Summary
En metod för utvinning av kofaktor F420 från rena kulturer optimerades för vätskekromatografisk separation och analys av F420 svanslängd i rena odlings- och miljöprover.
Abstract
Kofaktorn F420 spelar en central roll som hydridbärare i den primära och sekundära metabolismen av många bakteriella och ålderdomliga taxa. Kofaktorn är mest känd för sin roll i metanogenes, där den underlättar termodynamiskt svåra reaktioner. Eftersom polyglutamate svansen varierar i längd mellan olika organismer, kan längdprofilanalyser vara ett kraftfullt verktyg för att skilja och karakterisera olika grupper och vägar i olika livsmiljöer. Här beskriver protokollet extraktion och optimering av kofaktor F420 detektion genom att tillämpa solid fas extraktion i kombination med högpresterande vätskekromatografi analys oberoende av kulturella eller molekylära biologiska metoder. Metoden tillämpades för att få ytterligare information om uttrycket av kofaktor F420 från mikrobiella samhällen i jordar, anaeroba slam och rena kulturer och utvärderades genom spikningsexperiment. Därmed lyckades studien generera olika F420 svanslängdsprofiler för hydrogenotrofiska och acetoclasta metanogener i kontrollerade metanogena rena kulturer samt från miljöprover som anaerobt rötslam och jordar.
Introduction
F420 är en utbredd men ofta försummad kofaktor, som fungerar som en obligatorisk tvåelektronhydridbärare i primära och sekundära metaboliska processer av både Arkéer och Bakterier1,2. F420 är en 5-deazaflavin och strukturellt lik flavins, varigenom dess kemiska och biologiska egenskaper är mer jämförbara med NAD + eller NADP +. På grund av substitutionen av kväve med kol vid position 5 i isoalloxazinringen är det ett starkt reduktant, vilket uppvisar en låg standard redox potential på -340 mV1,3. F420 består av en 5-deazaflavin ring och en 2-phospho-L-laktat linker (F420-0). En oligoglutamat svans som innehåller n +1 glutamat monomerer kan fästas på molekylen (F420-n+1)4.
Under lång tid har kofaktorn F420 endast associerats med Archaea och Actinobacteria. Detta har till stor del omkullkastats. Nyligen genomförda analyser visade att F420 distribueras mellan olika anaeroba och aeroba organismer av phyla Proteobacteria, Chloroflexi och potentiellt Firmicutes som bor i en myriad av livsmiljöer som jordar, sjöar och den mänskliga tarmen1,5. År 2019 visade Braga et al.6 att proteobakterien Paraburkholderia rhizoxinica producerar ett unikt F420-derivat, innehållande ett 3-fosfosfolat istället för en 2-phossfolactate svans, som kan vara utbredd i olika livsmiljöer. Inom området Archaea har F420 hittats i flera härstamningar, inklusive mekanogen7, methanotrofisk8,9 och sulfatreducerande order10, och är tänkt att produceras i Thaumarchaeota11. F420 är mest känd som en viktig redox coenzyme i hydrogenotrofisk och metotrofisk metanogenes. Den reducerade formen av F420 (F420H2) fungerar som elektrondonator för minskning av metylenetrahydrometanopterin (metylen-H4MPT, Mer) och methenyl-H4MPT12,13. Det kan också användas som elektronbärare i H2-oberoende elektrontransportvägar för metanogener som innehåller cytokromer12,14. Dessutom har den oxiderade formen av F420 en karakteristisk blågrön fluorescens vid excitation vid 420 nm, vilket underlättar detektion av metanogener mikroskopiskt (figur 1). På grund av sin låga redoxpotential underlättar F420 i) den exogena minskningen av ett brett spektrum av annars motsträviga eller giftiga organiska föreningar, ii) syntes av tetracyklin- och linkosamidantibiotika eller fytotoxiner i streptomyceter (fylum Actinobacteria) och iii) resistens mot oxidativ eller nitrosativ stress eller andra ogynnsamma förhållanden i mykobakterier (fylum Actinobacteria)1,5, 16,17,18,19,20,21,22. Följaktligen är F420-beroende oxidoreduktaser lovande biokatalysanter för industriella och farmaceutiska ändamål samt för bioremediation av förorenade miljöer1,23. Trots dessa senaste resultat är de exakta rollerna för kofaktorn F420 fortfarande marginellt kända i Actinobacteria eller annan bakteriell phyla.
