Summary
Denna studie presenterar en mycket reproducerbar stor djurmodell av njurlymfknutor ischemi-reperfusion skada hos svin med hjälp av tillfällig perkutan bilaterala ballong-kateter ocklusion av njurlymfknutor artärer för 60 min och reperfusion för 24 h.
Abstract
Akut njurskada (AKI) är förknippad med högre risk för sjuklighet och dödlighet postoperativt. Ischemi-reperfusion skada (IRI) är den vanligaste orsaken till AKI. För att efterlikna detta kliniska scenario presenterar denna studie en mycket reproducerbar stor djurmodell av njurmedicinska IRI hos svin med hjälp av tillfällig perkutan bilaterala ballong-kateter ocklusion av njurlymfknutor artärer. Njurartärerna är ockluderade i 60 minuter genom att introducera ballongkatetrarna genom lårbens- och halspulsådern och föra dem in i den proximala delen av artärerna. Joderad kontrast injiceras i stora delar för att bedöma eventuella opacifiering av njurkärlen och bekräfta framgången för artär ocklusion. Detta bekräftas ytterligare av platta av pulsvågformen vid ballongkatetrarnas spets. Ballongerna deflateras och avlägsnas efter 60 min bilateral njurartärocklusion, och djuren får återhämta sig i 24 timmar. I slutet av studien ökar plasma kreatinin och blodurea kväve avsevärt, medan eGFR och urinproduktionen minskar avsevärt. Behovet av joderad kontrast är minimalt och påverkar inte njurfunktionen. Bilaterala njurlymfknutor gatan ocklusion bättre efterliknar det kliniska scenariot av perioperative njurlymfknutor hypoperfusion, och perkutan strategi minimerar effekten av det inflammatoriska svaret och risken för infektion sett med ett öppet tillvägagångssätt, såsom en laparotomy. Förmågan att skapa och reproducera denna kliniskt relevanta svinmodell underlättar den kliniska översättningen till människor.
Introduction
Akut njurskada (AKI) är ett vanligt diagnostiserat tillstånd bland kirurgiska patienter i samband med betydande sjuklighet ochdödlighet 1,2. Tillgängliga data visar att AKI kan påverka även hälften av alla inlagda patienter över hela världen och leder till 50% dödlighet hos patienter på intensivvårdsavdelningen1,3. Trots sin höga prevalens är nuvarande AKI-terapi fortfarande begränsad till förebyggande strategier, såsom vätskehantering och dialys. Därför finns det ett pågående intresse för att utforska alternativa terapier för AKI4,5,6.
AKI klassificeras vanligtvis i pre-renal, inneboende och post-renal baserat på dess etiologi4,5,6. Majoriteten av kirurgiska patienter med AKI är associerade med pre-njurorsaker på grund av hypovolemia, vilket resulterar i ischemi-reperfusion skada (IRI) av njurarna2. Kliniskt minskar urinproduktionen, och kreatininnivåerna ökar på grund av minskad njurfunktion. Njuren är ett organ med hög ämnesomsättning och mottaglig för ischemi. En mycket reproducerbar stor djurmodell av njurmedicinska IRI är nödvändig för att få en bättre inblick i patofysiologin hos AKI och dess potentiella terapeutiska metoder5.
För att efterlikna det kliniska scenariot av njure hypoperfusion peri-operatively, en modell av bilaterala njurlymfknutor gatan ocklusion anses lämplig. Tidigare beskrivna modeller som innebär ensidiga njurlymfknutor gatan ocklusion med eller utan samband av kontralateral njure ger inte tillräcklig klinisk tillämplighet7,8. Även om dessa modeller är tillräckliga för att orsaka AKI, liknar de inte verkliga kliniska scenarier varken när det gäller typ eller varaktighet av skada.
