Summary
Een methode voor de extractie van cofactor F420 uit zuivere culturen werd geoptimaliseerd voor de vloeistofchromatografische scheiding en analyse van F420-staartlengte in zuivere cultuur- en omgevingsmonsters.
Abstract
De cofactor F420 speelt een centrale rol als hydridedrager in het primaire en secundaire metabolisme van veel bacteriële en archaeale taxa. De cofactor is vooral bekend om zijn rol in de methanogenese, waar het thermodynamisch moeilijke reacties vergemakkelijkt. Omdat de polyglutamaatstaart in lengte varieert tussen verschillende organismen, kunnen lengteprofielanalyses een krachtig hulpmiddel zijn voor het onderscheiden en karakteriseren van verschillende groepen en paden in verschillende habitats. Hier beschrijft het protocol de extractie en optimalisatie van cofactor F420-detectie door het toepassen van vastefase-extractie in combinatie met hoogwaardige vloeistofchromatografie-analyse onafhankelijk van culturele of moleculair biologische benaderingen. De methode werd toegepast om aanvullende informatie te verkrijgen over de expressie van cofactor F420 uit microbiële gemeenschappen in bodems, anaeroob slib en zuivere culturen en werd geëvalueerd door spiking-experimenten. Daarbij slaagde de studie erin om verschillende F420-staartlengteprofielen te genereren voor hydrogenotrofe en acetoclastische methanogenen in gecontroleerde methanogene zuivere culturen en uit milieumonsters zoals anaerobe vergisterslib en bodems.
Introduction
F420 is een wijdverspreide maar vaak verwaarloosde cofactor, die functioneert als een obligate twee-elektron hydride drager in primaire en secundaire metabolische processen van zowel Archaea als Bacteriën1,2. F420 is een 5-deazaflavin en structureel vergelijkbaar met flavinen, waarbij de chemische en biologische eigenschappen meer vergelijkbaar zijn met die van NAD+ of NADP+. Door de vervanging van stikstof door koolstof op positie 5 van de isoalloxazinering is het een sterk reductiemiddel, waardoor het een lage standaard redoxpotentiaal van -340 mV1,3 vertoont. F420 bestaat uit een 5-deazaflavin ring en een 2-fosfo-L-lactaat linker (F420-0). Een oligoglutamaatstaart met n+1 glutamaatmonomeren kan aan het molecuul worden bevestigd (F420-n+1)4.
Lange tijd is de cofactor F420 uitsluitend geassocieerd met Archaea en Actinobacteriën. Dit is grotendeels ongedaan gemaakt. Recente analyses onthulden dat F420 wordt verdeeld over diverse anaerobe en aerobe organismen van de phyla Proteobacteria, Chloroflexi en mogelijk Firmicutes die een groot aantal habitats bewonen, zoals bodems, meren en de menselijke darm1,5. In 2019 toonden Braga et al.6 aan dat de proteobacterium Paraburkholderia rhizoxinica een uniek F420-derivaat produceert, met een 3-fosfoglyceraat in plaats van een 2-fosfosfataalstaart, die wijdverspreid kan zijn in verschillende habitats. Binnen het domein Archaea is F420 gevonden in verschillende afstammingslijnen, waaronder methanogene7, methanotrofe8,9 en sulfaatreducerende orders10, en wordt verondersteld te worden geproduceerd in Thaumarchaeota11. F420 is vooral bekend als een essentieel redoxco-enzym in hydrogenotrofe en methylotrofe methanogenese. De gereduceerde vorm van F420 (F420H2) functioneert als elektronendonor voor de reductie van methyleentetrahydromethanopterine (methyleen-H4MPT, Mer) en methenyl-H4MPT12,13. Het kan ook worden gebruikt als elektronendrager in H2-onafhankelijke elektronentransportroutes van methanogenen die cytochromen bevatten12,14. Bovendien heeft de geoxideerde vorm van F420 een karakteristieke blauwgroene fluorescentie bij excitatie bij excitatie bij 420 nm, wat de detectie van methanogenen microscopisch vergemakkelijkt (figuur 1). Vanwege het lage redoxpotentieel vergemakkelijkt F420 (i) de exogene reductie van een breed spectrum van anderszins recalcitrante of toxische organische verbindingen, (ii) synthese van tetracycline en lincosamide antibiotica of fytotoxinen in streptomyceten (fylum Actinobacteriën), en (iii) resistentie tegen oxidatieve of nitrosatieve stress of andere ongunstige omstandigheden in mycobacteriën (fylum Actinobacteriën)1,5,15, 16,17,18,19,20,21,22. Bijgevolg zijn F420-afhankelijke oxidoreductasen veelbelovende biokatalysatoren voor industriële en farmaceutische doeleinden en voor bioremediatie van verontreinigde omgevingen1,23. Ondanks deze recente bevindingen zijn de exacte rollen van de cofactor F420 nog steeds marginaal bekend in Actinobacteriën of andere bacteriële phyla.