Det finns minst tre vägar för F420 biosyntes2,6,24. I början delas biosyntesvägen upp i en 5-deazaflavin biosyntes och en 2-fosfolactate metabolism gren. Den reaktiva delen av F420-molekylen syntetiseras via FO-syntas med hjälp av substraten tyrosin och 5-amino-6-ribitylamino-2,4(1H, 3H)-pyrimidinedion. Resultatet är riboflavin nivå kromofor FO. Inom den för närvarande accepterade laktatmetabolismgrenen fosforyleras L-laktat till 2-fosfato-L-laktat av en L-laktatkinas (CofB); 2-fosfatfos-L-laktat, i sin tur, är guanylerad till L-lactyl-2-diphospho-5'-guanosin av 2-phospho-L-laktat guanylyltransferase (CofC). I nästa steg är L-lactyl-2-diphospho-5'-guanosin kopplad till FO genom en 2-phospho-L-laktattransferas (CofD) för att bilda F420-02. Slutligen ligates enzymet F420-0:ķ-glutamyl ligase (CofE) glutamatmonomerer till F420-0 och bildar den slutliga kofaktorn6 i varierande antal23,25. Olika organismer uppvisar olika mönster i antalet bifogade glutamatrester, med kortare svansar som finns för metanogener än i mykobakterier2,25,26. I allmänhet visar metanogener svanslängder från två till tre, med upp till fem i acetoclastic methanogen, Methanosarcina sp., medan svanslängder som finns i Mycobacterium sp. varierade från fem till sju glutamatrester2,25,26,27. De senaste resultaten visade dock att långkedjiga F420 binder till F420-beroende oxidoreduktaser med högre affinitet än kortkedjiga F420. Dessutom ökar den bundna långkedjiga F420 substrattillhörigheten men minskar omsättningshastigheten för respektive enzymer23.
Detektion av kofaktor F420 baseras ofta på dess fluorescens. Därmed separerades dess oligo glutamat derivat med hjälp av omvänd fas (RP)-HPLC27,28. Nyligen använde Ney et al. tetrabutylammoniumhydroxid som ett jonparningsreagens för den negativt laddade glutamat svansen för att förbättra separationen på RP-HLPC framgångsrikt5. Här presenterar vi en metod för beredning av prover, efterföljande lys, extraktion, rening, separation och kvantifiering av kofaktor F420 inte bara från rena kulturer utan också från olika miljöprover (dvs. jordar och rötslam).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
OBS: Extraktion och analys av kofaktor F420 är en trestegsprocess inklusive provlys, kofaktorförrening via fast fasextraktion (SPE) och kofaktordetektering via jonkopplad RP-HPLC (IP-RP-HPLC) med fluorescensdetektering. Förbered före start material och reagenser enligt tabell 1.
1. Provlys
- Tillsätt upp till 5 g prov till lämpliga rör (t.ex. 50 ml koniska rör).
- Tillsätt 5 ml lysbuffert (2x lagerlösning, tabell 1) till proverna.
- Ta till en slutlig volym på 10 ml med destillerat vatten för att nå en slutlig koncentration på 0,5 g·mL-1.
- Virvel de utspädda proverna i 20 s.
- Autoklav i 30 min vid 121 °C.
- För torra prover som skogsjord, ta till en slutlig volym på 20 ml med destillerat vatten efter autoklavering och virvla det utspädda provet.
VARNING: Temperaturökning under autoklavering kan leda till att rören spricker.