Syftet med detta dokument är att presentera en svin modell av perkutan bilaterala tillfälliga ocklusion av njurlymfknutor artärer av ballong-kateter ocklusion under angiografi. Bilaterala njurlymfknutor gatan ocklusion efterliknar det kliniska scenariot av njurlymfknutor hypoperfusion, följt av efterföljande avlägsnande av ballongen för reperfusion9,10. De tekniska stegen beskrivs, inklusive kateterisering, kateter vägledning, angiografi och hemodynamic övervakning. Denna metod möjliggör inte bara en mycket kontrollerad och reproducerbar ocklusion av njurartärerna, men det perkutana tillvägagångssättet minimerar effekten av det inflammatoriska svaret genom att begränsa mängden förolämpning mot kroppen jämfört med ett öppet tillvägagångssätt.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alla in vivo-studier genomfördes i enlighet med National Institutes of Healths riktlinjer för djurvård och användning och godkändes av Boston Children's Hospital's Animal Care and Use Committee (protokoll 18-06-3715). Alla djur fick human vård i enlighet med vägledningen för vård och användning av laboratoriedjur. Figur 1 visar tidslinjen inklusive anestesi, kirurgisk förberedelse och tidspunkter för primära utfallsmätningar av denna studie.
1. Induktion, anestesi och intubering
- För att förhindra onödig stress och obehag, sedera svinet genom intramuskulär injektion av en blandning av tiletamine/zolazepam 4-6 mg/kg och xylazin 1,1-2,2 mg/kg samt isofluran 3% med ansiktsmask.
- Kanylera öronvenen för att få venös åtkomst med en 20 G IV kanyl efter desinfektion av området med 95% etanol. Starta en underhållsinfusion (0,9% NaCl vid 5 ml/kg/h).
- Intubera grisen med ett endotrakealt rör (storlek 7 för grisar som väger 40-50 kg) när bedövnings tillräckligheten har bekräftats. Utför ballongventilation med en frekvens av 12 andetag/min och transportera grisen till operationssalen.
- Placera djuret på operationsbordet i supinläge. Starta omedelbart mekanisk positiv tryckventilation med FiO2 0,50, 10 ml/kg tidvattenvolym och en frekvens på 12 andetag/min under kontinuerlig kapnografi.
- Placera en pulsoximeter på örat eller underläppen för kontinuerlig övervakning.
- Behåll normothermia (37 °C) med en luftuppvärmd dyna.
- För att upprätthålla allmän anestesi, håll isofluran administrering på 0,5-4% genom endotracheal röret. Under hela proceduren, kontinuerligt övervaka EKG, kranskärlens blodtryck, temperatur och capnography för att mäta djupet av anestesi.
- Sätt in en Foley-kateter för att kontrollera djurets vätskestatus och övervaka urinproduktionen genom att samla urin i en dräneringspåse.
OBS:Kvinnliga svin föredras framför män på grund av de anatomiska egenskaperna hos urinröret vilket möjliggör enklare kateterisering.
2. Kirurgisk förberedelse och vaskulär åtkomst
- Drapera djuret på ett sterilt sätt.
- Desinficera nackens högra sidoområde genom att applicera betadin och sedan 95% etanol i 3 gånger.
- Utför en nedskärning för kateterisering av rätt halspulsåder och rätt halsven. Dra tillbaka sternocleidomastoidmuskeln i led och dissekera den ner till rätt halspulsåder och rätt halsven.
- Sätt in en 5F angiografi mantlar i både artären och venen. Säkra den med en silke 2-0 sutur.
- Sätt in en 5F angiografi mantle med hjälp av Seldinger tekniken i den vänstra femorala gatan.
- För att utföra Seldinger-tekniken punkterar lårbensartären med en ihålig nål. Sätt in en mjuk spetsledare genom lumen och för in den i lårbensartären.
- Håll ledaren ordentligt med handen medan du tar bort nålen. För angiografismantet över ledaren in i lårbensartären och dra ut ledaren. Använd ultraljudsvägledning vid behov.
3. Induktion av njurmedicinska ischemi-reperfusionsskador
- Administrera 200 IE/kg natrium heparin intravenöst för att uppnå systemisk antikoagulation (målaktiverad koaguleringstid (ACT) > 300 s).