Er zijn ten minste drie routes voor F420-biosynthese2,6,24. In het begin wordt de biosyntheseroute opgesplitst in een 5-deazaflavin biosynthese en een 2-fosfosfataal metabolisme tak. Het reactieve deel van het F420-molecuul wordt gesynthetiseerd via FO-synthase met behulp van de substraten tyrosine en 5-amino-6-ribitylamino-2,4(1H, 3H)-pyrimidinedion. Het resultaat is het riboflavinegehalte chromofoor FO. Binnen de momenteel geaccepteerde lactaatmetabolismetak wordt L-lactaat gefosforyleerd tot 2-fosfo-L-lactaat door een L-lactaatkinase (CofB); 2-fosfo-L-lactaat wordt op zijn beurt ge guanyleerd tot L-lactyl-2-difosfo-5'-guanosine door 2-fosfo-L-lactaat guanylyltransferase (CofC). In de volgende stap wordt L-lactyl-2-difosfo-5'-guanosine gekoppeld aan FO door een 2-fosfo-L-lactaattransferase (CofD) om F420-02 te vormen. Ten slotte ligeert het enzym F420-0:ɣ-glutamylligase (CofE) glutamaatmonomeren tot F420-0 en vormt het de uiteindelijke cofactor6 in verschillende aantallen23,25. Verschillende organismen vertonen verschillende patronen in het aantal aangehechte glutamaatresiduen, met kortere staarten gevonden voor methanogenen dan in mycobacteriën2,25,26. Over het algemeen vertonen methanogenen staartlengtes van twee tot drie, met maximaal vijf in het acetoclastische methanogeen, Methanosarcina sp., terwijl de staartlengtes in Mycobacterium sp. varieerden van vijf tot zeven glutamaatresiduen2,25,26,27. Recente bevindingen toonden echter aan dat F420 met lange keten bindt aan F420-afhankelijke oxidoreductasen met een hogere affiniteit dan F420 met een korte keten; bovendien verhoogt gebonden lange-keten F420 de substraataffiniteit, maar verlaagt de omloopsnelheid van de respectieve enzymen23.
Detectie van cofactor F420 is vaak gebaseerd op de fluorescentie. Daarbij werden de oligoglutamaatderivaten gescheiden met behulp van omgekeerde fase (RP)-HPLC27,28. Onlangs gebruikten Ney et al. tetrabutylammoniumhydroxide als een ion-parend reagens voor de negatief geladen glutamaatstaart om de scheiding op RP-HLPC met succes te verbeteren5. Hier presenteren we een methode voor de bereiding van monsters, daaropvolgende lysis, extractie, zuivering, scheiding en kwantificering van cofactor F420, niet alleen uit zuivere culturen, maar ook uit verschillende milieumonsters (d.w.z. bodems en vergisterslib).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
OPMERKING: Extractie en analyse van cofactor F420 is een proces in drie stappen, inclusief monsterlysis, cofactorvoorzuivering via vastefasextractie (SPE) en cofactordetectie via ion-gepaarde-RP-HPLC (IP-RP-HPLC) met fluorescentiedetectie. Bereid vóór de aanvang de materialen en reagentia voor zoals vermeld in tabel 1.
1. Monster lysis
- Voeg tot 5 g monster toe aan geschikte buizen (bijv. conische buizen van 50 ml).
- Voeg 5 ml van de lysisbuffer (2x stockoplossing, tabel 1) toe aan de monsters.