2. Förrening av kofaktorn F 420 via extraktion av fasta faser (SPE)
OBS: Alla steg i SPE utförs i rumstemperatur
- Kyl ner proverna till rumstemperatur.
- Centrifugera de autoklaverade proverna i 5 min vid 11 000 x g.
- Förbered 5 ml SPE-kolonner fyllda med 100 mg svag anjonspolysisk sorbent i blandat läge.
- Konditionera anjonväxlaren med 3 ml metanol (villkorslösning, tabell 1).
- Balansera anjonväxlaren med 3 ml destillerat vatten (jämviktslösning, tabell 1).
- Ladda upp till 9,0 ml supernatant från den centrifugerade lysat på SPE-kolonnen.
- Tvätta bort orenheter med 5 ml ammoniumacetat på 25 mM (SPE tvättlösning 1, tabell 1).
- Tvätta bort orenheter med 5 ml metanol (SPE tvättlösning 2, tabell 1).
- Elute kofaktorn F420 i 1,0 ml elutionsbuffert (tabell 1).
OBS: Förbered färsk elutionsbuffert. På grund av det applicerade vakuumet och elutionsbuffertens höga ångtryck kan elutionsvolymerna skilja sig från prov till prov. För att säkra samma slutliga volym i alla prover rekommenderas att man väger uppsamlingskärlen före och efter elutionen och beräknar den effektiva elutionsvolymen. Balansera skillnaderna med tillsats av elutionsbuffert.
3. Detektion av kofaktorn F420
- Ställ in ugnen på 40 °C och fluorescensdetektorn på 420 nm utdöendevåglängd och 470 nm emissionsvåglängd. Uppnå separation via övertoningsläge med hjälp av mobilfaserna A och B (tabell 1): 0-3 min: 26% B; 3-24 min: 26%-50% B; 24-25 min: 50% B; 25-27 min: 50%-26% B; 27-35 min: 26% B med en flödeshastighet på 0,75 mL·min-1.
OBS: Garantera jämvikt av kolonnförhållandena innan prover injiceras genom att spola kolonnen minst med 3 kolonnvolymer på 74 % mobil fas A och 26 % mobil fas B (tabell 1).- Filtrera de eluterade proverna från SPE till HPLC-injektionsflaska med hjälp av ett PTFE-filter med en porstorlek på 0,22 μm.
OBS: PTFE-filter med en porstorlek på 0,22 μm rekommenderas. - Injicera 50 μL av det eluterade provet på HPLC-systemet för att analysera kofaktor f420 sammansättning och koncentration.
OBS: Eftersom ingen kvantitativ standard används i detta protokoll måste prover och varianter jämföras med toppområde.
- Filtrera de eluterade proverna från SPE till HPLC-injektionsflaska med hjälp av ett PTFE-filter med en porstorlek på 0,22 μm.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Rena kulturer av Methanosarcina thermophila och Methanoculleus thermophilus, båda termofila methanogenic Archaea, odlades i lämpliga medier som beskrivits tidigare29,30. För Methanosarcina thermophila användes metanol som energikälla, medan Methanoculleus thermophilus odlades på H2/CO2. Tillväxten kontrollerades genom mikroskopisk utvärdering, medan aktiviteten undersöktes genom mätning av metan (CH4) genom gaskromatografi som beskrivits tidigare31. Rena kulturer användes för extraktion av kofaktor F420 enligt det presenterade protokollet. Dessutom togs miljöprover, inklusive prover från ett mesofilt biogasreaktorslam (avloppsreningsverk, Zirl, Österrike; för detaljer om slamparametrar, en jordbruksanvänd äng (Innsbruck, Österrike) och skogsjord (Lans, Österrike) hösten 2020 för utvinning och analys av kofaktor F420.