- Utför en angiografi genom att injicera ett joddinerat kontrastmedel under fluoroskopi för att identifiera njurartärerna.
OBS:För att minska risken för kontrastinducerad nefrotoxicitet, späd ut det joderade kontrastmedlet i en 1:1-lösning med normal saltlösning. Tabulera dosen för alla djur för att säkerställa likvärdig dosering. - Identifiera njurartärerna, för manuellt fram ledaren i styrkatetern.
- Placera 5F JL4-styrkatetern i vänster njurartär genom höger halspulsåder (figur 1A).
- Placera den andra 5F JL4-styrkatetern i höger njurartär genom den vänstra lårartären (figur 1A).
- Använd ledaren för att rikta en 5F perkutan transluminal angioplastik (PTA) dilatation kateter i varje njurartär.
OBS:Det är att föredra att placera ballongen vid den proximala njurartären så att inga grenar eller säkerheter i njurartären lämnas patent efter ballonginflation. - Placera varje ballongkateter på plats och anslut en tryckledning till varje kateter.
- Kontrollera förekomsten av arteriella pulsvågformer i tryckmätaren för att säkerställa korrekt positionering av katetern.
- Blås upp varje ballong och sikta på ett tryck på cirka 2,5 atm inuti ballongen (Figur 1B).
- För att bekräfta att blodflödet till njurarna upphör observerar du platta till pulsvågformen vid ballongkateterns spets.
- Injicera joderat kontrastmedium (1:1 utspädning) och kontrollera om njurkärlen inte har något opacifiering.
OBS: Det är också möjligt att fylla ballongen med ett joderat kontrastmedel för visualisering av den uppblåsta ballongen. Denna metod är dock inte lika känslig som pulse waveform platta för att bekräfta ocklusion av njurlymfknutor artärer. - Efter 60 min ocklusion, försiktigt deflatera och ta bort ballongkatetrarna från njurartärerna.
- Utför en angiografi (med 1:1 utspädd kontrastmedel) för att bekräfta njurartärens patency och inrättandet av njurreperfusion (figur 1C).
- Ta bort 5F angiografi mant linda från den vänstra femorala gatan.
- Applicera fast tryck på kateteriseringsplatsen i 30 minuter.
- Vända effekten av heparin genom administrering av protamin (3 mg/kg) tills ACT normaliseras.
- För att ta prover på urin under den postoperativa perioden, säkra ett rör till Foley-katetern med en silke 2-0 sutur med en avbruten stygn på huden.
- Lämna angiografisytorna i rätt halspulsåder och rätt halsven på plats och säkra dem med en silkes sutur med en avbruten stygn för att möjliggöra blodprov under hela studien.
- Stäng nacksnittet med en silkessyre 2-0 sutur med en kontinuerlig stygn i 2 lager.
- Administrera bupivakain (3 mg/kg) vid snittstället för att minimera smärta.
- Fortsätt att hydrera djuret med 0,9% NaCl vid 5 ml/kg/h i totalt 2 timmar efter ischemins.
- Placera ett fentanylplåster (25-50 μg/h) på djurets baksida för att minimera postoperativ smärta.
- Administrera en intramuskulär injektion av buprenorfin (0, 005- 0, 1 mg/kg) för att minimera postoperativ smärta.
- Övervaka djuret och behåll det på mekanisk ventilation tills det awaking.
4. Återhämtning av djur
- Efter awaking, rymma djuret i ett temperaturkontrollerat rum.
- Fortsätt att vända djuret från en sidosida till en annan tills det återfår fullt medvetande och förmåga att ambulera.
- Ge vatten och mat ad libitum.
5. Funktionell bedömning
- Samla blodet och urinproverna enligt önskat protokoll.