- Breng tot een eindvolume van 10 ml met gedestilleerd water om een eindconcentratie van 0,5 g·ml-1 te bereiken.
- Vortex de verdunde monsters gedurende 20 s.
- Autoclaaf gedurende 30 min bij 121 °C.
- Breng voor droge monsters zoals bosgrond het verdunde monster na autoclaveren tot een eindvolume van 20 ml met gedestilleerd water en vortex.
LET OP: Temperatuurstijging tijdens autoclaveren kan ervoor zorgen dat buizen barsten.
2. Voorzuivering van de cofactor F 420 via vastefasextractie (SPE)
OPMERKING: Alle stappen van SPE worden uitgevoerd bij kamertemperatuur
- Laat de monsters afkoelen tot kamertemperatuur.
- Centrifugeer de geautoclaveerde monsters gedurende 5 minuten bij 11.000 x g.
- Bereid SPE-kolommen van 5 ml gevuld met 100 mg zwak anion gemengd polymeersorbens.
- Conditioneer de anionenwisselaar met 3 ml methanol (conditieoplossing, tabel 1).
- Breng de anionenwisselaar in evenwicht met 3 ml gedestilleerd water (equilibratieoplossing, tabel 1).
- Laad tot 9,0 ml van het supernatant van het gecentrifugeerde lysaat op de SPE-kolom.
- Spoel onzuiverheden weg met 5 ml ammoniumacetaat van 25 mM (SPE-wasoplossing 1, tabel 1).
- Spoel onzuiverheden weg met 5 ml methanol (SPE-wasoplossing 2, tabel 1).
- Eluteer de cofactor F420 in 1,0 ml elutiebuffer (tabel 1).
OPMERKING: Bereid verse elutiebuffer voor. Door het toegepaste vacuüm en de hoge dampdruk van de elutiebuffer kunnen de elutievolumes van monster tot monster verschillen. Om in alle monsters hetzelfde eindvolume te bereiken, wordt aanbevolen de verzamelvaten voor en na de elutie te wegen en het effectieve elutievolume te berekenen. Compenseer de verschillen door de toevoeging van een elutiebuffer.
3. Detectie van de cofactor F420
- Stel de oven in op 40 °C en de fluorescentiedetector op 420 nm extinctiegolflengte en 470 nm emissiegolflengte. Bereik scheiding via gradiëntmodus met behulp van mobiele fasen A en B (tabel 1): 0-3 min: 26% B; 3-24 min: 26% -50% B; 24-25 min: 50% B; 25-27 min: 50% -26% B; 27-35 min: 26% B bij een debiet van 0,75 ml min-1.
OPMERKING: Garandeer de evenwichtscondities van de kolom voorafgaand aan het injecteren van monsters door de kolom ten minste te spoelen met 3 kolomvolumes van 74% mobiele fase A en 26% mobiele fase B (tabel 1).- Filtreer de geëlueerde monsters van de SPE in HPLC-injectieflacons met behulp van een PTFE-filter met een poriegrootte van 0,22 μm.
OPMERKING: PTFE-filters met een poriegrootte van 0,22 μm worden aanbevolen. - Injecteer 50 μL van het geëlueerde monster op het HPLC-systeem om de samenstelling en concentratie van de cofactor F420 te analyseren.
OPMERKING: Aangezien in dit protocol geen kwantitatieve standaard wordt gebruikt, moeten monsters en varianten worden vergeleken per piekoppervlak.
- Filtreer de geëlueerde monsters van de SPE in HPLC-injectieflacons met behulp van een PTFE-filter met een poriegrootte van 0,22 μm.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Zuivere culturen van Methanosarcina thermophila en Methanoculleus thermophilus, beide thermofiele methanogene Archaea, werden gekweekt in geschikte media zoals eerder beschreven29,30. Voor Methanosarcina thermophila werd methanol gebruikt als energiebron, terwijl Methanoculleus thermophilus werd gekweekt op H2/CO2. De groei werd gecontroleerd door microscopische evaluatie, terwijl de activiteit werd onderzocht via meting van methaan (CH4) door gaschromatografie zoals eerder beschreven31. Zuivere culturen werden gebruikt voor de extractie van cofactor F420 volgens het gepresenteerde protocol. Daarnaast zijn in het najaar van 2020 milieumonsters genomen, waaronder monsters van het slib van een mesofiele biogasreactor (afvalwaterzuiveringsinstallatie, Zirl, Oostenrijk; voor details over slibparameters, zie 32), een agrarisch gebruikte weide (Innsbruck, Oostenrijk) en bosgrond (Lans, Oostenrijk) voor de winning en analyse van cofactor F420.