Tillväxten av rena kulturer har verifierats genom mikroskopi (figur 1), med den producerade CH4 analyseras via gaskromatografi under 14 dagars inkubation (data visas inte). Effektiviteten av kofaktor F420 extraktion från rena kulturer testades genom att tillämpa olika sönderfallsstrategier: beat-beating med 0,5-1,0 mm keramiska beats, ultraljud behandling och tryck-temperatur sönderfall med 121 °C och 1,2 bar tryck (autoklavering). Maximal extraktionseffektivitet blev uppenbar med hjälp av trycktemperaturbehandling med tillämpning av en buffert enligt beskrivningen i protokollavsnittet och tillämpades därmed ytterligare för alla efterföljande experiment (figur 2). Extraktionseffektivitet tester utfördes via standard tillägg av olika volymer av en väl växande Methanoculleus thermophilus kultur. Dessutom baserades jämförelsen mellan olika prover och varianter på toppområde från kromatogram.
Därefter utsattes cellextrakt för en solid fas extraktion (SPE) förfarande. För detta ändamål testades olika jonväxlare. Det visade sig att en svag anjon blandad-läge polymera sorbent gav den högsta mängden kofaktor F420 efter elution. Dessutom testades olika elutionsbuffertar och tvättlösningar och visade de bästa resultaten för 25 mM ammoniumacetat som tvättbuffert och en blandning av NH3 i metanol som en elutionsbuffert. Metanol från elutionsteget kunde bytas ut efter elution med vatten via en vakuumtemperaturbehandling.
HPLC-analys av kofaktor F420 testades med olika C18-kolumner med bästa resultat för systemkonfigurationen som uppnåddes under den presenterade studien med en NX C18-kolumn. En standard som innehåller en känd fördelning av F420-härledningar med varierande glutamat svanslängd användes för referensändamål. Denna standard tillhandahölls vänligt av prof. Colin Jackson från Australian National University. Analys av glutamat svanslängd visade skillnader i den totala koncentrationen av kofaktor F420 och fördelningen av F420 svanslängd av metanogena rena kulturer och miljöprover (figur 3).
| Buffert | Sammansättning |
| Lysbuffert (2x lagerlösning) | 200 mM kaliumdihydrogenfosfat (KH2PO4) 50 mM etylendiamintetraättiksyra (EDTA) 1% (w/v) polysorbat 80 (Interpolering 80) justeras till pH 7,0 med 5 M natriumhydroxidlösning |
| SPE-konditioneringslösning | Metanol (HPLC-klass) |
| LÖSNING FÖR SPE-jämvikt | Destillerat vatten 0,2 μm filtrerat |
| SPE tvättlösning 1 | 25 mM ammoniumacetat |
| SPE tvättlösning 2 | Metanol (HPLC-klass) |
| SPE elution buffert | 2% (v/v) ammoniak i metanol genom utspädning av 20–25% vattenhaltig ammoniaklösning i metanol |
| HPLC mobil fas A | 10 mM tetrabutylammoniumhydroxid (TBAH) 20 mM di-ammonium vätefosfat ((NH4)2HPO4) justerat till pH 7,0 med 85 % fosforsyra |
| HPLC mobil fas B | Acetonitril (HPLC-klass) |
Tabell 1: Buffert- och mobilfassammansättning för spe-analys (solid fas) och HPLC-
Figur 1: Fluorescerande metanogen ren kultur. Visualisering av Methanosarcina thermophila via (A) faskontrastmikroskopi och via (B) fluorescensmikroskopi när kofaktor F420 är upphetsad med UV-ljus (excitation vid 395-440 nm och emission vid 475-495 nm). Skalningslist: 10 μm. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 2: Standardtillägg. Toppområde av återvunnen kofaktor F420 efter SPE från 1,0 g matris spetsad med olika volymer av M. thermophilus kulturer. Matrisen ändrades med 0 μL, 250 μL, 500 μL, 750 μL och 1000 μL kultur och utsattes för olika sönderfallsstrategier: beat-beating, ultraljud behandling och tryck-temperatur sönderfall (autoclaving). Klicka här för att se en större version av den här figuren.