OBS:I denna studie angavs följande tidpunkter: utgångsvärdet (1 h efter inledandet av hydreringsprotokollet och före ocklusion av njurartärerna), slutet av ischemin och reperfusion (2 h, 6 h, 24 h). - Samla in artären och de venösa blodproverna. Förvara dem i litium heparin eller EDTA belagda vacutainers för efterföljande analys.
OBS:Dra blod direkt från katetrarna i halspulsådern och halsvenen. - Samla urinproverna från Foley-katetern och förvara dem i 15 ml rör för analys.
OBS:Samla urinen från dräneringspåsen som är ansluten till Foley-katetern. - För att bestämma urinproduktionen, töm dräneringspåsen och samla urin i 1 timme.
OBS:För den 6 h-tidspunkt vid vilken en dräneringspåse inte är ansluten till Foley-katetern, stäng röret som är anslutet till Foley-katetern i 30 minuter och samla sedan urinen med en 60 ml spruta för att bestämma urinutgången.
6. Dödshjälp
- Efter slutet av reperfusionsperioden, utför anestesi och övervaka enligt beskrivningen ovan.
- Fortsätt hydreringen med 0,9% NaCl vid 5 ml/kg/h.
- Använd artären och venkatetrarna för blodprovtagning och Foley-katetern för att bestämma urinproduktionen. Samla in de slutliga blod- och urinproverna och beräkna urinproduktionen.
- Utför ett 15 cm midline laparotomy snitt med en storlek 10 blad från xiphoid ner till mitten av bäckenet.
- Använd ett rakt sidoupprullningsdon för att dra tillbaka bukhuden.
- Dissekera de laterala peritoneal tillbehören i bukväggen för att exponera höger och vänster retroperitoneum.
- Identifiera och dissekera trubbigt både njurartärer och vener.
- Ligate både njurlymfknutor artärer och vener med en 2-0 silk sutur och utföra bilaterala nephrectomies för att samla hela vävnad exemplar för histologiska och metaboliska analys.
- Avliva djuret med den föredragna metoden för dödshjälp (t.ex. exsanguination, pentobarbital)
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Funktionell analys
De representativa resultaten av denna studie härrör från 6 djur och de data som ± är medelvärdets standardfel. Njurfunktionen bedöms genom bestämning av urinproduktionen, uppskattad glomerulär filtreringshastighet (eGFR), plasma kreatin och blodurea kväve (BUN). Biomarkörerna för njurfunktion bedöms med hjälp av en bärbar kemianalysator. eGFR beräknas enligt följande formel: eGFR =1.879 × BW1.092/PCr0.6 (BW: kroppsvikt i kg; PCr: plasma kreatinin i mg/dL)10,11.
Efter 60 min bilateral njurlymfknutor gatan ocklusion minskade urin produktionen avsevärt från 3,6 mL/kg/h ± 0,5 mL/kg/h till 0,2 mL/kg/h ± 0,1 ml/kg/h (p < 0,01). Denna minskning förblev signifikant vid 6 h (1,2 ml/kg/h ± 0,1 ml/kg/h; p = 0,02 jämfört med utgångsvärdet) och 24 timmar (1,3 ml/kg/h ± 0,4 ml/kg/h; p = 0,02 jämfört med utgångsvärdet) efter reperfusion. På samma sätt observerades en signifikant minskning av eGFR, som sjönk från 2,5 ml/kg/h ± 0,1 ml/kg/h vid baslinjen till 1,7 ml/kg/h ± 0,1 ml/kg/h (p < 0,001) i slutet av ischemin och till 1,5 ml/kg/h ± 0,1 ml/tim kg/h (p < 0,001), 1,2 ml/kg/h ± 0,1 ml/kg/h (p < 0,001) och 0,9 ml/kg/h ± 0,1 ml/kg/h (s. < 0,001) vid 2 h, 6 h respektive 24 h reperfusion (figur 2A-B).