De groei van zuivere culturen is geverifieerd door microscopie (figuur 1), waarbij de geproduceerde CH4 werd geanalyseerd via gaschromatografie gedurende 14 dagen incubatie (gegevens niet getoond). De efficiëntie van cofactor F420-extractie uit zuivere culturen werd getest door verschillende desintegratiestrategieën toe te passen: beat-beating met keramische beats van 0,5-1,0 mm, ultrasone behandeling en druk-temperatuurdesintegratie met behulp van 121 ° C en 1,2 bar druk (autoclaveren). Maximale extractie-efficiëntie werd duidelijk door middel van druk-temperatuurbehandeling met behulp van een buffer zoals beschreven in de protocolsectie en werd dus verder toegepast voor alle volgende experimenten (figuur 2). Extractie-efficiëntietests werden uitgevoerd via standaardtoevoeging van verschillende volumes van een goed groeiende Methanoculleus thermophilus-cultuur . Bovendien was de vergelijking van verschillende monsters en varianten gebaseerd op het piekoppervlak van chromatogrammen.
Vervolgens werden celextracten onderworpen aan een vastefasextractie (SPE) -procedure. Hiervoor werden verschillende ionenwisselaars getest. Het bleek dat een zwak anion mixed-mode polymere sorbens de hoogste hoeveelheid cofactor F420 opleverde na elutie. Daarnaast werden verschillende elutiebuffers en wasoplossingen getest en lieten de beste resultaten zien voor 25 mM ammoniumacetaat als wasbuffer en een mengsel van NH3 in methanol als elutiebuffer. Methanol uit de elutiestap kon na de elutie worden uitgewisseld met water via een vacuümtemperatuurbehandeling.
HPLC-analyse van cofactor F420 werd getest met verschillende C18-kolommen met de beste resultaten voor de systeemconfiguratie die werd bereikt tijdens de gepresenteerde studie met een NX C18-kolom. Een standaard met een bekende verdeling van F420-derivaten met verschillende glutamaatstaartlengte werd gebruikt voor referentiedoeleinden. Deze standaard werd vriendelijk verstrekt door Prof. Colin Jackson van de Australian National University. Analyse van de glutamaatstaartlengte bracht verschillen aan het licht in de totale concentratie van cofactor F420 en de verdeling van de F420-staartlengte van methanogene zuivere culturen en omgevingsmonsters (figuur 3).
| Buffer | Compositie |
| Lysis buffer (2x stock oplossing) | 200 mM kaliumdiwaterstoffosfaat (KH2PO4) 50 mM ethyleendiaminetetra-azijnzuur (EDTA) 1% (w/v) polysorbaat 80 (Tween 80) aangepast tot pH 7,0 met 5 M natriumhydroxideoplossing |
| SPE conditioneringsoplossing | Methanol (HPLC-kwaliteit) |
| SPE equilibratie oplossing | Gedestilleerd water 0,2 μm gefilterd |
| SPE wasoplossing 1 | 25mm ammoniumacetaat |
| SPE wasoplossing 2 | Methanol (HPLC-kwaliteit) |
| SPE-elutiebuffer | 2% (v/v) ammoniak in methanol door verdunning van 20%-25% waterige ammoniakoplossing in methanol |
| HPLC mobiele fase A | 10 mM tetrabutylammoniumhydroxide (TBAH) 20 mM di-ammoniumwaterstoffosfaat ((NH4)2HPO4) aangepast tot pH 7,0 met 85% fosforzuur |
| HPLC mobiele fase B | Acetonitril (HPLC-kwaliteit) |
Tabel 1: Buffer- en mobiele fasesamenstelling voor vastefasextractie (SPE) en HPLC-analyse.