Bild 3: Glutamat svanslängd fördelning. Cofactor F420 svanslängd fördelning av rena kulturer och miljöprover. Från topp till botten: jordbruksbrukad äng (jord), skog (jord), mesofil biogasreaktor, ren kultur av M. thermophilus och ren kultur av M. thermophila. Relativ absorbans beräknades genom normalisering på den högsta toppen inom det visade kromatogrammet. Klicka här för att se en större version av den här figuren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
För utvärdering av kofaktor F420 från methanogenic rena kulturer kan en mikroskopisk utvärdering utföras för att visualisera tillväxt och aktivitet (fluorescensmikroskopi) av de berörda mikroorganismerna (figur 1). För prover som härrör från naturliga miljöer är användningen av mikroskopi för att detektera eller kvantifiera F420 begränsad på grund av störningar med andra fluorescerande mikroorganismer, organiska och oorganiska partiklar. I detta sammanhang kan extraktion av F420 och efterföljande fluorometriska analyser med HPLC, som beskrivits tidigare5, inte bara ge information om den totala koncentrationen av kofaktor F420 utan också om polygutamat svanslängdsfördelning.
För extraktion av kofaktor F420 visade sig en trycktemperaturbehandling vara mycket effektiv (figur 2) och överensstämmer med de tidigare resultaten5,27,33. Genom denna metod och tillämpning av ett fosfatbuffertlyssystem inklusive EDTA och polysorbat erhölls de högsta koncentrationerna av kofaktor F420 från metanogena rena kulturer som innehåller höga koncentrationer av faktorn. Dessutom (och i jämförelse med de andra testade cellstörningsmetoderna) är trycktemperaturbehandlingen lätt att tillämpa och materialbesparande.
SPE utfördes för att möjliggöra en hplc-analys nedströms som syftade till bestämning av kofaktor F420 polyglutamate svanslängdsfördelning i ett prov. Bland olika jonväxlare visade en svag anjonsblandat polymersobent den bästa prestandan och möjliggör effektiv bindning av kofaktorn F420 till matrisen för tvättändamål samt dess efterföljande avlägsnande från extraktionsmatrisen efter att ha tvättat bort oönskade biprodukter. För detta ändamål visade sig grundläggande metanol vara bäst.
Med den presenterade metoden kunde olika rena kulturer och miljöprover analyseras reproducerbart avseende kofaktor F420 (figur 3). Även prover som jordar eller slam som innehåller en hög andel oönskade biprodukter kunde analyseras enligt det presenterade förfarandet. Därför genomfördes nedströmsanalys via HPLC framgångsrikt för att analysera den totala koncentrationen av F420 och längdfördelningen av polyglutamate svansar av F420 derivat. Upptäckten av höga halter av F420 i jord och andra prover stöder Ney et el.5, som föreslog att kofaktorn är utbredd i aeroba jordbakterier baserat på genomisk och metagenomisk analys.
Sammanfattningsvis är detta det första protokollet som syftar till att utvinna och analysera kofaktor F420 inte bara från rena kulturer utan också från miljöprover som jord eller slam. Det mest kritiska steget för att utvinna F420 från miljöprover är det SPE som behövs för förrensning av lysater för efterföljande HPLC-analys. Det presenterade protokollet kommer att vara till hjälp för framtida projekt för att avslöja F420 :s roll i olika miljöer och bioprocesser.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna har inget att avslöja.