Plasma kreatinin ökade signifikant vid 2 h (2, 7 mg/dL ± 0,2 mg/dL; p < 0, 01), 6 h (3, 7 mg/dL ± 0, 3 mg/dL; p < 0,001) och 24 timmar (5,6 mg/dL ± 0,7 mg/dL, p < 0,001) reperfusion jämfört med utgångsvärdet (1, 1 mg/dL ± 0, 1 mg/dL). BUN var 6,5 mg/dL ± 0,8 mg/dL vid baslinjen och ökade till 17,8 mg/dL ± 3,3 mg/dL (p < 0 36,2 mg/dL ± 2,9 mg/dL (p < 0,001) vid 6 h och 24 h reperfusion, respektive(figur 2C-D).
Grov anatomi och histologi
det fanns uppenbara necrotic och hemorrhagic områden som var ojämnt fördelade i båda njurarna i slutet av 60 min bilaterala njurlymfknutor ischemi och 24 h reperfusion (Figur 3A). Massons Trichrome färgning visade confluent koagulativ nekros som var belägen vid proximala tubules av njurlymfknutor cortex. (Figur 3B). Inbäddade sektioner av plast (1 μm) bedömdes också eftersom de ger viktiga detaljer om histologin (figur 3C). Alla Massons Trichrome bilder utvärderades för cell nekros, förlust av penselgräns, gjuten bildande och tubule dilatation. Sedan genomfördes ett semikvantitativt poängsystem för akut tubulär nekros (ATN) enligt följande: 0 om ingen; 1 om mindre än 10%; 2 om mellan 11%-25%; 3 om mellan 26%- 45%; 4 om mellan 46%-75%; och 5 om de är större än 76 %. ATN-poäng visade betydande skada i njurbarken (poäng på 4,5 ± 0,3) och betydande skada i medulla (poäng på 2,7 ± 0,4).
Figur 1. Beskrivning av den experimentella modellen. A) Kvinnliga Yorkshiregrisar (40-60 kg) sövdes och intubedes. Den vänstra femorala gatan och rätt halsartären var catheterized med en 5F angiografi mantja. Rätt jugular venous linjer och en Foley urinkateter placerades också. Selektiv kateterisering av njurlymfknutor artärer utfördes med hjälp av en 5F multipurpose guide-kateter. (B) Ocklusion av njurlymfknutor artärer utfördes med hjälp av en 5F perkutan transluminal angioplastik (PTA) dilatation kateter uppblåst i den proximala delen av njurlymfknutor gatan, helt ocklusera blodflödet till njurarna i 60 min. Bekräftelse av ocklusion förvärvades genom injektion av joddinerat kontrastmedel i stora kroppskörtlar och genom att kontrollera om njurkärlen inte hade upptagits. C) Efter 60 minuters ocklusion tömdes ballongerna och avlägsnades försiktigt. Angiografi utfördes för att bekräfta njurlymfknuta gatan patency och upprättandet av njurlymfknuta reperfusion. Djuren tilläts sedan att reperfuse njurarna under fysiologiska förhållanden under de kommande 24 h och avlivades därefter. Blod- och urinprover samlades in precis före och efter bilaterala njurlymfknutor ischemi, vid 2, 6 och 24 h efter ocklusion (tidspunkter som anges med trianglar). Denna siffra har ändrats från Doulamis etal. Klicka här om du vill visa en större version av den här figuren.
Figur 2. Njurfunktionen före och efter njurmedicinska ischemi-reperfusion skada. a) Urinproduktion. b) Uppskattad glomerulär filtreringshastighet (eGFR). C) Plasma kreatinin och D) Blodurea kväve (BUN). Alla resultat visas som medelvärde och standardavvikelse för varje tidspunkt. En betydande minskning kan ses i urinproduktionen och eGFR efter ischemi-reperfusion skada. Följaktligen noteras en signifikant ökning av plasma kreatinin och BUN. Data analyserades av tvåvägsrekommenderade mått ANOVA med Benjamini och Hochbergs falska upptäcktshastighet (n=6). *p < 0,05 vs baslinje; **p < 0,01 vs baslinje; p < 0,001 jämfört med utgångsvärdet. Klicka här om du vill visa en större version av den här figuren.