Figuur 1: Fluorescerende methanogene zuivere cultuur. Visualisatie van Methanosarcina thermophila via (A) fasecontrastmicroscopie en via (B) fluorescentiemicroscopie wanneer cofactor F420 wordt geëxciteerd met UV-licht (excitatie bij 395-440 nm en emissie bij 475-495 nm). Schaalbalk: 10 μm. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2: Standaard optelling. Piekgebied van teruggewonnen cofactor F420 na SPE van 1,0 g matrix geprikt met verschillende volumes M. thermophilus culturen. Matrix werd gewijzigd met 0 μL, 250 μL, 500 μL, 750 μL en 1000 μL cultuur en onderworpen aan verschillende desintegratiestrategieën: beat-beating, ultrasone behandeling en druk-temperatuur desintegratie (autoclaveren). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 3: Glutamaat staartlengteverdeling. Cofactor F420 staartlengteverdeling van zuivere culturen en omgevingsmonsters. Van boven naar beneden: agrarisch gebruikte weide (bodem), bos (bodem), mesofiele biogasreactor, zuivere cultuur van M. thermophilus en zuivere cultuur van M. thermophila. De relatieve absorptie werd berekend door normalisatie op de hoogste piek binnen het getoonde chromatogram. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Voor de evaluatie van cofactor F420 uit methanogene zuivere culturen kan een microscopische evaluatie worden uitgevoerd om de groei en activiteit (fluorescentiemicroscopie) van de betrokken micro-organismen te visualiseren (figuur 1). Voor monsters afkomstig uit natuurlijke omgevingen is het gebruik van microscopie om F420 te detecteren of te kwantificeren beperkt vanwege interferenties met andere fluorescerende micro-organismen, organische en anorganische deeltjes. In deze context kan extractie van F420 en daaropvolgende fluorometrische analyse met behulp van HPLC, zoals eerder beschreven5, niet alleen informatie opleveren over de totale concentratie van cofactor F420 , maar ook over de staartlengteverdeling van polygutamaat.
Voor extractie van cofactor F420 bleek een druk-temperatuurbehandeling zeer effectief te zijn (figuur 2) en is in overeenstemming met de eerdere bevindingen5,27,33. Via deze methode en het toepassen van een fosfaatbufferlysissysteem inclusief EDTA en polysorbaat werden de hoogste concentraties cofactor F420 verkregen uit methanogene zuivere culturen met hoge concentraties van de factor. Bovendien (en in vergelijking met de andere geteste celverstoringsmethoden) is de druk-temperatuurbehandeling gemakkelijk toepasbaar en materiaalbesparend.
SPE werd uitgevoerd om een downstream HPLC-analyse mogelijk te maken met als doel de bepaling van cofactor F420 polyglutamaat staartlengteverdeling binnen een monster. Onder verschillende ionenwisselaars vertoonde een zwak anion gemengd polymeersorbent de beste prestaties en maakt een effectieve binding van de cofactor F420 aan de matrix mogelijk voor wasdoeleinden, evenals de daaropvolgende verwijdering uit de extractiematrix na het wegspoelen van ongewenste bijproducten. Voor dit doel bleek basisch methanol het beste.
Via de gepresenteerde methode konden verschillende zuivere culturen en omgevingsmonsters reproduceerbaar worden geanalyseerd met betrekking tot cofactor F420 (figuur 3). Zelfs monsters zoals bodems of slib met hoge percentages ongewenste bijproducten konden volgens de gepresenteerde procedure worden geanalyseerd. Daarom werd downstream-analyse via HPLC met succes geïmplementeerd voor het analyseren van de totale concentratie van F420 en de lengteverdeling van de polyglutamaatstaarten van F420-derivaten . De detectie van hoge niveaus van F420 in de bodem en andere monsters ondersteunt Ney et el.5, die stelden dat de cofactor wijdverspreid is in aerobe bodembacteriën op basis van genomische en metagenomics-analyse.
Kortom, dit is het eerste protocol dat gericht is op het extraheren en analyseren van cofactor F420 , niet alleen uit zuivere culturen, maar ook uit milieumonsters zoals bodem of slib. De meest kritieke stap bij het extraheren van F420 uit omgevingsmonsters is de SPE die nodig is voor het vooraf reinigen van lysaten voor daaropvolgende HPLC-analyse. Het gepresenteerde protocol zal nuttig zijn voor toekomstige projecten om de rol van F420 in verschillende omgevingen en bioprocessen te onthullen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs hebben niets te onthullen.
