (9), 1-13 (2014).
- Freeman, R. V., et al. Nephropathy requiring dialysis after percutaneous coronary intervention and the critical role of an adjusted contrast dose. American Journal of Cardiology. 90 (10), 1068-1073 (2002).
- Gasthuys, E., et al. Postnatal maturation of the glomerular filtration rate in conventional growing piglets as potential juvenile animal model for preclinical pharmaceutical research. Frontiers in Pharmacology. 8 (431), 1-7 (2017).
- Doulamis, I. P., et al. Mitochondrial transplantation by intra-arterial injection for acute kidney injury. American Journal of Physiology - Renal Physiology. 319 (3), 403-413 (2020).
- Rewa, O., Bagshaw, S. M. Acute kidney injury-epidemiology, outcomes and economics. Nature Reviews Nephrology. 10 (4), 193-207 (2014).
- Grossini, E., et al. Levosimendan Protection against Kidney Ischemia/Reperfusion Injuries in Anesthetized Pigs. Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 342 (2), 376-388 (2012).
- Laskey, W. K., et al. Volume-to-creatinine clearance ratio. A pharmacokinetically based risk factor for prediction of early creatinine increase after percutaneous coronary intervention. Journal of the American College of Cardiology. 50 (7), 584-590 (2007).