Bild 3. Brutto njure anatomi och njurlymfknutor vävnad skada vid 24 timmars reperfusion efter njurmedicinska ischemi-reperfusion skada. A) Brutto anatomi av den vänstra njuren visar bleka områden som tyder på hjärtinfarkt och röda hemorragiska områden efter 60 min bilaterala njurlymfknutor gatan ocklusion och 24 h reperfusion. (B) Njurbarken i fordonet visar omfattande koagulativ nekros av främst proximala tubules, efter 60 min ischemi och 24 h reperfusion (Massons Trichrome, originalförstoring 20x). C) Dessa inbäddade sektioner av 1 μm plast (araldite-epon) visar mer i detalj den konfluenta rörformiga nekrosen som huvudsakligen består av matris med svullnad och degenerativa förändringar av organeller (Toluidinblå, originalförstoring 40x). Skalstång = 200 μm. Denna siffra har ändrats från Doulamis etal. Klicka här om du vill visa en större version av den här figuren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
AKI är en vanlig klinisk sjukdom som påverkar upp till 50% av inlagda vuxna patienter över hela världen6,12. En kliniskt relevant djurmodell behövs för att ytterligare undersöka patofysiologin hos sjukdomen och potentiella terapeutiska mål. Även om det finns flera murinmodeller som replikerar AKI, efterliknar dessa inte helt sina respektive kliniska scenarier och anatomin hos den mänskliga njuren. Denna studie föreslår en kliniskt relevant svinmodell för att möjliggöra översättning till människor13.
Här beskriver protokollet ett perkutan tillvägagångssätt som inte bara är kliniskt relevant utan också minimerar det inflammatoriska svaret och risken för infektion som åtföljer ett öppet tillvägagångssätt. Det bör också betonas att ett konsekvent vätskeprotokoll bör användas för alla djur för att uppnå optimal hemodynamisk kontroll och undvika njurhyperfusion11. Detta kan enkelt göras när djuret bedövas men inte alltid kan utföras korrekt under återhämtningsperioden när vatten tillhandahålls ad libitum.
Joderat kontrastmedium bör användas försiktigt för att undvika kontrastinducerad nefrotoxicitet. Detta kan uppnås med 1:1 eller 1:2 utspädning med normal saltlösning. I denna studie använde vi en dos som är 10 gånger lägre än den uppskattade säkerhetströskeln för människor (3,33 ml/kg)9,14.
Studien använder bland annat eGFR för bedömning av njurfunktion baserat på en formel som redovisar kroppsvikten och plasma kreatininnivåerna10,11. Det bör noteras att även om användning av inulin för bestämning av GFR tidigare har dokumenterats, sköts dess användning upp i det nuvarande protokollet på grund av allvarlig hypotensiv vasospastisk reaktion efter inulininfusion. Detta kan undvikas genom att använda steroider eller adrenalin före inulin administrering. Användningen av dessa läkemedel kanske dock inte är lämplig enligt varje studiedesign. Av denna anledning användes en validerad formel för att uppskatta eGFR baserat på plasma kreatinin och kroppsvikt11. Ett alternativt sätt att bestämma GFR skulle vara att använda formeln: (urin kreatinin x urin flöde) / (plasma kreatinin x njurvikt).
För bedömning av ATN-poängen är användningen av Massons Trichrome färgning att föredra framför konventionell hematoxylin och eosin färgning eftersom det bättre kan spåra vävnadsskada. Ett annat alternativ kan vara användningen av inbäddade plastsektioner, som ger mer information eftersom de möjliggör tunnare skivning av provet11. Denna prekliniska modell av AKI kan användas för att efterlikna flera kliniska scenarier såsom njurtransplantation, njure hypoperfusion efter kardiogen chock (t.ex. hjärtinfarkt, aneurysm sprängning, kolorektal dissekering), transcatheter förfaranden med hög risk för njurlymfknutor ischemi och kardiovaskulära förfaranden med långvarig cardiocirculatory arresttider.