Acknowledgments
We bedanken Prof. Colin Jackson dankbaar voor de steun met gezuiverde cofactor F420. Dit onderzoek werd ondersteund door het Tiroolse wetenschapsfonds (TWF) en de Universität Innsbruck (Publikationsfonds). We erkennen de ondersteuning van GPS, HK, SB, GG en HB enorm.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Autoclave | |||
| Biocompatible HPLC system equipped with gradient modul, oven and fluorescence detector | Shimadzu | HPLC system | |
| Centrifuge and rotor for 50 mL “Falcon” tubes (11.000 rcf) and appropriate tubes | |||
| HPLC Column: Gemini NX C18, 5 μm, 150 x 3 mm | Phenomenex | HPLC column | |
| PTFE filter (pore size 0.22 µm) to remove particulate matter prior HPLC analysis | |||
| Resin for SPE: Strata-X-AW 33 μm as weak anion mixed-mode polymeric sorbent | Phenomenex | weak anion mixed-mode polymeric sorbent | |
| Vacuum manifold for SPE and appropriate collection tubes | SPE equipment | ||
| Vortex mixer |
References
- Greening, C., et al. Physiology, biochemistry, and applications of F420- and Fo-dependent redox reactions. Microbiology and Molecular Biology Reviews: MMBR. 80 (2), 451-493 (2016).
- Bashiri, G., et al. A revised biosynthetic pathway for the cofactor F420 in prokaryotes. Nature Communications. 10 (1), 451 (2019).
- Grinter, R., Greening, C. Cofactor F420: an expanded view of its distribution, biosynthesis, and roles in bacteria and archaea. FEMS Microbiology Reviews. , (2021).
- Eirich, L. D., Vogels, G. D., Wolfe, R. S. Proposed structure for coenzyme F 420 from methanobacterium. Biochemistry. 17 (22), 4583-4593 (1978).
- Ney, B., et al. The methanogenic redox cofactor F420 is widely synthesized by aerobic soil bacteria. The ISME Journal. 11 (1), 125-137 (2017).
- Braga, D., et al. Metabolic pathway rerouting in Paraburkholderia rhizoxinica evolved long-overlooked derivatives of coenzyme F420. ACS Chemical Biology. 14 (9), 2088-2094 (2019).
- Eirich, L. D., Vogels, G. D., Wolfe, R. S. Distribution of coenzyme F420 and properties of its hydrolytic fragments. Journal of Bacteriology. 140 (1), 20-27 (1979).
- Michaelis, W., et al. Microbial reefs in the Black Sea fueled by anaerobic oxidation of methane. Science. 297 (5583), 1013-1015 (2002).
- Knittel, K., Lösekann, T., Boetius, A., Kort, R., Amann, R. Diversity and distribution of methanotrophic archaea at cold seeps. Applied and Environmental Microbiology. 71 (1), 467-479 (2005).
- Lin, X. -L., White, R. H. Occurrence of Coenzyme F420 and Its y-Monoglutamyl derivative in nonmethanogenic archaebacteria. Journal of Bacteriology. 168 (1), 444-448 (1986).
- Spang, A., et al. The genome of the ammonia-oxidizing Candidatus Nitrososphaera gargensis: insights into metabolic versatility and environmental adaptations. Environmental Microbiology. 14 (12), 3122-3145 (2012).
- Mand, T. D., Metcalf, W. W. Energy conservation and hydrogenase function in methanogenic archaea, in particular the genus Methanosarcina. Microbiology and Molecular Biology Reviews: MMBR. 83 (4), (2019).
- Lupa, B., Hendrickson, E. L., Leigh, J. A., Whitman, W. B. Formate-dependent H2 production by the mesophilic methanogen Methanococcus maripaludis. Applied and Environmental Microbiology. 74 (21), 6584-6590 (2008).
- Kulkarni, G., Mand, T. D., Metcalf, W. W. Energy conservation via hydrogen cycling in the methanogenic archaeon Methanosarcina barkeri. mBio. 9 (4), (2018).