Acknowledgments
Vi tackar tacksamt prof. Colin Jackson för stödet med renad kofaktor F420. Denna forskning stöddes av Tyrolska vetenskapsfonden (TWF) och Universität Innsbruck (Publikationsfonds). Vi är mycket medvetna om stödet från GPS, HK, SB, GG och HB.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Autoclave | |||
| Biocompatible HPLC system equipped with gradient modul, oven and fluorescence detector | Shimadzu | HPLC system | |
| Centrifuge and rotor for 50 mL “Falcon” tubes (11.000 rcf) and appropriate tubes | |||
| HPLC Column: Gemini NX C18, 5 μm, 150 x 3 mm | Phenomenex | HPLC column | |
| PTFE filter (pore size 0.22 µm) to remove particulate matter prior HPLC analysis | |||
| Resin for SPE: Strata-X-AW 33 μm as weak anion mixed-mode polymeric sorbent | Phenomenex | weak anion mixed-mode polymeric sorbent | |
| Vacuum manifold for SPE and appropriate collection tubes | SPE equipment | ||
| Vortex mixer |
References
- Greening, C., et al. Physiology, biochemistry, and applications of F420- and Fo-dependent redox reactions. Microbiology and Molecular Biology Reviews: MMBR. 80 (2), 451-493 (2016).
- Bashiri, G., et al. A revised biosynthetic pathway for the cofactor F420 in prokaryotes. Nature Communications. 10 (1), 451 (2019).
- Grinter, R., Greening, C. Cofactor F420: an expanded view of its distribution, biosynthesis, and roles in bacteria and archaea. FEMS Microbiology Reviews. , (2021).
- Eirich, L. D., Vogels, G. D., Wolfe, R. S. Proposed structure for coenzyme F 420 from methanobacterium. Biochemistry. 17 (22), 4583-4593 (1978).
- Ney, B., et al. The methanogenic redox cofactor F420 is widely synthesized by aerobic soil bacteria. The ISME Journal. 11 (1), 125-137 (2017).
- Braga, D., et al. Metabolic pathway rerouting in Paraburkholderia rhizoxinica evolved long-overlooked derivatives of coenzyme F420. ACS Chemical Biology. 14 (9), 2088-2094 (2019).
- Eirich, L. D., Vogels, G. D., Wolfe, R. S. Distribution of coenzyme F420 and properties of its hydrolytic fragments. Journal of Bacteriology. 140 (1), 20-27 (1979).
- Michaelis, W., et al. Microbial reefs in the Black Sea fueled by anaerobic oxidation of methane. Science. 297 (5583), 1013-1015 (2002).
- Knittel, K., Lösekann, T., Boetius, A., Kort, R., Amann, R. Diversity and distribution of methanotrophic archaea at cold seeps. Applied and Environmental Microbiology. 71 (1), 467-479 (2005).
- Lin, X. -L., White, R. H. Occurrence of Coenzyme F420 and Its y-Monoglutamyl derivative in nonmethanogenic archaebacteria. Journal of Bacteriology. 168 (1), 444-448 (1986).
- Spang, A., et al. The genome of the ammonia-oxidizing Candidatus Nitrososphaera gargensis: insights into metabolic versatility and environmental adaptations. Environmental Microbiology. 14 (12), 3122-3145 (2012).
- Mand, T. D., Metcalf, W. W. Energy conservation and hydrogenase function in methanogenic archaea, in particular the genus Methanosarcina. Microbiology and Molecular Biology Reviews: MMBR. 83 (4), (2019).
- Lupa, B., Hendrickson, E. L., Leigh, J. A., Whitman, W. B. Formate-dependent H2 production by the mesophilic methanogen Methanococcus maripaludis. Applied and Environmental Microbiology. 74 (21), 6584-6590 (2008).
- Kulkarni, G., Mand, T. D., Metcalf, W. W. Energy conservation via hydrogen cycling in the methanogenic archaeon Methanosarcina barkeri. mBio. 9 (4), (2018).
- Purwantini, E., Gillis, T. P., Daniels, L. Presence of F420-dependent glucose-6-phosphate dehydrogenase in Mycobacterium and Nocardia species, but absence from Streptomyces and Corynebacterium species and methanogenic Archaea. FEMS Microbiology Letters. 146 (1), 129-134 (1997).