Denna studie har vissa begränsningar. I studien användes endast hondjur. Detta gjordes för att minska eventuella effekter relaterade till urinkateterisering, vilket är mindre traumatiskt hos kvinnor än män. Utöver denna begränsning använde studien unga, annars friska djur, vilket eliminerade förvirrande variabler som kan vara relaterade till samexisterande sjukdomar. Sammanfattningsvis beskriver den aktuella studien en mycket reproducerbar stor djurmodell av njurmedicinska IRI, som kan användas för att minska bördan av AKI.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna förklarar inga konkurrerande ekonomiska intressen.
Acknowledgments
Vi vill tacka dr Arthur Nedder för hans hjälp och vägledning. Detta arbete stöddes av Richard A. och Susan F. Smith President's Innovation Award, Michael B. Klein and Family, The Sidman Family Foundation, Michael B. Rukin Charitable Foundation, Kenneth C. Griffin Charitable Research Fund och The Boston Investment Council.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.9% sodium chloride injection, usp, 100 ml viaflex plastic container | Baxter | 2B1302 | For animal hydration |
| Agent contrast 100.0ml injection media btl ioversal 74% | CARDINAL HEALTH | 133311 | For visualizing the vasculature |
| Bard Bardia Closed System Urinary Drainage Bag | BARD Inc | 802001 | For urine collection |
| BD Vacutainer K2 EDTA | BD | 367841 | For blood sample storage |
| BD Vacutainer Lithium Heparin | BD | 366667 | For blood sample storage |
| Betadine | Henry Schein | 6906950 | For skin disinfection |
| Bookwalker retractor | Codman | For skin retraction | |
| Bupivacaine 0.25% | Hospira | Administer at incision site for analgesia | |
| Buprenorphine SR | Zoo Pharm | 10mg/ml bottle, Dose: 0.2mg/kg SC | |
| Cath angio 5.0 Fr x100.0 cm 0.038 in JR4 | MERIT MEDICAL SYSTEM INC | 7523-21 | For identification of the renal arteries |
| Cuffed endotracheal tube | Emdamed | To establish a secure airway for the duration of the operation | |
| EKG Medtronics- Physiocontrol LifePak 20 Oxygen saturation monitor | GE Healthcare Madison WI | For oxygen saturation monitoring | |
| Encore 26 inflator | BOSTON SCIENTIFIC | 710113 | For inflating the balloon catheters |
| Ethanol 95% (Ethyl alcohol) | Henry Schein | For skin disinfection | |
| Fentanyl patch | Mylan | Dose: 25-50mcg/hr, TD | |
| Gold silicone coated Foley | TELEFLEX MEDICAL INC | 180730160 | For urine collection |
| Heparin sodium | LEO Pharma A/S | Dose: 200 IU/kg IV | |
| i33 ultrasound machine | Phillips | Use ultrasonographic guidance for femoral catherization if necessary | |
| Inqwire diagnostic guide wire - 0.035" (0.89 mm) - 260 cm (102") - 1.5 mm j-tip | MERIT MEDICAL SYSTEM INC | 6609-33 | For guiding the balloon catheters to the renal arteries |
| Intravenous catheter, size 20 gauge | Santa Cruz Biotechnology | Inc SC-360097 | For fluid administration |
| Isoflurane | Patterson Veterinary Supply, Inc. | 21283620 | Dose: 3%, INH |
| Metzenbaum blunt curved 14.5 cm - 5(3/4)" | Rudolf Medical | RU-1311-14M | For tissue dissection and cutting |
| Neonatal disposable transducer kit with 30ml/hr flush device and double 4-way stopcocks for continuous monitoring | Argon Medical | 041588505A | For pressure measurement |
| Powerflex pro PTA dilatation catheter 6 x 20 mm - shaft length (135cm) | CARDINAL HEALTH | 4400602X | For occlusion of the renal arteries |
| Pressure monitoring lines mll/mll - 12" clear, mll/mll | Smiths Medical | B1571/MX571 | For pressure measurement |