- Purwantini, E., Gillis, T. P., Daniels, L. Presence of F420-dependent glucose-6-phosphate dehydrogenase in Mycobacterium and Nocardia species, but absence from Streptomyces and Corynebacterium species and methanogenic Archaea. FEMS Microbiology Letters. 146 (1), 129-134 (1997).
- Purwantini, E., Daniels, L. Purification of a novel coenzyme F420-dependent glucose-6-phosphate dehydrogenase from Mycobacterium smegmatis. Journal of Bacteriology. 178 (10), 2861-2866 (1996).
- McCormick, J. R. D., Morton, G. O. Identity of cosynthetic factor I of Streptomyces aureofaciens and fragment FO from coenzyme F420 of Methanobacterium species. Journal of the American Chemical Society. 104 (14), 4014-4015 (1982).
- Coats, J. H., Li, G. P., Kuo, M. -S. T., Yurek, D. A. Discovery, production, and biological assay of an unusual flavenoid cofactor involved in lincomycin biosynthesis. The Journal of Antibiotics. 42 (3), 472-474 (1989).
- Bown, L., Altowairish, M. S., Fyans, J. K., Bignell, D. R. D. Production of the Streptomyces scabies coronafacoyl phytotoxins involves a novel biosynthetic pathway with an F420 -dependent oxidoreductase and a short-chain dehydrogenase/reductase. Molecular Microbiology. 101 (1), 122-135 (2016).
- Gurumurthy, M., et al. A novel F(420) -dependent anti-oxidant mechanism protects Mycobacterium tuberculosis against oxidative stress and bactericidal agents. Molecular microbiology. 87 (4), 744-755 (2013).
- Greening, C., et al. Mycobacterial F420H2-dependent reductases promiscuously reduce diverse compounds through a common mechanism. Frontiers in Microbiology. 8, 1000 (2017).
- Mathew, S., Trajkovic, M., Kumar, H., Nguyen, Q. -T., Fraaije, M. W. Enantio- and regioselective ene-reductions using F420H2-dependent enzymes. Chemical Communications. 54 (79), Cambridge, England. 11208-11211 (2018).
- Ney, B., et al. Cofactor tail length modulates catalysis of bacterial F420-dependent oxidoreductases. Frontiers in Microbiology. 8, 1902 (2017).
- Grinter, R., et al. Cellular and structural basis of synthesis of the unique intermediate dehydro-F420-0 in mycobacteria. mSystems. 5 (3), (2020).
- Peck, M. W. Changes in concentrations of coenzyme F420 analogs during batch growth of Methanosarcina barkeri and Methanosarcina mazei. Applied and Environmental Microbiology. 55 (4), (1989).
- Gorris, L. G., vander Drift, C. Cofactor contents of methanogenic bacteria reviewed. BioFactors. 4 (3-4), Oxford, England. 139-145 (1994).
- Bair, T. B., Isabelle, D. W., Daniels, L. Structures of coenzyme F(420) in Mycobacterium species. Archives of Microbiology. 176 (1-2), 37-43 (2001).
- Portillo, M. C., Gonzalez, J. M. Moonmilk deposits originate from specific bacterial communities in Altamira Cave (Spain). Microbial Ecology. 61, (2011).
- Wagner, A. O., et al. Medium preparation for the cultivation of microorganisms under strictly anaerobic/anoxic conditions. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (150), e60155 (2019).
- Lackner, N., Hintersonnleitner, A., Wagner, A. O., Illmer, P. Hydrogenotrophic methanogenesis and autotrophic growth of Methanosarcina thermophila. Archaea. 2018 (5), 1-7 (2018).
- Wagner, A. O., Reitschuler, C., Illmer, P. Effect of different acetate: Propionate ratios on the methanogenic community during thermophilic anaerobic digestion in batch experiments. Biochemical Engineering Journal. 90, 154-161 (2014).
- Wagner, A. O., et al. Sample preparation, preservation, and storage for volatile fatty acid quantification in biogas plants. Engineering in Life Sciences. 17 (2), 132-139 (2017).
- Bashiri, G., Rehan, A. M., Greenwood, D. R., Dickson, J. M. J., Baker, E. N. Metabolic engineering of cofactor F420 production in Mycobacterium smegmatis. PloS one. 5 (12), 15803 (2010).