- Purwantini, E., Daniels, L. Purification of a novel coenzyme F420-dependent glucose-6-phosphate dehydrogenase from Mycobacterium smegmatis. Journal of Bacteriology. 178 (10), 2861-2866 (1996).
- McCormick, J. R. D., Morton, G. O. Identity of cosynthetic factor I of Streptomyces aureofaciens and fragment FO from coenzyme F420 of Methanobacterium species. Journal of the American Chemical Society. 104 (14), 4014-4015 (1982).
- Coats, J. H., Li, G. P., Kuo, M. -S. T., Yurek, D. A. Discovery, production, and biological assay of an unusual flavenoid cofactor involved in lincomycin biosynthesis. The Journal of Antibiotics. 42 (3), 472-474 (1989).
- Bown, L., Altowairish, M. S., Fyans, J. K., Bignell, D. R. D. Production of the Streptomyces scabies coronafacoyl phytotoxins involves a novel biosynthetic pathway with an F420 -dependent oxidoreductase and a short-chain dehydrogenase/reductase. Molecular Microbiology. 101 (1), 122-135 (2016).
- Gurumurthy, M., et al. A novel F(420) -dependent anti-oxidant mechanism protects Mycobacterium tuberculosis against oxidative stress and bactericidal agents. Molecular microbiology. 87 (4), 744-755 (2013).
- Greening, C., et al. Mycobacterial F420H2-dependent reductases promiscuously reduce diverse compounds through a common mechanism. Frontiers in Microbiology. 8, 1000 (2017).
- Mathew, S., Trajkovic, M., Kumar, H., Nguyen, Q. -T., Fraaije, M. W. Enantio- and regioselective ene-reductions using F420H2-dependent enzymes. Chemical Communications. 54 (79), Cambridge, England. 11208-11211 (2018).
- Ney, B., et al. Cofactor tail length modulates catalysis of bacterial F420-dependent oxidoreductases. Frontiers in Microbiology. 8, 1902 (2017).
- Grinter, R., et al. Cellular and structural basis of synthesis of the unique intermediate dehydro-F420-0 in mycobacteria. mSystems. 5 (3), (2020).
- Peck, M. W. Changes in concentrations of coenzyme F420 analogs during batch growth of Methanosarcina barkeri and Methanosarcina mazei. Applied and Environmental Microbiology. 55 (4), (1989).
- Gorris, L. G., vander Drift, C. Cofactor contents of methanogenic bacteria reviewed. BioFactors. 4 (3-4), Oxford, England. 139-145 (1994).
- Bair, T. B., Isabelle, D. W., Daniels, L. Structures of coenzyme F(420) in Mycobacterium species. Archives of Microbiology. 176 (1-2), 37-43 (2001).
- Portillo, M. C., Gonzalez, J. M. Moonmilk deposits originate from specific bacterial communities in Altamira Cave (Spain). Microbial Ecology. 61, (2011).
- Wagner, A. O., et al. Medium preparation for the cultivation of microorganisms under strictly anaerobic/anoxic conditions. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (150), e60155 (2019).
- Lackner, N., Hintersonnleitner, A., Wagner, A. O., Illmer, P. Hydrogenotrophic methanogenesis and autotrophic growth of Methanosarcina thermophila. Archaea. 2018 (5), 1-7 (2018).
- Wagner, A. O., Reitschuler, C., Illmer, P. Effect of different acetate: Propionate ratios on the methanogenic community during thermophilic anaerobic digestion in batch experiments. Biochemical Engineering Journal. 90, 154-161 (2014).
- Wagner, A. O., et al. Sample preparation, preservation, and storage for volatile fatty acid quantification in biogas plants. Engineering in Life Sciences. 17 (2), 132-139 (2017).
- Bashiri, G., Rehan, A. M., Greenwood, D. R., Dickson, J. M. J., Baker, E. N. Metabolic engineering of cofactor F420 production in Mycobacterium smegmatis. PloS one. 5 (12), 15803 (2010).