| Procedure pack | Molnlycke Health Care | 97027809 | Surgical drape, gauze pads, syringes, beaker etc |
| Protamine | Henry Schein | 1044148 | For heparin reversal |
| Scalpel blade - size #10 | Cardinal Health (Allegiance) | 32295-010 | For the skin incisions |
| Stopcock iv 4 way lrg bore rotg male ll adptr strl | Peoplesoft | 1550 | For connecting tubings |
| Straight lateral retractor | Codman | For skin retraction | |
| Suture perma hnd 18in 2-0 braid silk blk | CARDINAL HEALTH 1 | A185H | For suturing incision site and securing catheters |
| Syringe contrast injection 10ml fixed male luer red | MERIT MEDICAL SYSTEM INC | MSS111-R | To administer the contrast agent |
| Syringe medical 60ml ll plst strl ltx free disp | CARDINAL HEALTH 1 | BF309653 | For urine collection and flushing of the angiocath |
| Tilzolan (tiletamine/zolazepam) | Patterson Veterinary Supply, Inc. | 07-893-1467 | Dose: 4-6 mg/kg, IM |
| Xylazine | Putney, INC | Dose: 1.1-2.2 mg/kg, IM |
References
- Ali Pour, P., Kenney, M. C., Kheradvar, A. Bioenergetics consequences of mitochondrial transplantation in cardiomyocytes. Journal of the American Heart Association. 9 (7), 014501 (2020).
- Giraud, S., Favreau, F., Chatauret, N., Thuillier, R., Maiga, S., Hauet, T. Contribution of large pig for renal ischemia-reperfusion and transplantation studies: The Preclinical Model. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 14 (2011).
- Amdisen, C., et al. Testing Danegaptide effects on kidney function after ischemia/reperfusion injury in a new porcine two week model. PLoS ONE. 11 (10), 1-13 (2016).
- Bhargava, P., Schnellmann, R. G.
- Bonventre, J. V., Weinberg, J. M. Recent advances in the pathophysiology of ischemic acute renal failure. Journal of the American Society of Nephrology. 14 (8), 2199-2210 (2003).
- Case, J., Khan, S., Khalid, R., Khan, A. Epidemiology of Acute Kidney Injury in the Intensive Care Unit. Critical Care Research and Practice. 2013, 9 (2013).
- Jabbari, H., et al. Mitochondrial transplantation ameliorates ischemia/reperfusion-induced kidney injury in rat. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Molecular Basis of Disease. 1866 (8), 165809 (2020).
- Malagrino, P. A., et al. Catheter-based induction of renal ischemia/reperfusion in swine: Description of an experimental model. Physiological Reports. 2 (9), 1-13 (2014).
- Freeman, R. V., et al. Nephropathy requiring dialysis after percutaneous coronary intervention and the critical role of an adjusted contrast dose. American Journal of Cardiology. 90 (10), 1068-1073 (2002).
- Gasthuys, E., et al. Postnatal maturation of the glomerular filtration rate in conventional growing piglets as potential juvenile animal model for preclinical pharmaceutical research. Frontiers in Pharmacology. 8 (431), 1-7 (2017).
- Doulamis, I. P., et al. Mitochondrial transplantation by intra-arterial injection for acute kidney injury. American Journal of Physiology - Renal Physiology. 319 (3), 403-413 (2020).
- Rewa, O., Bagshaw, S. M. Acute kidney injury-epidemiology, outcomes and economics. Nature Reviews Nephrology. 10 (4), 193-207 (2014).
- Grossini, E., et al. Levosimendan Protection against Kidney Ischemia/Reperfusion Injuries in Anesthetized Pigs. Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 342 (2), 376-388 (2012).
- Laskey, W. K., et al. Volume-to-creatinine clearance ratio. A pharmacokinetically based risk factor for prediction of early creatinine increase after percutaneous coronary intervention. Journal of the American College of Cardiology. 50 (7), 584-590 (2007).
